Автоматическое отделение и сбор веществ, связанных с раком, из клинических образцов
Summary
В этой статье описывается применение автоматизированного оборудования для легкого и эффективного отделения и сбора веществ, таких как бесклеточная ДНК и циркулирующие опухолевые клетки, из цельной крови.
Abstract
В последнее время жидкие биопсии стали использоваться для диагностики различных заболеваний, в том числе рака. Жидкости организма содержат много веществ, включая клетки, белки и нуклеиновые кислоты, происходящие из нормальных тканей, но некоторые из этих веществ также происходят из больной области. Исследование и анализ этих веществ в жидкостях организма играют ключевую роль в диагностике различных заболеваний. Поэтому важно точно отделить необходимые вещества, и для использования с этой целью разработано несколько методик.
Мы разработали устройство и платформу типа «лаборатория на диске» под названием CD-PRIME. Это устройство автоматизировано и имеет хорошие результаты по загрязнению образца и стабильности образца. Кроме того, он имеет преимущества хорошей доходности приобретения, короткого времени работы и высокой воспроизводимости. Кроме того, в зависимости от типа диска, подлежащего установке, плазма, содержащая бесклеточную ДНК, циркулирующие опухолевые клетки, мононуклеарные клетки периферической крови или пушистые оболочки могут быть разделены. Таким образом, приобретение различных материалов, присутствующих в жидкостях организма, может быть сделано для различных последующих применений, включая изучение омики.
Introduction
Раннее и точное выявление различных заболеваний, в том числе онкологических, является важнейшим фактором в установлении стратегии лечения 1,2,3,4. В частности, раннее выявление рака тесно связано с повышением шансов на выживаемость пациента 5,6,7,8. В последнее время жидкие биопсии находятся в центре внимания для раннего выявления рака. Солидные опухоли подвергаются ангиогенезу и выделяют в кровь различные вещества. В частности, вкрови больных раком обнаружены циркулирующие ДНК (ctDNAs), циркулирующие РНК (ctRNAs), белки, везикулы, такие как экзосомы, и циркулирующие опухолевые клетки (CTC). Хотя существуют различия в количестве этих веществ, они последовательно наблюдаются не только на ранних стадиях, но и на более поздних стадиях 6,10. Однако эти индивидуальные различия очень высоки; например, количество бесклеточной ДНК (cfDNA), содержащей ctDNA, составляет менее 1000 нг, а количество CTC составляет менее 100 в 10 мл цельной крови у больных раком 11,12,13. Многие исследования характеризуют рак с использованием этих веществ, присутствующих в меньших количествах (например, cfDNA, ctDNA и CTC). Для получения точных результатов важно точно отделить небольшие количества веществ с высокой чистотой13,14. Обычно используются обычные методы центрифугирования, но они сложны в обращении и имеют низкую чистоту в зависимости от навыков пользователя. С момента открытия CTC было разработано несколько методов разделения, таких как центрифугирование или разделение по плотности, иммуногранула и микрофлюидные методы. С момента открытия ЦОК было разработано несколько методов сдерживания. Однако эти методы часто ограничены, когда необходимо изолировать клетки из различных чипов и мембран, используемых для их выделения15. Кроме того, методы маркировки требуют такого оборудования, как FACS, и существуют ограничения на последующий процесс из-за загрязнения маркировки.
В последнее время возросло использование жидких биопсий, и проводятся различные исследования для раннего выявления рака. Хотя этот метод прост, все еще существуют трудности в последующем анализе, и различные исследования пытаются преодолеть эти трудности16,17. Кроме того, многие сайты, включая больницы, требуют автоматизированных, воспроизводимых и высокочистых методов, которые удобны в использовании. Здесь мы разработали лабораторию на диске для автоматического отделения веществ от образцов крови после жидкой биопсии. Эти устройства основаны на принципе центрифугирования, микрофлюидики и захвата клеток размером с пору. Существует три типа дисков: LBx-1 может приобретать плазму и пышную оболочку, в то время как LBx-2 может приобретать плазму и PBMC из цельной крови объемом менее 10 мл; FAST-auto также может приобретать CTC с помощью мембраны, которая снимается с диска. До четырех дисков можно использовать за один прогон. Прежде всего, преимущество этого устройства и метода заключается в том, что он может получать различные вещества, полученные из рака, из одного и того же образца, используя небольшое количество крови. Это означает, что кровь пациента должна быть взята только один раз. Кроме того, он имеет преимущество в исключении ошибок из-за различий в периоде забора крови. Эта платформа проста в использовании и обеспечивает точные результаты для жидких биопсий и последующих применений. В этом протоколе введено использование устройства и картриджа.
Protocol
Representative Results
Discussion
Количество и концентрация cfDNA и CTC зависит от индивидуальности, стадии и типа рака. Это также зависит от состояния больного 2,4,5,10,20. В частности, на ранних или предраковых стадиях рака концентрации св…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта рукопись была частично поддержана Корейским фондом разработки медицинских изделий (KMDF, грант No RS-2020-KD000019) и Корейским институтом развития индустрии здравоохранения (KHIDI, грант No HI19C0521020020).
Materials
| 1% BSA (Bovine Serum Albumin) | Sigma-Aldrich | A3059 | |
| 1.5 mL Microcentrifuge Tube | Axygen | MCT-150-C-S | |
| 15 mL Conical Tube | SPL | 50015 | |
| 4150 TapeStation System | Agilent | G2992AA | Cell-free DNA Screen Tape (Agilent, 5067-5630), Cell-free DNA Sample Buffer (Agilent, 5067-5633) |
| Apostle MiniMax High Efficiency Cell-Free DNA Isolation Kit | Apostle | A17622-250 | 5 mL X 50 preps version |
| BD Vacutainer blood collection tubes | BD | 367525 | EDTA Blood Collection Tube (10 mL) |
| BioViewCCBS | Clinomics | BioView Clinomics-Customized Bioview System. Allegro Plus microscope-based customization equipment | |
| CD45 Monoclonal Antibody (HI30), PE-Alexa Fluor 610 | Invitrogen | MHCD4522 | |
| FAST Auto cartridge | Clinomics | CLX-M3001 | |
| LBx-1 cartridge | Clinomics | CLX-M4101 | |
| LBx-2 cartridge | Clinomics | CLX-M4201 | |
| OPR-2000 instrument | Clinomics | CLX-I2001 | |
| Cover Glass | Marienfeld Superior | HSU-0101040 | |
| DynaMag 2 Magnet Stand | Thermo Fisher Scientific | 12321D | |
| Ficoll Paque Solution | GE healthcare | 17-1440-03 | density gradient solution |
| Filter Tip, 10 µL | Axygen | AX-TF-10 | Pipette tips with aerosol barriers are recommended to help prevent cross contamination. |
| Filter Tip, 200 µL | Axygen | AX-TF-200 | Pipette tips with aerosol barriers are recommended to help prevent cross contamination. |
| Filter Tip, 100 µL | Axygen | AX-TF-100 | Pipette tips with aerosol barriers are recommended to help prevent cross contamination. |
| Filter Tip, 1000 µL | Axygen | AX-TF-1000 | Pipette tips with aerosol barriers are recommended to help prevent cross contamination. |
| FITC anti-human CD326 (EpCAM) Antibody | BioLegend | 324204 | |
| FITC Mouse Anti-Human Cytokeratin | BD Biosciences | 347653 | |
| Formaldehyde solution (35 wt. % in H2O) | Sigma Aldrich | 433284 | |
| Kimtech Science Wipers | Yuhan-Kimberly | 41117 | |
| Latex glove | Microflex | 63-754 | |
| Magnetic Bead Separation Rack | V&P Scientific | VP 772F2M-2 | |
| Manual Pipetting (0.5-10 µL) | Eppendorf | 3120000020 | |
| Manual Pipetting (2-20 µL) | Eppendorf | 3120000038 | |
| Manual Pipetting (10-100 µL) | Eppendorf | 3120000046 | |
| Manual Pipetting (20-200 µL) | Eppendorf | 3120000054 | |
| Manual Pipetting (100-1000 µL) | Eppendorf | 3120000062 | |
| Mounting Medium With DAPI - Aqueous, Fluoroshield | abcam | ab104139 | |
| Normal Human IgG Control | R&D Systems | 1-001-A | |
| OLYMPUS BX-UCB | Olympus | 9217316 | |
| Pan Cytokeratin Monoclonal Antibody (AE1/AE3), Alexa Fluor 488 | Invitrogen | 53-9003-82 | |
| PBS (Phosphate Buffered Saline Solution) | Corning | 21-040CVC | |
| Portable Pipet Aid | Drummond | 4-000-201 | |
| Slide Glass | Marienfeld Superior | HSU-1000612 | |
| StainTray Staining box | Simport | M920 | |
| Sterile Serological Pipette (10 mL) | SPL | 91010 | |
| Triton X-100 solution | Sigma Aldrich | 93443 | |
| TWEEN 20 | Sigma Aldrich | P7949 | |
| Whole Blood | Stored at 4-8 °C by collecting in EDTA or cfDNA stable tube : If the whole blood is insufficient in 9 mL, add PBS (phosphate buffered saline) as much as necessary. | ||
| X-Cite 120Q (Fluorescence Lamp Illuminator) | Excelitas | 010-00157 |
Riferimenti
- Babayan, A., Pantel, K. Advances in liquid biopsy approaches for early detection and monitoring of cancer. Genome Medicine. 10 (1), 21 (2018).
- Crowley, E., Di Nicolantonio, F., Loupakis, F., Bardelli, A. Liquid biopsy: monitoring cancer-genetics in the blood. Nature Reviews Clinical Oncology. 10 (8), 472-484 (2013).
- Bardelli, A., Pantel, K. Liquid biopsies, what we do not know (yet). Cancer Cell. 31 (2), 172-179 (2017).
- Mattox, A. K., et al. Applications of liquid biopsies for cancer. Science Translational Medicine. 11 (507), (2019).
- Heitzer, E., Perakis, S., Geigl, J. B., Speicher, M. R. The potential of liquid biopsies for the early detection of cancer. NPJ Precision Oncology. 1 (1), 36 (2017).
- Scudellari, M. Myths that will not die. Nature. 582 (7582), 322-326 (2015).
- Prasad, V., Fojo, T., Brada, M. Precision oncology: origins, optimism, and potential. The Lancet Oncology. 17 (2), 81-86 (2016).
- Prasad, V. Perspective: The precision-oncology illusion. Nature. 537 (7619), 63 (2016).
- Siravegna, G., Marsoni, S., Siena, S., Bardelli, A. Integrating liquid biopsies into the management of cancer. Nature Reviews Clinical Oncology. 14 (9), 531-548 (2017).
- Bettegowda, C., et al. Detection of circulating tumor DNA in early-and late-stage human malignancies. Science Translational Medicine. 6 (224), 24 (2014).
- Udomruk, S., Orrapin, S., Pruksakorn, D., Chaiyawat, P. Size distribution of cell-free DNA in oncology. Critical Reviews in Oncology/Hematology. 166, 103455 (2021).
- Paterlini-Brechot, P., Benali, N. L. Circulating tumor cells (CTC) detection: clinical impact and future directions. Cancer Letters. 253 (2), 180-204 (2007).
- Loeian, M. S., et al. Liquid biopsy using the nanotube-CTC-chip: capture of invasive CTCs with high purity using preferential adherence in breast cancer patients. Lab on a Chip. 19 (11), 1899-1915 (2019).
- Rikkert, L. G., Van Der Pol, E., Van Leeuwen, T. G., Nieuwland, R., Coumans, F. A. W. Centrifugation affects the purity of liquid biopsy-based tumor biomarkers. Cytometry Part A. 93 (12), 1207-1212 (2018).
- Sharma, S., et al. Circulating tumor cell isolation, culture, and downstream molecular analysis. Biotechnology advances. 36 (4), 1063-1078 (2018).
- Bennett, C. W., Berchem, G., Kim, Y. J., El-Khoury, V. Cell-free DNA and next-generation sequencing in the service of personalized medicine for lung cancer. Oncotarget. 7 (43), 71013 (2016).
- Lowes, L. E., et al. Circulating tumor cells (CTC) and cell-free DNA (cfDNA) workshop 2016: scientific opportunities and logistics for cancer clinical trial incorporation. International Journal of Molecular Sciences. 17 (9), 1505 (2016).
- Bryzgunova, O. E., Konoshenko, M. Y., Laktionov, P. P. Concentration of cell-free DNA in different tumor types. Expert Review of Molecular Diagnostics. 21 (1), 63-75 (2021).
- Park, Y., et al. Circulating tumour cells as an indicator of early and systemic recurrence after surgical resection in pancreatic ductal adenocarcinoma. Scientific Reports. 11 (1), 1-12 (2021).
- Heidrich, I., Ačkar, L., Mossahebi Mohammadi, P., Pantel, K. Liquid biopsies: Potential and challenges. International Journal of Cancer. 148 (3), 528-545 (2021).
- Celec, P., Vlková, B., Lauková, L., Bábíčková, J., Boor, P. Cell-free DNA: the role in pathophysiology and as a biomarker in kidney diseases. Expert Reviews in Molecular Medicine. 20, 1 (2018).
- Thierry, A. R., et al. Origin and quantification of circulating DNA in mice with human colorectal cancer xenografts. Nucleic Acids Research. 38 (18), 6159-6175 (2010).
- Moreira, V. G., de la Cera Martínez, T., Gonzalez, E. G., Garcia, B. P., Menendez, F. V. A. Increase in and clearance of cell-free plasma DNA in hemodialysis quantified by real-time PCR. Clinical Chemistry and Laboratory Medicine (CCLM). 44 (12), 1410-1415 (2006).
- Gauthier, V. J., Tyler, L. N., Mannik, M. Blood clearance kinetics and liver uptake of mononucleosomes in mice. Journal of Immunology. 156 (3), 1151-1156 (1996).
- Meng, S., et al. Circulating tumor cells in patients with breast cancer dormancy. Clinical Cancer Research. 10 (24), 8152-8162 (2004).
- Alix-Panabières, C., Pantel, K. Challenges in circulating tumour cell research. Nature Reviews Cancer. 14 (9), 623-631 (2014).
- Zhou, J., et al. Isolation of circulating tumor cells in non-small-cell-lung-cancer patients using a multi-flow microfluidic channel. Microsystems & Nanoengineering. 5 (1), 8 (2019).
- Sajay, B. N. G., et al. Towards an optimal and unbiased approach for tumor cell isolation. Biomedical Microdevices. 15 (4), 699-709 (2013).
- Bailey, P. C., Martin, S. S. Insights on CTC biology and clinical impact emerging from advances in capture technology. Cells. 8 (6), 553 (2019).
- Ahn, S. M., Simpson, R. J. Body fluid proteomics: Prospects for biomarker discovery. Proteomics-Clinical Applications. 1 (9), 1004-1015 (2007).
