Anestesi og intubasjon av preadolescent musevalper for kardiotorakisk kirurgi
Summary
Kardiotorakiske kirurgiske modeller hos mus >7 dager gamle krever intubasjon, men dette er utfordrende for preadolescent (8-14 dager gamle) musevalper, og det er lite informasjon om bedøvelsesregimer for intubasjon. Her presenterer vi doseringsregimer av ketamin/xylazin/atropin hos 10 dager gamle C57BL/6J musevalper som tillater endotrakeal intubasjon, samtidig som dyredødeligheten minimeres.
Abstract
Murine kirurgiske modeller spiller en viktig rolle i preklinisk forskning. Mekanistisk innsikt i myokardregenerering etter hjerteskade kan oppnås fra kardiotorakiske kirurgimodeller hos 0-14 dager gamle mus, hvor kardiomyocytter, i motsetning til voksne, beholder proliferativ kapasitet. Musunger opptil 7 dager gamle immobiliseres effektivt av hypotermi og krever ikke intubasjon for kardiotorakisk kirurgi. Preadolescent (8-14 dager gamle) musevalper krever imidlertid intubasjon, men dette er utfordrende og det er lite informasjon om anestesi for å lette intubasjon. Her presenterer vi doseringsregimer av ketamin/xylazin/atropin hos 10 dager gamle C57BL/6J musevalper som tillater endotrakeal intubasjon, samtidig som dyredødeligheten minimeres. Empirisk titrering av doseringsregimene ketamin/xylazin/atropin til kroppsvekt indikerte at responsen på anestesi hos museavkom med ulik vekt var ikke-lineær, hvor doser på 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg og 50/6/0,18 mg/kg lettet intubasjon av avkom som veide mellom 3,15-4,49 g (n = 22), 4,50-5,49 g (n = 20) og 5,50-8,10 g (n = 20), henholdsvis. Avkom med lavere kroppsvekt krevde flere intubasjonsforsøk enn tyngre avkom (p < 0,001). Overlevelse etter intubasjon korrelerte med kroppsvekt (59 %, 70 % og 80 % for henholdsvis lav-, mellom- og høyvektige grupper, R2 = 0,995). Ved hjerteinfarktkirurgi etter intubasjon ble kirurgisk anestesiplan indusert med 4,5 % isofluran i 100 % oksygen og opprettholdt med 2 % isofluran i 100 % oksygen. Overlevelsen etter operasjonen var lik for de tre vektgruppene hos 92 %, 86 % og 88 % (p = 0,91). Sammen med forbedringer i dyrehåndteringspraksis for intubasjon og kirurgi, og minimering av kannibalisering av dammen etter kirurgi, korrelerte total overlevelse for hele prosedyren (intubasjon pluss kirurgi) med kroppsvekt (henholdsvis 55%, 60% og 70% for lav-, mellom- og høyvektsgrupper, R2 = 0,978). Gitt vanskelighetene med intubasjon av 10 dager gamle valper og tilhørende høy dødelighet, anbefaler vi at kardiotorakisk kirurgi hos 10 dager gamle valper begrenses til valper som veier minst 5,5 g.
Introduction
Murine modeller er uvurderlige verktøy i preklinisk kardiotorakisk forskning, særlig på grunn av hvor enkelt genetisk utviklede muselinjer kan genereres, og også hvor enkelt musene kan manipuleres kirurgisk for å gi patologiske sykdomsmodeller for å tillate for eksempel studiet av myokardregenerering etter hjerteskade1 . I denne forbindelse er det av interesse at, i motsetning til voksne mus der kardiomyocytter har trukket seg fra cellesyklusen, repareres 0-2 dager gamle neonatale musehjerter med minimal arrdannelse etter apikal reseksjon eller induksjon av hjerteinfarkt 2,3,4. I motsetning til dette regenererer 7 dager gamle neonatale hjerter ufullstendig med en høyere forekomst av arrdannelse 2,3. Siden kardiomyocytter i toppunktet i venstre ventrikkel beholder proliferativ kapasitet i opptil 2 uker etter fødselen, kan mekanistiske studier av regenerering etter hjerteskade hos 0-14 dager gamle mus være informative for å identifisere terapeutiske mål for regenerering av det skadede voksne hjertet5.
Utviklingen av musemodeller av hjerteskade innebærer kirurgisk manipulasjon under anestesi. Dette krever at thoraxen åpnes for å få tilgang til hjertet, som generelt krever intubasjon og mekanisk ventilasjon. Musens belastning, kroppsvekt og alder påvirker følsomheten for anestetika6. Voksne mus kan bedøves med et bredt spekter av midler, et vanlig regime for intubasjon er ketamin / xylazin / atropin ved 100/13/0,5 mg / kg 6,7. Neonatale mus (0-7 dager gamle) mangler en sentralisert smerterefleks, og kan effektivt immobiliseres på is og underkastes kirurgi uten intubasjon 6,8,9. Preadolescent (8-14 dager gamle) musevalper kan ikke bedøves med hypotermi 9,10; De krever intubasjon for kardiotorakisk kirurgi. Det er ingen tidligere studier på kardiotorakisk kirurgi hos preadolescent mus mindre enn 14 dager gammel. Vår erfaring er at intubasjon av isofluranbedøvede preadolescent mus under 14 dager er vanskelig. Anbefalt injiserbart bedøvelsesregime rapportert for mus eldre enn 7 dager er 50-150 mg / kg ketamin og 5-10 mg / kg xylazin10. Preadolescent mus utvikler seg fortsatt nevrologisk, og deres respons på narkotika og stoffskifte er svært forskjellig fra voksne dyr6. Dette utgjør økt risiko for ubalanse mellom væske, elektrolytt og syrebase, samt hypoglykemi og hypotermi på grunn av ikke bare deres høye metabolske hastighet, som raskt tømmer deres begrensede energilagre, men også på grunn av deres termoregulatoriske umodenhet 6,11,12. Dermed er det lite informasjon om bedøvelsesregimer som både letter intubasjon og maksimerer overlevelsen av preadolescent mus.
Her titrerte vi empirisk doseringsregimer av ketamin/xylazin/atropin hos 10 dager gamle C57BL/6J musevalper som varierte i vekt fra 3-8 g for å oppnå et anestesiplan som er tilstrekkelig til å muliggjøre endotrakeal intubasjon for påfølgende kardiotorakisk kirurgi, samtidig som dyredødeligheten ble minimert. Vi forbedret også dyrehåndteringspraksis for å redusere dødeligheten fra intubasjon, kirurgi og postoperativ mors kannibalisme.
Protocol
Representative Results
Discussion
Foreløpig finnes det ingen veldokumenterte metoder for anestesi og intubasjon av 10 dager gamle mus for kardiotorakisk kirurgi. For dette formålet har vi titrert doseringsregimene ketamin/xylazin/atropin til kroppsvekt, hvor doser på henholdsvis 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg og 50/6/0,18 mg/kg gjorde det lettere å intubere avkom med lav (3,15-4,49 g), middels (4,50-5,49 g) og høy (5,50-8,10 g) kroppsvekt. Overlevelse etter intubasjon korrelerte med kroppsvekt (59 %, 70 % og 80 % for henholdsvis lav-, mellom- og h…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dette arbeidet ble støttet av NHMRC Program Grant [ID 1074386], et Leducq Transatlantic Network of Excellence in Cardiovascular Research-stipend [RMG], og et tilskudd fra RT Hall Trust [RMG & SEI].
Materials
| Atipamezole (Antisedan) | Provet (NSW) Pty Ltd | ATIP I | |
| Atropine 600 mcg/mL | Clifford Hallam Healthcare Pty Ptd | 1957699 PFIZER-0143386 | |
| Betadine | Livingstone International | BU0520 | |
| Buprenorphine (Temgesic) | Provet (NSW) Pty Ltd | TEMG I | |
| Fiber-optic light | Leica | 3011350 | CLS 150X |
| GraphPad Prism | GraphPad Software, LLC | Version 9.1.2 | |
| Intubation platform | – | – | Any sturdy box (e.g. plastic tip box) with approximate dimensions 12 (L) x 8.5 x (W) x 7.5 cm (H) |
| Isoflurane | Provet (NSW) Pty Ltd | ISOF 07 | |
| Ketamine 100 mg/mL | Provet (NSW) Pty Ltd | KETAI1 | |
| Plastic intravenous cannula 24-gauge Polywin Safety | BD Insyte | CE0086 | 19 mm length of plastic tubing (0.7 mm outer diameter) attached to a 21mm plastic female luer lock adaptor; total volume of annula 130 μL |
| Single lumen polyethylene tube | Critchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSW | Outer diameter 0.61 mm, inner diameter 0.28 mm | |
| Small forceps | F.S.T. | NO 11051-10 | |
| Surgical microscope (camera optional) | Leica | M651 (Leica IC80 HD camera) | 10x and 16x objective |
| Suture 7-0 prolene | Ethicon | 8708H | |
| Suture 9-0 polypropylene monofilament | Ethicon | 2813 | |
| V-1 Tabletop with Active Scavenging isoflurane anesthesia systm | VetEquip | 901820 | |
| Vented 2-Liter plexiglass induction chamber | VetQuip Pty Ltd | 942102 | 25 cm (L) x 13 cm (W) x 11 cm (H) |
| Warming lamp | Brilant Lighting | 99223 | |
| Xylazine | Provet (NSW) Pty Ltd | XYLA Z 2 |
Riferimenti
- Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).
- Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
- Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
- Naqvi, N., et al. A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number. Cell. 157 (4), 795-807 (2014).
- Bogush, N., et al. DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling. Scientific Reports. 10 (1), 21918 (2020).
- Flecknell, P. . Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition. , (2009).
- Iismaa, S. E., et al. Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6114 (2018).
- Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
- . Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats Available from: https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/ (2019)
- . Mouse-Specific Anesthesia Guidance Available from: https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf (2019)
- Paddleford, R. . Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition. , (2000).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
- Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice. Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).
- Lim, R., et al. Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography. Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755 (2014).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Du, X. -. J., Gao, X., Ramsey, D. Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse. Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).
- Wu, J., et al. Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery. Research Square. , (2021).
- Silver, L. M. Mouse Genetics: Concepts and Applications. Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).
- West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 2473-2478 (2002).
- Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver. International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).
- Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).
