Schweinelebertransplantation ohne veno-venösen Bypass als erweitertes Kriterien-Spendermodell
Summary
In diesem Protokoll wird ein Modell der porcinen orthotopen Lebertransplantation nach statischer Kältelagerung von Spenderorganen für 20 h ohne Verwendung eines veno-venösen Bypasses während der Anpflanzung beschrieben. Der Ansatz verwendet eine vereinfachte Operationstechnik mit Minimierung der anhepatischen Phase und ausgefeiltem Volumen- und Vasopressormanagement.
Abstract
Die Lebertransplantation gilt als Goldstandard für die Behandlung einer Vielzahl tödlicher Lebererkrankungen. Ungelöste Probleme des chronischen Transplantatversagens, des anhaltenden Organspendermangels und des verstärkten Einsatzes marginaler Transplantate erfordern jedoch die Verbesserung aktueller Konzepte, wie z.B. die Implementierung der Organmaschinenperfusion. Um neue Methoden der Transplantataufbereitung und -modulation zu evaluieren, sind translationale Modelle erforderlich. In Bezug auf anatomische und physiologische Ähnlichkeiten mit dem Menschen und die jüngsten Fortschritte auf dem Gebiet der Xenotransplantation sind Schweine zur wichtigsten großen Tierart geworden, die in Transplantationsmodellen verwendet wird. Nach der ersten Einführung eines porcinen orthotopen Lebertransplantationsmodells durch Garnier et al. im Jahr 1965 wurden in den letzten 60 Jahren mehrere Modifikationen veröffentlicht.
Aufgrund spezifischer anatomischer Merkmale wird ein veno-venöser Bypass während der anhepatischen Phase als Notwendigkeit angesehen, um Darmstauung und Ischämie zu reduzieren, was zu hämodynamischer Instabilität und perioperativer Mortalität führt. Die Umsetzung einer Umgehung erhöht jedoch die technische und logistische Komplexität des Verfahrens. Darüber hinaus wurden zuvor über damit verbundene Komplikationen wie Luftembolien, Blutungen und die Notwendigkeit einer gleichzeitigen Splenektomie berichtet.
In diesem Protokoll beschreiben wir ein Modell der porcinen orthotopen Lebertransplantation ohne die Verwendung eines veno-venösen Bypasses. Die Transplantation der Spenderleber nach statischer Kältelagerung von 20 h – unter Simulation erweiterter Kriterien für Spenderbedingungen – zeigt, dass dieser vereinfachte Ansatz ohne signifikante hämodynamische Veränderungen oder intraoperative Mortalität und mit regelmäßiger Aufnahme der Leberfunktion (definiert durch Gallenproduktion und leberspezifischen CYP1A2-Metabolismus) durchgeführt werden kann. Der Erfolg dieses Ansatzes wird durch eine optimierte Operationstechnik und ein ausgeklügeltes anästhesiologisches Volumen- und Vasopressormanagement sichergestellt.
Dieses Modell sollte von besonderem Interesse für Arbeitsgruppen sein, die sich auf den unmittelbaren postoperativen Verlauf, Ischämie-Reperfusionsverletzungen, damit verbundene immunologische Mechanismen und die Rekonditionierung erweiterter Spenderorgane konzentrieren.
Introduction
Die Lebertransplantation ist nach wie vor die einzige Überlebenschance bei einer Vielzahl verschiedener Erkrankungen, die zu akutem oder chronischem Leberversagen führen. Seit seiner ersten erfolgreichen Anwendung bei der Menschheit im Jahr 1963 durch Thomas E. Starzl hat sich das Konzept der Lebertransplantation zu einer zuverlässigen Behandlungsoption entwickelt, die weltweit angewendet wird, hauptsächlich aufgrund von Fortschritten im Verständnis des Immunsystems, der Entwicklung der modernen Immunsuppression und der Optimierung der perioperativen Versorgung und chirurgischen Techniken 1,2 . Die alternde Bevölkerung und eine höhere Nachfrage nach Organen haben jedoch zu Spenderengpässen geführt, wobei in den letzten Jahrzehnten vermehrt marginale Transplantate von Spendern mit erweiterten Kriterien verwendet wurden und neue Herausforderungen aufgetreten sind. Es wird angenommen, dass die Einführung und weit verbreitete Einführung der Organmaschinenperfusion eine Reihe von Möglichkeiten in Bezug auf die Transplantataufbereitung und -modulation eröffnet und dazu beiträgt, Organengpässe zu mildern und die Wartelistensterblichkeit zu senken 3,4,5,6.
Um diese Konzepte und ihre Wirkungen in vivo bewerten zu können, sind translationale Transplantationsmodelle notwendig7. 1983 stellten Kamada et al. ein effizientes orthotopes Lebertransplantationsmodell bei Ratten vor, das seitdem von Arbeitsgruppen auf der ganzen Welt umfassend modifiziert und angewendet wurde 8,9,10,11. Das orthotope Lebertransplantationsmodell bei Mäusen ist technisch anspruchsvoller, aber auch wertvoller in Bezug auf die immunologische Übertragbarkeit und wurde erstmals 1991 von Qian et al.12 beschrieben. Trotz der Vorteile in Bezug auf Verfügbarkeit, Tierschutz und Kosten sind Nagetiermodelle in ihrer Anwendbarkeit im klinischen Umfeld begrenzt7. Daher sind große Tiermodelle erforderlich.
In den letzten Jahren sind Schweine aufgrund ihrer anatomischen und physiologischen Ähnlichkeit mit dem Menschen zur wichtigsten Tierart geworden, die für die translationale Forschung verwendet wird. Darüber hinaus könnten die derzeitigen Fortschritte auf dem Gebiet der Xenotransplantation die Bedeutung von Schweinen als Forschungsobjekte weiter erhöhen13,14.
Garnier et al. beschrieben bereits 1965 ein Lebertransplantationsmodell bei Schweinen15. Mehrere Autoren, darunter Calne et al. im Jahr 1967 und Chalstrey et al. im Jahr 1971, berichteten anschließend über Modifikationen, die letztendlich zu einem sicheren und praktikablen Konzept der experimentellen Schweinelebertransplantation in den folgenden Jahrzehnten führten 16,17,18,19,20,21.
In jüngerer Zeit haben verschiedene Arbeitsgruppen Daten zu aktuellen Fragen der Lebertransplantation mit einer Technik der porcinen orthotopen Lebertransplantation geliefert, die fast immer einen aktiven oder passiven veno-venösen, d.h. Porto-Caval-Bypass19,22 umfasst. Grund hierfür ist eine artspezifische Unverträglichkeit gegenüber der Klemmung der Vena cava inferior und der Pfortader während der anhepatischen Phase aufgrund eines vergleichsweise größeren Darms und weniger Porto-Caval- oder Cavo-Caval-Shunts (z.B. Fehlen einer Vena azygos), was zu einer erhöhten perioperativen Morbidität und Mortalität führt23. Vena cava inferior-schonende Transplantationstechniken, die bei menschlichen Empfängern als Alternative angewendet werden, sind nicht durchführbar, da die porcine Vena cava inferior von Lebergewebe umgeben ist23.
Die Verwendung eines veno-venösen Bypasses erhöht jedoch die technische und logistische Komplexität in einem bereits anspruchsvollen chirurgischen Eingriff weiter und verhindert daher möglicherweise die Implementierung des Modells insgesamt. Abgesehen von den direkten physiologischen und immunologischen Auswirkungen eines Bypasses haben einige Autoren auf die signifikante Morbidität wie Blutverlust oder Luftembolie während der Shuntplatzierung und die Notwendigkeit einer gleichzeitigen Splenektomie hingewiesen, die möglicherweise kurz- und langfristige Ergebnisse nach dem Engraftment beeinflusst24,25.
Das folgende Protokoll beschreibt eine einfache Technik der orthotopen Lebertransplantation von Schweinen nach statischer Kühllagerung von Spenderorganen für 20 h, die erweiterte Kriterien für Spenderbedingungen ohne die Verwendung eines veno-venösen Bypasses während der Transplantation darstellt, einschließlich Spenderleberbeschaffung, Backtable-Vorbereitung, Empfängerhepatektomie und anästhesilogisches prä- und intraoperatives Management.
Dieses Modell sollte von besonderem Interesse für chirurgische Arbeitsgruppen sein, die sich auf den unmittelbaren postoperativen Verlauf, Ischämie-Reperfusionsverletzungen, die Rekonditionierung erweiterter Spenderorgane und damit verbundene immunologische Mechanismen konzentrieren.
Protocol
Representative Results
Discussion
Jüngste technische Entwicklungen wie die Einführung der maschinellen Perfusion haben das Potenzial, den Bereich der Lebertransplantation zu revolutionieren. Um Transplantataufbereitungs- oder Modifikationskonzepte in klinische Umgebungen zu übersetzen, sind reproduzierbare Transplantationsmodelle bei Großtieren unumgänglich.
Nach der ersten Einführung der orthotopen Lebertransplantation von Schweinen haben mehrere Autoren in den letzten fünf Jahrzehnten an der Verbesserung dieser Techni…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Die Autorinnen danken Britta Trautewig, Corinna Löbbert, Astrid Dinkel und Ingrid Meder für ihren Fleiß und ihr Engagement. Darüber hinaus danken die Autoren Tom Figiel für die Erstellung des Bildmaterials.
Materials
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 – 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
Riferimenti
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