Summary

Kvantitativ bestemmelse af de novo fedtsyresyntese i brunt fedtvæv under anvendelse af deuteriumoxid

Published: May 12, 2023
doi:

Summary

Her præsenterer vi en billig kvantitativ metode, der anvender deuteriumoxid og gaskromatografi massespektrometri (GCMS) til analyse af total fedtsyre de novo lipogenese i brunt fedtvæv in vivo.

Abstract

Fedtsyresyntese er en kompleks og meget energikrævende metabolisk vej med vigtige funktionelle roller i styringen af helkropsmetabolisk homeostase og andre fysiologiske og patologiske processer. I modsætning til andre vigtige metaboliske veje, såsom glukosebortskaffelse, vurderes fedtsyresyntese ikke rutinemæssigt funktionelt, hvilket fører til ufuldstændige fortolkninger af metabolisk status. Derudover mangler der offentligt tilgængelige detaljerede protokoller, der er egnede til nytilkomne på området. Her beskriver vi en billig kvantitativ metode, der anvender deuteriumoxid og gaskromatografi massespektrometri (GCMS) til analyse af total fedtsyre de novo-syntese i brunt fedtvæv in vivo. Denne metode måler syntesen af produkterne af fedtsyresyntase uafhængigt af en kulstofkilde, og den er potentielt nyttig for stort set ethvert væv, i enhver musemodel og under enhver ekstern forstyrrelse. Der gives nærmere oplysninger om prøveforberedelsen til GCMS og downstream-beregninger. Vi fokuserer på analysen af brunt fedt på grund af dets høje niveauer af de novo fedtsyresyntese og kritiske roller i opretholdelsen af metabolisk homeostase.

Introduction

Fedme og tilknyttede metaboliske sygdomme er en pandemi, der bringer nuværende og fremtidige generationeri fare 1,2. Almindeligvis forenklet som følge af ubalancen mellem energiindtag og udgifter påvirker den metaboliske dysregulering forbundet med fedme et stort antal metaboliske veje, der styres af miljømæssige og endogene faktorer3. Imidlertid testes kun få veje rutinemæssigt i dyremodeller for metabolisk dysregulering.

Som et eksempel måles glukosebortskaffelse rutinemæssigt ved glukose- og insulintolerancetest, sandsynligvis på grund af enkelheden ved at bruge bærbare glukosemonitorer4. Helkropsglukose- og lipidoxidationsrelative hastigheder estimeres også rutinemæssigt baseret på respirationsudvekslingsforholdet fra indirekte kalorimetriassays 5,6. Imidlertid vurderes størstedelen af alle andre aspekter af stofskiftet ikke rutinemæssigt funktionelt. Dette fører til ufuldstændige fortolkninger af metabolisk status og savnede terapeutiske muligheder. En af de vigtigste sådanne veje er de novo lipogenese.

De novo lipogenese (DNL) er den proces, hvorved nye fedtsyrer genereres fra prækursorer. Glukose anses for at være den vigtigste forløber, der bidrager til DNL7 i hele kroppen, men andre forløbere, såsom acetat, fruktose, lactat og forgrenede aminosyrer, har vist sig at være relevante kulstofkilder på en rumlig og tilstandsafhængig måde 8,9,10,11,12. DNL er en vigtig bidragyder til metabolisk homeostase og er afgørende for normal udvikling13. Derudover har ændringer i DNL været forbundet med kræft 14,15 og metabolisk 16,17,18 og hjerte-kar-sygdomme 19,20.

DNL-vejen består af de centrale enzymatiske komponenter ATP-citratlyase (ACLY), acetyl-CoA-carboxylase (ACC1/2) og fedtsyresyntase (FAS), der primært producerer palmitat, en 16-carbonmættet fedtsyre. Imidlertid kan ulige kæde og forgrenede fedtsyrer også produceres ved lavere hastigheder9. Elongasser og desaturaser modificerer yderligere disse fedtsyrer og skaber en bred vifte af fedtsyrer, der er nyttige til en række funktioner (f.eks. Langsigtet energilagring og manipulation af membranfluiditet).

Ekspressionen af DNL enzymatiske maskiner styres af et kort antal transkriptionsfaktorer. De mest velbeskrevne til dato omfatter sterol regulatorisk element bindende protein (SREBP) familie, kulhydrat respons element bindende protein (ChREBP), og lever X-receptor (LXR) 21,22,23,24,25,26. På trods af en tilsyneladende overlapning i deres funktioner er individuelle regler baseret på celletypedominans og fysiologiske eller patologiske tilstande blevet rapporteret21,22,27,28.

Bemærkelsesværdigt nok er en række hæmmere for udvalgte trin i DNL-vejen blevet godkendt til klinisk brug eller er i de prækliniske eller kliniske udviklingsstadier for en række sygdomme, herunder fedme, ikke-alkoholisk fedtleversygdom / ikke-alkoholisk steatohepatitis (NAFLD / NASH) og hjerte-kar-sygdom29. Disse bestræbelser fremhæver DNL’s relevans for sundhed og sygdom.

I de senere år er anvendelsen af metoder til kvantitativ vurdering af de novo fedtsyresyntese steget30. Den mest almindelige metode til vurdering af dette er brugen af tungt mærket vand (D2O), hvor det tungt mærkede brint inkorporeres i acylkæder under syntese både direkte og indirekte via deuteriumudveksling med hydrogenerne fra DNL-substraterne NAPDH, acetyl-CoA og malonyl-CoA. Selvom denne tilgang vinder popularitet, mangler der offentligt tilgængelige detaljerede protokoller, der passer til nyankomne på området. Her skitserer vi en metode til kvantitativ vurdering af de novo-syntesen af produkter af FAS ved hjælp af D2O og gaskromatografi massespektrometri (GCMS) med beregninger, der tidligere er udviklet af Lee et al.31. Denne metode måler de novo fedtsyresyntese uafhængigt af en kulstofkilde, og den er potentielt nyttig for stort set ethvert væv, i enhver musemodel og under enhver ekstern forstyrrelse. Her fokuserer vi på analysen af brunt fedtvæv (BAT) på grund af dets høje niveauer af DNL og kritiske roller i opretholdelsen af metabolisk homeostase.

Protocol

Alle forsøg blev godkendt af Institutional Animal Care and Use Committee på Cincinnati Children’s Hospital Medical Center. 1. Fremstilling af D2O BEMÆRK: For at undgå eksperimentel variation skal du forberede tilstrækkelig opløsning/drikkevand til alle mus i løbet af eksperimentet. Til intraperitoneal injektion: generer 0,9% w / v saltvand D 2 O ved at opløse 9 g NaCl pr. Liter D 2 O.Filtrer gennem et ikke-pyr…

Representative Results

Baseret på D 2 O-doseringen beskrevet i trin 1 finder vi typisk, at kropsvand beriges i området2,5% til 6%, og at et baselineniveau for deuteriumberigelse i kropsvand hurtigt opnås på 1 time og opretholdes i undersøgelsens varighed via 8% beriget drikkevand (figur 1). Kontinuerlig steady state kropsvandberigelse er en antagelse af de beregninger, der anvendes i trin 6, og derfor anbefaler vi eksperimentel validering af kinetikken for kropsvandsberigelse i nye eksperi…

Discussion

Forståelse af balancen og interaktionen mellem komplekse metaboliske veje er et uundværligt skridt i retning af at forstå det biologiske grundlag for metaboliske relaterede sygdomme. Her viser vi en ikke-invasiv og billig metode til at bestemme ændringer i de novo fedtsyresyntese. Denne metode er tilpasset fra tidligere offentliggjorte metoder, der udviklede beregninger til estimering af de novo-synteseflux fra fedtsyredeuteriumberigelse31 og til anvendelse af deuterium-aceto…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker Sanchez-Gurmaches og Wallace laboratoriets medlemmer for værdifulde diskussioner. Dette arbejde blev støttet af tilskud fra American Heart Association (18CDA34080527 til JSG og 19POST34380545 til RM), NIH (R21OD031907 til JSG), en CCHMC Trustee Award, en CCHMC Center for Pediatric Genomics Award og en CCHMC Center for Mendelian Genomics & Therapeutics Award. Dette arbejde blev delvist støttet af NIH P30 DK078392 fra Digestive Diseases Research Core Center i Cincinnati. Indholdet er udelukkende forfatternes ansvar og repræsenterer ikke nødvendigvis de officielle synspunkter fra National Institutes of Health. RT og MW blev støttet af et UCD Ad Astra Fellowship.

Materials

4 mL Glass Vials Fisher Scientific 14-955-334
0.2 µm filter Olympus Plastic 25-244
26G needeled syringes BD 309597
Acetone Merck 34850
Acetonitrile Merck 900667
Blue GC screw cap with septa Agilent 5190-1599
Centrifuge Eppendorf 5424R
Chloroform Sigma 366927
Deuterium oxide Sigma 151882
Di-tert-butyl-4-methylphenol (BHT)
Select FAME Column
Merck B1378
Di-tert-butyl-4-methylphenol (BHT)
Select FAME Column
Agilent CP7419
EDTA tube Sarstedt 411395105
Ethanol Merck 51976
Hexadecenoic-d31 Acid Larodan 71-1631
Hexane Merck 34859
Methanol Merck 34860
Microcentrifuge tube Olympus Plastic 24-282
Mouse environmental chamber Caron Caron 7001-33
Potasium Chloride Fisher Bioreagents BP366-500
Potasium Phosphate MP Biomedicals 194727
SafeLock microcentrifuge tubes Eppendorf 30120086
Screw top amber GC vial Agilent 5182-0716
Sodium Chloride Fisher Bioreagents BP358-212
Sodium Hydroxide Merck S5881
Sodium Phosphate, dibasic Fisher Bioreagents BP332-500
Sodium Sulfate Merck 239313
Sulfuric Acid Merck 258105
Vial insert Agilent 5183-2088

Riferimenti

  1. . The Lancet, Diabetes Endocrinology. Childhood obesity: a growing pandemic. The Lancet. Diabetes & Endocrinology. 10 (1), 1 (2022).
  2. Gonzalez-Muniesa, P., et al. Obesity. Nature Reviews Disease Primers. 3, 17034 (2017).
  3. Müller, T. D., Blüher, M., Tschöp, M. H., DiMarchi, R. D. Anti-obesity drug discovery: advances and challenges. Nature Reviews Drug Discovery. 21 (3), 201-223 (2021).
  4. Virtue, S., Vidal-Puig, A. GTTs and ITTs in mice: simple tests, complex answers. Nature Metabolism. 3 (7), 883-886 (2021).
  5. Müller, T. D., Klingenspor, M., Tschöp, M. H. Revisiting energy expenditure: how to correct mouse metabolic rate for body mass. Nature Metabolism. 3 (9), 1134-1136 (2021).
  6. Virtue, S., Lelliott, C. J., Vidal-Puig, A. What is the most appropriate covariate in ANCOVA when analysing metabolic rate. Nature Metabolism. 3 (12), 1585 (2021).
  7. Hellerstein, M. K. De novo lipogenesis in humans: metabolic and regulatory aspects. European Journal of Clinical Nutrition. 53 Suppl 1, S53-S65 (1999).
  8. Zhao, S., et al. Dietary fructose feeds hepatic lipogenesis via microbiota-derived acetate. Nature. 579 (7800), 586-591 (2020).
  9. Wallace, M., et al. Enzyme promiscuity drives branched-chain fatty acid synthesis in adipose tissues. Nature Chemical Biology. 14 (11), 1021-1031 (2018).
  10. Zhao, S., et al. ATP-citrate lyase controls a glucose-to-acetate metabolic switch. Cell Reports. 17 (4), 1037-1052 (2016).
  11. Green, C. R., et al. Branched-chain amino acid catabolism fuels adipocyte differentiation and lipogenesis. Nature Chemical Biology. 12 (1), 15-21 (2016).
  12. Zhang, Z., et al. Serine catabolism generates liver NADPH and supports hepatic lipogenesis. Nature Metabolism. 3 (12), 1608-1620 (2021).
  13. Chirala, S. S., et al. Fatty acid synthesis is essential in embryonic development: fatty acid synthase null mutants and most of the heterozygotes die in utero. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (11), 6358-6363 (2003).
  14. Icard, P., et al. ATP citrate lyase: A central metabolic enzyme in cancer. Cancer Letters. 471, 125-134 (2020).
  15. Fhu, C. W., Ali, A. Fatty acid synthase: an emerging target in cancer. Molecules. 25 (17), 3935 (2020).
  16. Lawitz, E. J., et al. Acetyl-CoA carboxylase inhibitor GS-0976 for 12 weeks reduces hepatic de novo lipogenesis and steatosis in patients with nonalcoholic steatohepatitis. Clinical Gastroenterology and Hepatology. 16 (12), 1983e3-1991e3 (2018).
  17. Smith, G. I., et al. Insulin resistance drives hepatic de novo lipogenesis in nonalcoholic fatty liver disease. The Journal of Clinical Investigation. 130 (3), 1453-1460 (2020).
  18. Imamura, F., et al. Fatty acids in the de novo lipogenesis pathway and incidence of type 2 diabetes: A pooled analysis of prospective cohort studies. PLoS Medicine. 17 (6), e1003102 (2020).
  19. Lai, H. T. M., et al. Serial plasma phospholipid fatty acids in the de novo lipogenesis pathway and total mortality, cause-specific mortality, and cardiovascular diseases in the cardiovascular health study. Journal of the American Heart Association. 8 (22), e012881 (2019).
  20. Ference, B. A., et al. Mendelian randomization study of ACLY and cardiovascular disease. The New England Journal of Medicine. 380 (11), 1033-1042 (2019).
  21. Herman, M. A., et al. A novel ChREBP isoform in adipose tissue regulates systemic glucose metabolism. Nature. 484 (7394), 333-338 (2012).
  22. Sanchez-Gurmaches, J., et al. Brown fat AKT2 Is a cold-induced kinase that stimulates ChREBP-mediated de novo lipogenesis to optimize fuel storage and thermogenesis. Cell Metabolism. 27 (1), 195e6-209e6 (2018).
  23. Wang, X., et al. Nuclear protein that binds sterol regulatory element of low density lipoprotein receptor promoter. II. Purification and characterization. The Journal of Biological Chemistry. 268 (19), 14497-14504 (1993).
  24. Briggs, M. R., Yokoyama, C., Wang, X., Brown, M. S., Goldstein, J. L. Nuclear protein that binds sterol regulatory element of low density lipoprotein receptor promoter. I. Identification of the protein and delineation of its target nucleotide sequence. The Journal of Biological Chemistry. 268 (19), 14490-14496 (1993).
  25. Yokoyama, C., et al. SREBP-1, a basic-helix-loop-helix-leucine zipper protein that controls transcription of the low density lipoprotein receptor gene. Cell. 75 (1), 187-197 (1993).
  26. Chen, G., Liang, G., Ou, J., Goldstein, J. L., Brown, M. S. Central role for liver X receptor in insulin-mediated activation of Srebp-1c transcription and stimulation of fatty acid synthesis in liver. Proceedings of the National Academy of Sciences. 101 (31), 11245-11250 (2004).
  27. Denechaud, P. D., et al. ChREBP, but not LXRs, is required for the induction of glucose-regulated genes in mouse liver. The Journal of Clinical Investigation. 118 (3), 956-964 (2008).
  28. Crewe, C., et al. SREBP-regulated adipocyte lipogenesis is dependent on substrate availability and redox modulation of mTORC1. JCI Insight. 5 (15), e129397 (2019).
  29. Batchuluun, B., Pinkosky, S. L., Steinberg, G. R. Lipogenesis inhibitors: therapeutic opportunities and challenges. Nature Reviews Drug Discovery. 21 (4), 283-305 (2022).
  30. Wallace, M., Metallo, C. M. Tracing insights into de novo lipogenesis in liver and adipose tissues. Seminars in Cell & Developmental Biology. 108, 65-71 (2020).
  31. Lee, W. N., et al. In vivo measurement of fatty acids and cholesterol synthesis using D2O and mass isotopomer analysis. The American Journal of Physiology. 266 (5 Pt 1), E699-E708 (1994).
  32. Yao, C. H., Liu, G. Y., Yang, K., Gross, R. W., Patti, G. J. Inaccurate quantitation of palmitate in metabolomics and isotope tracer studies due to plastics. Metabolomics. 12, 143 (2016).
  33. Hiller, K., et al. MetaboliteDetector: comprehensive analysis tool for targeted and nontargeted GC/MS based metabolome analysis. Analytical Chemistry. 81 (9), 3429-3439 (2009).
  34. Fernandez, C. A., Des Rosiers, C., Previs, S. F., David, F., Brunengraber, H. Correction of 13C mass isotopomer distributions for natural stable isotope abundance. Journal of Mass Spectrometry. 31 (3), 255-262 (1996).
  35. Midani, F. S., Wynn, M. L., Schnell, S. The importance of accurately correcting for the natural abundance of stable isotopes. Analytical Biochemistry. 520, 27-43 (2017).
  36. Trefely, S., Ashwell, P., Snyder, N. W. FluxFix: automatic isotopologue normalization for metabolic tracer analysis. BMC Bioinformatics. 17 (1), 485 (2016).
  37. Jeong, H., et al. Correcting for naturally occurring mass isotopologue abundances in stable-isotope tracing experiments with PolyMID. Metabolites. 11 (5), 310 (2021).
  38. Millard, P., et al. IsoCor: isotope correction for high-resolution MS labeling experiments. Bioinformatics. 35 (21), 4484-4487 (2019).
  39. Brunengraber, D. Z., et al. Influence of diet on the modeling of adipose tissue triglycerides during growth. American Journal of Physiology. Endocrinology and Metabolsim. 285 (4), E917-E925 (2003).
  40. Svensson, R. U., et al. Inhibition of acetyl-CoA carboxylase suppresses fatty acid synthesis and tumor growth of non-small-cell lung cancer in preclinical models. Nature Medicine. 22 (10), 1108-1119 (2016).
  41. Hellerstein, M. K., Neese, R. A. Mass isotopomer distribution analysis: a technique for measuring biosynthesis and turnover of polymers. The American Journal of Physiology. 263 (5 Pt 1), E988-E1001 (1992).
  42. Hellerstein, M. K., Neese, R. A. Mass isotopomer distribution analysis at eight years: theoretical, analytic, and experimental considerations. The American Journal of Physiology. 276 (6), E1146-E1170 (1999).
  43. Kelleher, J. K., Masterson, T. M. Model equations for condensation biosynthesis using stable isotopes and radioisotopes. The American Journal of Physiology. 262 (1 Pt 1), E118-E125 (1992).
  44. Kelleher, J. K., Nickol, G. B. Isotopomer spectral analysis: utilizing nonlinear models in isotopic flux studies. Methods in Enzymology. 561, 303-330 (2015).
  45. Argus, J. P., et al. Development and application of FASA, a model for quantifying fatty acid metabolism using stable isotope labeling. Cell Reports. 25 (10), 2919.e8-2934.e8 (2018).
  46. Guilherme, A., et al. Control of adipocyte thermogenesis and lipogenesis through β3-adrenergic and thyroid hormone signal integration. Cell Reports. 31 (5), 107598 (2020).
  47. Guilherme, A., et al. Neuronal modulation of brown adipose activity through perturbation of white adipocyte lipogenesis. Molecular Metabolism. 16, 116-125 (2018).
  48. Guilherme, A., et al. Adipocyte lipid synthesis coupled to neuronal control of thermogenic programming. Molecular Metabolism. 6 (8), 781-796 (2017).
  49. Lodhi, I. J., et al. Inhibiting adipose tissue lipogenesis reprograms thermogenesis and PPARgamma activation to decrease diet-induced obesity. Cell Metabolism. 16 (2), 189-201 (2012).
  50. McCormack, J. G., Denton, R. M. Evidence that fatty acid synthesis in the interscapular brown adipose tissue of cold-adapted rats is increased in vivo by insulin by mechanisms involving parallel activation of pyruvate dehydrogenase and acetyl-coenzyme A carboxylase. The Biochemistry Journal. 166 (3), 627-630 (1977).
  51. Trayhurn, P. Fatty acid synthesis in vivo in brown adipose tissue, liver and white adipose tissue of the cold-acclimated rat. FEBS Letters. 104 (1), 13-16 (1979).
  52. Negron, S. G., Ercan-Sencicek, A. G., Freed, J., Walters, M., Lin, Z. Both proliferation and lipogenesis of brown adipocytes contribute to postnatal brown adipose tissue growth in mice. Science Reports. 10 (1), 20335 (2020).
  53. Schlein, C., et al. Endogenous fatty acid synthesis drives brown adipose tissue involution. Cell Reports. 34 (2), 108624 (2021).
  54. Mottillo, E. P., et al. Coupling of lipolysis and de novo lipogenesis in brown, beige, and white adipose tissues during chronic beta3-adrenergic receptor activation. Journal of Lipid Research. 55 (11), 2276-2286 (2014).
  55. Adlanmerini, M., et al. Circadian lipid synthesis in brown fat maintains murine body temperature during chronic cold. Proceedings of the National Academy of Sciences. 116 (37), 18691-18699 (2019).
  56. Yu, X. X., Lewin, D. A., Forrest, W., Adams, S. H. Cold elicits the simultaneous induction of fatty acid synthesis and beta-oxidation in murine brown adipose tissue: prediction from differential gene expression and confirmation in vivo. FASEB Journal. 16 (2), 155-168 (2002).
  57. Kushner, D. J., Baker, A., Dunstall, T. G. Pharmacological uses and perspectives of heavy water and deuterated compounds. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 77 (2), 79-88 (1999).
  58. Diraison, F., Pachiaudi, C., Beylot, M. Measuring lipogenesis and cholesterol synthesis in humans with deuterated water: use of simple gas chromatographic/mass spectrometric techniques. Journal of Mass Spectrometry. 32 (1), 81-86 (1997).
  59. Yang, D., et al. Assay of low deuterium enrichment of water by isotopic exchange with [U-13C3]acetone and gas chromatography-mass spectrometry. Analytical Biochemistry. 258 (2), 315-321 (1998).
  60. Fu, X., et al. Measurement of lipogenic flux by deuterium resolved mass spectrometry. Nature Communications. 12 (1), 3756 (2021).
  61. Shah, V., Herath, K., Previs, S. F., Hubbard, B. K., Roddy, T. P. Headspace analyses of acetone: a rapid method for measuring the 2H-labeling of water. Analytical Biochemistry. 404 (2), 235-237 (2010).
  62. Argus, J. P., Yu, A. K., Wang, E. S., Williams, K. J., Bensinger, S. J. An optimized method for measuring fatty acids and cholesterol in stable isotope-labeled cells. Journal of Lipid Research. 58 (2), 460-468 (2017).
  63. Belew, G. D., Jones, J. G. De novo lipogenesis in non-alcoholic fatty liver disease: Quantification with stable isotope tracers. European Journal of Clinical Investigation. 52 (3), e13733 (2022).
  64. Zhang, Z., Chen, L., Liu, L., Su, X., Rabinowitz, J. D. Chemical basis for deuterium labeling of fat and NADPH. Journal of the American Chemical Society. 139 (41), 14368-14371 (2017).
  65. Belew, G. D., et al. Transfer of glucose hydrogens via acetyl-CoA, malonyl-CoA, and NADPH to fatty acids during de novo lipogenesis. Journal of Lipid Research. 60 (12), 2050-2056 (2019).
  66. Diraison, F., Pachiaudi, C., Beylot, M. In vivo measurement of plasma cholesterol and fatty acid synthesis with deuterated water: determination of the average number of deuterium atoms incorporated. Metabolism. 45 (7), 817-821 (1996).
  67. Ajie, H. O., et al. In vivo study of the biosynthesis of long-chain fatty acids using deuterated water. The American Journal of Physiology. 269 (2 Pt 1), E247-E252 (1995).
  68. Schloerb, P. R., Friis-Hansen, B. J., Edelman, I. S., Solomon, A. K., Moore, F. D. The measurement of total body water in the human subject by deuterium oxide dilution; with a consideration of the dynamics of deuterium distribution. The Journal of Clinical Investigation. 29 (10), 1296-1310 (1950).
check_url/it/64219?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Turner, R., Mukherjee, R., Wallace, M., Sanchez-Gurmaches, J. Quantitative Determination of De Novo Fatty Acid Synthesis in Brown Adipose Tissue Using Deuterium Oxide. J. Vis. Exp. (195), e64219, doi:10.3791/64219 (2023).

View Video