Summary

איסוף זרע וניתוח זרע בעזרת מחשב במודל הטלוסט מדאקה היפנית (Oryzias latipes)

Published: October 06, 2022
doi:

Summary

מאמר זה מתאר שתי שיטות מהירות ויעילות לאיסוף זרע מדאקה דג מודל קטן (Oryzias latipes), כמו גם פרוטוקול להערכה אמינה של איכות הזרע באמצעות ניתוח זרע בעזרת מחשב (CASA).

Abstract

מדאקה יפנית (Oryzias latipes) היא דג טלוסט ומודל מתפתח של בעלי חוליות למחקר אקוטוקסיקולוגיה, התפתחות, גנטיקה ופיזיולוגיה. מדאקה משמשת באופן נרחב גם כדי לחקור רבייה של בעלי חוליות, שהיא פונקציה ביולוגית חיונית מכיוון שהיא מאפשרת למין להנציח. איכות הזרע היא אינדיקטור חשוב לפוריות הגבר, ובכך להצלחת הרבייה. טכניקות להפקת זרע וניתוח זרע מתועדות היטב עבור מינים רבים, כולל דגי טלוסט. איסוף זרע הוא פשוט יחסית בדגים גדולים יותר, אך יכול להיות מסובך יותר בדגים קטנים מכיוון שהם מייצרים פחות זרע והם עדינים יותר. מאמר זה, אם כן, מתאר שתי שיטות לאיסוף זרע בדג המודל הקטן, מדאקה יפנית: דיסקציה של האשכים ועיסוי בטן. מאמר זה מדגים כי שתי הגישות אפשריות עבור medaka ומראה כי עיסוי בטן יכול להתבצע מספר חוזר של פעמים כאשר הדגים מתאוששים במהירות מההליך. מאמר זה מתאר גם פרוטוקול לניתוח זרע בעזרת מחשב במדאקה כדי להעריך באופן אובייקטיבי מספר אינדיקטורים חשובים לאיכות הזרע של medaka (תנועתיות, התקדמות, משך תנועתיות, ריכוז יחסי). הליכים אלה, המפורטים עבור מודל טלוסט קטן ושימושי זה, ישפרו מאוד את ההבנה של הגורמים הסביבתיים, הפיזיולוגיים והגנטיים המשפיעים על הפוריות אצל זכרים בעלי חוליות.

Introduction

מדאקה יפנית היא דג טלוסט קטן המטיל ביצים במים מתוקים שמקורו במזרח אסיה. מדאקה הפכה למערכת מודל מצוינת של בעלי חוליות עבור אקוטוקסיקולוגיה, גנטיקה התפתחותית, גנומיקה, ביולוגיה אבולוציונית ומחקרי פיזיולוגיה 1,2. בדומה לדגי הזברה הפופולריים, הם קלים יחסית לגידול ועמידים מאוד למחלות דגים נפוצות רבות 1,2. ישנם מספר יתרונות לשימוש במדאקה כמודל, כולל זמן דור קצר, עוברים שקופים 1,2 וגנום מרוצף3. שלא כמו דגי זברה, למדאקה יש גן הקובע את המין4 וכן טמפרטורה גבוהה (בין 4-40 מעלות צלזיוס) וסבילות מליחות (מינים אוריהלינים)5. כמו כן, כלים גנטיים ואנטומיים רבים, כמו גם פרוטוקולים 6,7,8,9,10,11,12, פותחו במדאקה כדי להקל על חקר הביולוגיה שלה.

רבייה היא פונקציה פיזיולוגית חיונית מכיוון שהיא מאפשרת למין להנציח. רבייה של בעלי חוליות דורשת מספר עצום של אירועים מתוזמרים במדויק, כולל ייצור ביציות אצל נקבות וייצור זרע אצל זכרים. זרע הם תאים ייחודיים, המיוצרים בתהליך מורכב של זרעונים, שבו ישנם מספר מחסומים במקום כדי להבטיח אספקה של מוצר באיכות גבוהה13. איכות הגמטה הפכה למוקד בחקלאות ימית ובחקר אוכלוסיות דגים בשל השפעתה על הצלחת ההפריה והישרדות הזחלים. איכות הזרע היא, אם כן, אינדיקטור חשוב לפוריות הגבר אצל בעלי חוליות.

שלושה גורמים שימושיים להערכת איכות זרע הדגים הם תנועתיות, התקדמות ואריכות ימים. תנועתיות באחוזים ותנועתיות פרוגרסיבית הם אינדיקטורים נפוצים לאיכות הזרע שכן תנועה פרוגרסיבית נחוצה ומתואמת מאוד עם הצלחת ההפריה14,15. משך התנועה הוא גם אינדיקטור חשוב בדגים שכן הזרע נשאר תנועתי באופן מלא במשך פחות מ -2 דקות ברוב מיני הטלוסט ומסלול הזרע הוא בדרך כלל פחות ליניארי מאשר ביונקים15. עם זאת, מחקרים רבים שהעריכו את תנועתיות הזרע בעבר הסתמכו על שיטות סובייקטיביות או כמותיות למחצה לניתוח זרע15,16. לדוגמה, תנועתיות הזרע במדאקה הוערכה בעבר באופן חזותי תחת מיקרוסקופ17. כמו כן, הוא הוערך על ידי רישום תנועת זרע ושימוש בתוכנת הדמיה למיזוג מסגרות ומדידת נתיב שחייה ומהירות18,19,20. גישות כאלה לעתים קרובות חסרות חוסן, ומספקות תוצאות שונות בהתאם לאדם המבצע את הניתוח 15,21.

ניתוח זרע בעזרת מחשב (CASA) פותח בתחילה עבור יונקים. CASA היא שיטה כמותית מהירה להערכת איכות הזרע על ידי הקלטה ומדידה של מהירות ומסלול באופן אוטומטי15. בדגים, הוא שימש במינים שונים כדי לפקח על ההשפעות של כמה מזהמי מים על איכות הזרע, לזיהוי אבות מעניינים כדי לשפר broodstock, כדי לשפר את היעילות של שימור בהקפאה ואחסון, כדי לייעל את התנאים להפריה15. לכן, זהו כלי רב עוצמה להערכה אמינה של איכות הזרע במינים שונים של בעלי חוליות. עם זאת, בשל המגוון החשוב באסטרטגיות הרבייה בין דגים, הזרע של דגי הטלוסט שונה מזה של יונקים וממין דג אחד למשנהו. לדגי טלוסט, המפרים בעיקר ביציות חיצונית על ידי שחרור גמטות למים, יש זרע מרוכז מאוד שהוא פשוט יחסית במבנה ללא אקרוזום, בניגוד ליונקים, אשר מפרים פנימית ולכן אינם צריכים לפצות על דילול במים, אך כן צריכים לעמוד בנוזלים צמיגים יותר14. בנוסף, זרע מרוב הדגים נע במהירות אך הוא תנועתי לחלוטין במשך פחות מ -2 דקות לאחר ההפעלה, אם כי ישנם מספר יוצאים מן הכלל15,22. מכיוון שהתנועתיות יכולה לרדת במהירות אצל רוב הדגים, יש לנקוט בזהירות רבה עם תזמון הניתוח לאחר ההפעלה בעת קביעת פרוטוקול ניתוח זרע לדגים.

רבייה היא אחד התחומים בביולוגיה שבהם טלאוסטים ומדאקה שימשו באופן נרחב כאורגניזמי מודל. ואכן, זכרי מדאקה מראים התנהגויות רבייה וחברתיות מעניינות, כגון שמירה עלהזדווגות 23,24. בנוסף, קיימים מספר קווים מהונדסים כדי לחקור את השליטה הנוירואנדוקרינית של רבייה במין זה25,26,27. דגימת זרע, הליך שהוא פשוט יחסית בדגים גדולים יותר, יכולה להיות מסובכת יותר בדגי מודל קטנים מכיוון שהם מייצרים פחות זרע והם עדינים יותר. מסיבה זו, רוב המחקרים הכוללים דגימת זרע בתמצית medaka milt (זרע דגים) על ידי ריסוק אשכים מנותחים 17,28,29,30. כמה מחקרים משתמשים גם בעיסוי בטן שונה כדי לבטא את המילט ישירות להפעלתמדיום 18,19,20; עם זאת, בשיטה זו קשה לדמיין את כמות וצבע של Milt שחולץ. אצל דגי זברה, עיסוי בטן משמש בדרך כלל כדי להביע milt, אשר נאסף מיד בצינור נימי31,32,33. שיטה זו מאפשרת להעריך את נפח המילט, כמו גם תצפית על צבע השפיכה, המהווה אינדיקטור מהיר ופשוט לאיכות הזרע32,33. לכן, פרוטוקול ברור ומתואר היטב לאיסוף וניתוח זרע חסר למדקה.

מאמר זה מתאר אפוא שתי שיטות לאיסוף זרע בדגם הקטן של דג מדאקה יפני: דיסקציה של האשכים ועיסוי בטן עם צינורות נימיים. הוא מדגים כי שתי הגישות אפשריות למדאקה ומראה כי ניתן לבצע עיסוי בטן מספר חוזר ונשנה של פעמים כאשר הדג מתאושש במהירות מההליך. הוא גם מתאר פרוטוקול לניתוח זרע בסיוע מחשב במדאקה כדי למדוד באופן מהימן מספר אינדיקטורים חשובים לאיכות הזרע של medaka (תנועתיות, התקדמות, אריכות ימים וריכוז זרע יחסי). הליכים אלה, המפורטים עבור מודל טלוסט קטן ושימושי זה, ישפרו מאוד את ההבנה של הגורמים הסביבתיים, הפיזיולוגיים והגנטיים המשפיעים על הפוריות אצל זכרים בעלי חוליות.

Protocol

כל הניסויים והטיפול בבעלי חיים נערכו בהתאם להמלצות על רווחת בעלי חיים ניסיוניים באוניברסיטה הנורבגית למדעי החיים (NMBU). הניסויים בוצעו באמצעות זכרי מדאקה (זן Hd-rR) זכרים בוגרים (בני 6-9 חודשים) שגודלו ב-NMBU (Ås, נורבגיה). השיטות נבדקו לזמן קצר גם במדאקה יפנית זכרית בת 9 חודשים (זן CAB) שגדלה במכון המח…

Representative Results

סוג הנתונים שהתקבלוניתוח תנועתיות זרע מתוכנת SCA Evolution מספק נתונים על תנועתיות (אחוז הזרע התנועתי והלא תנועתי), כמו גם על התקדמות (אחוז הזרע המתקדם והלא פרוגרסיבי), ומהירות (אחוז הזרע המהיר, הבינוני והאיטי). הוא גם משלב התקדמות ומהירות (פרוגרסיבי מהיר, פרוגרסיבי בינוני, לא פרוגרסיב…

Discussion

אוסמולליות היא גורם חשוב בהפעלת זרע דגים36,37. באופן כללי, זרעונים הם תנועתיים באשכים והופכים תנועתיים במדיה שהיא היפרוסמוטית ביחס לנוזל הזרע עבור דגים ימיים, והיפו-אוסמוטי ביחס לנוזל הזרע עבור דגי מים מתוקים37. בדומה לדם, פלזמת הזרע בדגי מים מתוק…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו מומנה על ידי האוניברסיטה הנורבגית למדעי החיים ותוכנית פולברייט האמריקאית. המחברים רוצים להודות לאנתוני פלטייה וללורדס קאריון ג’י טאן מ-NMBU על תחזוקת מתקני הדגים ולגיום גורמלין מ-ISC LPGP ב-INRAE (צרפת) על כך שסיפקו לדגים ולמעבדה שטח לבדיקה נוספת של שיטות אלה.

Materials

1.5 mL tubes Axygen MCT-150-C Any standard brand can be used
10 µL disposable calibrated glass micropipette and aspirator tube assembly Drummond 2-000-010
10x objective with phase contrast Nikon MRP90100
2 mL tubes Axygen MCT-200-c-s Any standard brand can be used
Blunt forceps Fine Science Tools 11000-12
Blunt smooth forceps Millipore XX6200006P
Disposable 20 micron counting chamber slide Microptic 20.2.25  Leja 2 chamber slides
Dissecting microscope Olympus SZX7 Any standard brand can be used
Fine forceps Fine Science Tools 11253-20
HBSS Sigmaaldrich H8264-1L
Holding sponge self-made
Inverted microscope Nikon Eclipse Ts2R
SCA Evolution Microptic
Small dissecting scissors Fine Science Tools 14090-09
Sodium Chloride (NaCl) Sigmaaldrich S9888
Tabletop vortex Labnet C1301B
Tricaine Sigmaaldrich A5040

Riferimenti

  1. Shima, A., Mitani, H. Medaka as a research organism: past, present and future. Mechanisms of Development. 121 (7-8), 599-604 (2004).
  2. Wittbrodt, J., Shima, A., Schartl, M. Medaka – a model organism from the far east. Nature Reviews Genetics. 3 (1), 53-64 (2001).
  3. Kasahara, M., et al. The medaka draft genome and insights into vertebrate genome evolution. Nature. 447 (7145), 714-719 (2007).
  4. Matsuda, M., et al. DMY is a Y-specific DM-domain gene required for male development in the medaka fish. Nature. 417 (6888), 559-563 (2002).
  5. Sakamoto, T., Kozaka, T., Takahashi, A., Kawauchi, H., Ando, M. Medaka (Oryzias latipes) as a model for hypoosmoregulation of euryhaline fishes. Aquaculture. 193 (3-4), 347-354 (2001).
  6. Royan, M. R., et al. 3D atlas of the pituitary gland of the model fish medaka (Oryzias latipes). Frontiers in Endocrinology. 12, 719843 (2021).
  7. Fontaine, R., Hodne, K., Weltzien, F. A. Healthy brain-pituitary slices for electrophysiological investigations of pituitary cells in teleost fish. Journal of Visualized Experiments. (138), e57790 (2018).
  8. Fontaine, R., Weltzien, F. -. A. Labeling of blood vessels in the teleost brain and pituitary using cardiac perfusion with a dii-fixative. Journal of Visualized Experiments. (148), e59768 (2019).
  9. Ager-Wick, E., et al. Preparation of a high-quality primary cell culture from fish pituitaries. Journal of Visualized Experiments. (138), e58159 (2018).
  10. Porazinski, S. R., Wang, H., Furutani-Seiki, M. Microinjection of medaka embryos for use as a model genetic organism. Journal of Visualized Experiments. (46), e1937 (2010).
  11. Wiley-Blackwell. . Medaka: Biology, Management, and Experimental Protocols. , (2019).
  12. Royan, M. R., et al. Gonadectomy and blood sampling procedures in the small size teleost model japanese medaka (Oryzias latipes). Journal of Visualized Experiments. (166), e62006 (2020).
  13. Bhat, I. A., et al. Testicular development and spermatogenesis in fish: insights into molecular aspects and regulation of gene expression by different exogenous factors. Reviews in Aquaculture. 13 (4), 2142-2168 (2021).
  14. vander Horst, G., Garcia Alvarez, O., Garde, J. J., Soler, A. J., Jones, D. Status of sperm functionality assessment in wildlife species: From fish to primates. Animals. 11 (6), 1491 (2021).
  15. Kime, D. E., et al. Computer-assisted sperm analysis (CASA) as a tool for monitoring sperm quality in fish. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology. 130 (4), 425-433 (2001).
  16. Rurangwa, E., Kime, D. E., Ollevier, F., Nash, J. P. The measurement of sperm motility and factors affecting sperm quality in cultured fish. Aquaculture. 234 (1-4), 1-28 (2004).
  17. Yang, H., Tiersch, T. R. Sperm motility initiation and duration in a euryhaline fish, medaka (Oryzias latipes). Theriogenology. 72 (3), 386-392 (2009).
  18. Hashimoto, S., et al. Effects of ethinylestradiol on medaka (Oryzias latipes) as measured by sperm motility and fertilization success. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 56 (2), 253-259 (2009).
  19. Hara, Y., Strüssmann, C. A., Hashimoto, S. Assessment of short-term exposure to nonylphenol in Japanese medaka using sperm velocity and frequency of motile sperm. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 53 (3), 406-410 (2007).
  20. Kawana, R., Strüssmann, C. A., Hashimoto, S. Effect of p-Nonylphenol on sperm motility in Japanese medaka (Oryzias latipes). Fish Physiology and Biochemistry. 28, 213-214 (2003).
  21. Gallego, V., Herranz-Jusdado, J. G., Rozenfeld, C., Pérez, L., Asturiano, J. F. Subjective and objective assessment of fish sperm motility: when the technique and technicians matter. Fish Physiology and Biochemistry. 44 (6), 1457-1467 (2018).
  22. Browne, R. K., et al. Sperm motility of externally fertilizing fish and amphibians. Theriogenology. 83 (1), 1-13 (2015).
  23. Arias Padilla, L. F., et al. Cystic proliferation of germline stem cells is necessary to reproductive success and normal mating behavior in medaka. eLife. 10, 62757 (2021).
  24. Okuyama, T., Yokoi, S., Takeuchi, H. Molecular basis of social competence in medaka fish. Development, Growth, and Differentiation. 59 (4), 211-218 (2017).
  25. Okubo, K., et al. Forebrain Gonadotropin-releasing hormone neuronal development: Insights from transgenic medaka and the relevance to X-linked Kallmann syndrome. Endocrinology. 147 (3), 1076-1084 (2006).
  26. Hodne, K., Fontaine, R., Ager-Wick, E., Weltzien, F. A. Gnrh1-induced responses are indirect in female Medaka Fsh cells, generated through cellular networks. Endocrinology. 160 (12), 3018-3032 (2019).
  27. Karigo, T., et al. Whole brain-pituitary in vitro preparation of the transgenic Medaka (Oryzias latipes) as a tool for analyzing the differential regulatory mechanisms of LH and FSH release. Endocrinology. 155 (2), 536-547 (2014).
  28. Kowalska, A., Kowalski, R., Zakęś, Z. The effect of selective cyclooxygenase (COX) inhibitors on japanese medaka (Oryzias latipes) reproduction parameters. World Academy of Science, Engineering and Technology. 77, 19-23 (2011).
  29. Kowalska, A., Siwicki, A. K., Kowalski, R. K. Dietary resveratrol improves immunity but reduces reproduction of broodstock medaka Oryzias latipes (Temminck & Schlegel). Fish Physiology and Biochemistry. 43 (1), 27-37 (2007).
  30. Tan, E., Yang, H., Tiersch, T. R. Determination of sperm concentration for small-bodied biomedical model fishes by use of microspectrophotometry. Zebrafish. 7 (2), 233-240 (2010).
  31. Harvey, B., Kelley, R. N., Ashwood-Smith, M. J. Cryopreservation of zebra fish spermatozoa using methanol. Canadian Journal of Zoology. 60 (8), 1867-1870 (1982).
  32. Wasden, M. B., Roberts, R. L., DeLaurier, A. Optimizing sperm collection procedures in Zebrafish. Journal of the South Carolina Academy of Science. 15 (2), 7 (2017).
  33. Draper, B. W., Moens, C. B. A High-throughput method for Zebrafish sperm cryopreservation and in vitro fertilization. Journal of Visualized Experiments. (29), e1395 (2009).
  34. Castellini, C., Dal Bosco, A., Ruggeri, S., Collodel, G. What is the best frame rate for evaluation of sperm motility in different species by computer-assisted sperm analysis. Fertility and Sterility. 96 (1), 24-27 (2011).
  35. Acosta, I. B., et al. Effects of exposure to cadmium in sperm cells of zebrafish, Danio rerio. Toxicology Reports. 3, 696-700 (2016).
  36. Wilson-Leedy, J. G., Kanuga, M. K., Ingermann, R. L. Influence of osmolality and ions on the activation and characteristics of zebrafish sperm motility. Theriogenology. 71 (7), 1054-1062 (2009).
  37. Alavi, S. M. H., Cosson, J. Sperm motility in fishes. (II) Effects of ions and osmolality: A review. Cell Biology International. 30 (1), 1-14 (2006).
  38. Kowalska, A., Kamaszews ki, M., Czarnowska-Kujawska, M., Podlasz, P., Kowalski, R. K. Dietary ARA improves COX activity in broodstock and offspring survival fitness of a model organism (Medaka Oryzias latipes). Animals. 10 (11), 2174 (2020).
  39. Inoue, K., Takei, Y. Asian medaka fishes offer new models for studying mechanisms of seawater adaptation. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology. 136 (4), 635-645 (2003).
  40. Zadmajid, V., Myers, J. N., Sørensen, S. R., Ernest Butts, I. A. Ovarian fluid and its impacts on spermatozoa performance in fish: A review. Theriogenology. 132, 144-152 (2019).
  41. Poli, F., Immler, S., Gasparini, C. Effects of ovarian fluid on sperm traits and its implications for cryptic female choice in zebrafish. Behavioral Ecology. 30 (5), 1298-1305 (2019).
  42. Cosson, J., Groison, A. L., Suquet, M., Fauvel, C., Dreanno, C., Billard, R. Studying sperm motility in marine fish: An overview on the state of the art. Journal of Applied Ichthyology. 24 (4), 460-486 (2008).
  43. Beirão, J., Soares, F., Herráez, M. P., Dinis, M. T., Cabrita, E. Sperm quality evaluation in Solea senegalensis during the reproductive season at cellular level. Theriogenology. 72 (9), 1251-1261 (2009).
  44. Beirão, J., et al. Sperm handling in aquatic animals for artificial reproduction. Theriogenology. 133, 161-178 (2019).
  45. Yang, H., Tiersch, T. R. Current status of sperm cryopreservation in biomedical research fish models: Zebrafish, medaka, and Xiphophorus. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology. 149 (2), 224-232 (2009).
  46. Yang, H., Tiersch, T. R. Sperm cryopreservation in biomedical research fish models. Cryopreservation in Aquatic Species. 2, 439-454 (2011).
  47. Viveiros, A., Fessehaye, Y., ter Veld, M., Schulz, R., Komen, H. Hand-stripping of semen and semen quality after maturational hormone treatments, in African catfish Clarias gariepinus. Aquaculture. 213 (1-4), 373-386 (2002).
  48. Ransom, D. G., Zon, L. I. Appendix 3 collection, storage, and use of Zebrafish sperm. Methods in Cell Biology. 60, 365-372 (1998).
  49. Cosson, J. Frenetic activation of fish spermatozoa flagella entails short-term motility, portending their precocious decadence. Journal of Fish Biology. 76 (1), 240-279 (2010).
  50. Kowalski, R. K., Cejko, B. I. Sperm quality in fish: Determinants and affecting factors. Theriogenology. 135, 94-108 (2019).
check_url/it/64326?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Closs, L., Sayyari, A., Fontaine, R. Sperm Collection and Computer-Assisted Sperm Analysis in the Teleost Model Japanese Medaka (Oryzias latipes). J. Vis. Exp. (188), e64326, doi:10.3791/64326 (2022).

View Video