Articolo metodologico

Raccolta di essudati di radice di erba medica per studiare l'impatto del di(2-etilesil) ftalato sulla produzione di metaboliti

DOI:

10.3791/64470

⸱

2 giugno 2023

 ,  ,  , 
1Key Laboratory of Soil Environment and Pollution Remediation, Institute of Soil Science, Chinese Academy of Sciences, 2College of Resources and Environment, University of Chinese Academy of Sciences

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La secrezione di essudati radicali è di solito una strategia di disintossicazione esterna per le piante in condizioni di stress. Questo protocollo descrive come valutare l'impatto degli xenobiotici sull'erba medica attraverso un'analisi metabolomica non mirata.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli essudati radicali sono i principali mezzi di comunicazione delle informazioni e di trasferimento di energia tra le radici delle piante e l'ambiente circostante. Il cambiamento nella secrezione degli essudati radicali è di solito una strategia di disintossicazione esterna per le piante in condizioni di stress. Questo protocollo mira a introdurre linee guida generali per la raccolta di essudati di radice di erba medica per studiare l'impatto del bis (2-etilesil) ftalato (DEHP) sulla produzione di metaboliti. In primo luogo, le piantine di erba medica vengono coltivate sotto stress DEHP in un esperimento di coltura idroponica. In secondo luogo, le piante vengono trasferite in provette da centrifuga contenenti 50 ml di acqua ultrapura sterilizzata per 6 ore per raccogliere gli essudati radicali. Le soluzioni vengono quindi liofilizzate in un liofilizzatore sottovuoto. I campioni congelati vengono estratti e derivati con il reagente bis(trimetilsilil)) trifluoroacetammide (BSTFA). Successivamente, gli estratti derivati vengono misurati utilizzando un sistema gascromatografico accoppiato con uno spettrometro di massa a tempo di volo (GC-TOF-MS). I dati dei metaboliti acquisiti vengono quindi analizzati sulla base di metodi bioinformatici. I metaboliti differenziali e le vie metaboliche significativamente modificate dovrebbero essere esplorati a fondo per rivelare l'impatto del DEHP sull'erba medica in vista degli essudati radicali.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il di(2-etilesil) ftalato (DEHP) è un composto chimico sintetico ampiamente utilizzato in varie materie plastiche e polimeri come plastificante per migliorarne la plasticità e la resistenza. Negli ultimi anni, un numero crescente di studi ha suggerito che il DEHP è un interferente endocrino e ha effetti negativi sui sistemi respiratorio, nervoso e riproduttivo dell'uomo e di altri animali 1,2,3. Considerando il suo rischio per la salute, l'Agenzia per la protezione ambientale degli Stati Uniti, l'Unione europea e il Centro di monitoraggio ambientale della Cina hanno tutti classificato il DEHP nell'elenco degli inquinanti prioritari. Il suolo è stato considerato un importante pozzo di DEHP nell'ambiente, a causa dell'applicazione di pacciamatura plastica e fertilizzanti organici, irrigazione con acque reflue e applicazione di fanghi agricoli4. Come previsto, il DEHP è stato rilevato ovunque nei terreni agricoli, il cui contenuto raggiunge anche i milligrammi per chilogrammo di terreno essiccato in alcune regioni della Cina 5,6. Il DEHP può penetrare nelle piante principalmente attraverso le radici e subire biomagnificazione a diversi livelli trofici negli ecosistemi del suolo7. Pertanto, negli ultimi decenni è stata sollevata una notevole preoccupazione per lo stress indotto dal DEHP nelle piante.

Le piante sono solitamente vulnerabili all'esposizione al DEHP. È stato osservato che lo stress del DEHP esercita un effetto negativo sulla germinazione dei semi e sul normale metabolismo, inibendo così la crescita e lo sviluppo delle piante 8,9. Ad esempio, il DEHP può indurre danni ossidativi alle cellule mesofille, diminuire il contenuto di clorofilla e osmoliti ed elevare le attività degli enzimi antiossidanti, con conseguente declino della resa e della qualità delle piante commestibili10,11. Tuttavia, la maggior parte degli studi precedenti sulla risposta delle piante allo stress DEHP si sono concentrati sullo stress ossidativo e sulle caratteristiche fisiologiche e biochimiche. I meccanismi corrispondenti associati al metabolismo delle piante sono meno studiati. Gli essudati radicali sono un termine generico che descrive i composti che le radici delle piante secernono e rilasciano nell'ambiente. Sono stati considerati come il mezzo di interazione tra le piante e il suolo della rizosfera, svolgendo un ruolo importante nel sostenere la crescita e lo sviluppo delle piante12. È noto che gli essudati radicali rappresentano circa il 30% -40% di tutto il carbonio fotosintetico13. In ambienti inquinati, gli essudati radicali sono coinvolti nel miglioramento della tolleranza delle piante allo stress degli inquinanti attraverso il metabolismo o l'esclusione esterna14. Di conseguenza, una profonda comprensione della risposta degli essudati delle radici delle piante allo stress da inquinamento può aiutare a rivelare i meccanismi sottostanti associati alla biochimica cellulare e ai fenomeni biologici15.

La tecnologia metabolomica fornisce una strategia efficiente per misurare un gran numero di metaboliti di piccole molecole contemporaneamente all'interno delle cellule 16,17, dei tessuti18 e persino degli essudati degli organismi 19, inclusi zuccheri, acidi organici, amminoacidi e lipidi. Rispetto ai metodi di analisi chimica tradizionali o classici, l'approccio metabolomico aumenta notevolmente il numero di metaboliti che possono essere rilevati20, il che può aiutare a identificare i metaboliti in modo più elevato e identificare le vie metaboliche chiave. La metabolomica è stata ampiamente utilizzata nel campo di ricerca della risposta biologica in ambienti stressati, come metalli pesanti21, inquinanti emergenti22 e nanoparticelle19. La maggior parte di questi studi sulle piante si sono concentrati sui cambiamenti metabolici nei tessuti vegetali interni, mentre pochi sono stati riportati sulla risposta degli essudati radicali allo stress ambientale. Pertanto, lo scopo di questo studio è quello di introdurre linee guida generali per la raccolta di essudati di radice di erba medica per studiare l'impatto del DEHP sulla produzione di metaboliti. I risultati forniranno una guida metodologica per lo studio di follow-up della metabolomica vegetale da parte del DEHP.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lo scopo di questo protocollo è quello di fornire una pipeline generale, da un esperimento di coltura idroponica all'analisi metabolomica, quantificando l'effetto del DEHP sugli essudati delle radici di erba medica.

1. Esperimento di coltura idroponica

NOTA: Questo protocollo presenta un esempio di un esperimento di coltura idroponica di erba medica progettato per ottenere piantine di erba medica (Medicago sativa) sotto lo stress di diverse concentrazioni di DEHP. Sono stati istituiti tre trattamenti: il controllo senza alcuna aggiunta e la soluzione nutritiva con 1 mg kg-1 e 10 mg kg-1 di di(DEHP. Le concentrazioni di DEHP sono state fissate in base al contenuto reale di DEHP nel suolo23. Ogni trattamento aveva sei repliche.

  1. Sterilizzare i semi di erba medica con ipoclorito di sodio allo 0,1% per 10 minuti e alcool etilico al 75% per 30 minuti.
    1. Risciacquare più volte i semi sterilizzati con acqua distillata e poi germinare su carta da filtro umida in una capsula di Petri sterile a 30 °C al buio.
  2. Trasferire 20 semi uniformi, germinati, grossi e grossi su un cesto di attecchimento in una bottiglia di coltura riempita con soluzione nutritiva, composta da (in μM): Ca(NO 3)2, 3.500; NH 4 H2PO4, 1.000; KNO3, 6.000; MgSO4, 2.000; Acido Na2Fe-etilendiamminotetraacetico (EDTA), 75; H3 BO3, 46; MnSO4, 9.1; ZnSO4, 0,8; CuSO4, 0,3; e (NH4 )6Mo7O24, 0,02. Regolare il pH della soluzione a 7,0 utilizzando 0,1 M KOH. Rinnova tutte le soluzioni settimanalmente.
  3. Porre tutti i flaconi di coltura in una camera di crescita controllata con un'intensità luminosa di 150-180 μmol m-2 s-1 con un fotoperiodo di 16 ore al giorno, a 27 °C e 20 °C che rappresentano rispettivamente il giorno (16 h) e la notte (8 h).
  4. Trasferire 15 piantine di erba medica uniformi in una nuova bottiglia di vetro per esperimenti di coltura sotto 1 mg kg-1 e 10 mg kg-1 DEHP stress dopo 2 settimane. Avvolgere le bottiglie di vetro con fogli di alluminio e parafilm per prevenire la fotolisi e la volatilizzazione del DEHP. Per applicare le stesse condizioni, avvolgere anche le bottiglie di controllo con foglio di alluminio e parafilm. Integrare la soluzione nutritiva ogni giorno per mantenere il livello del liquido.
  5. Posizionare e ruotare casualmente le bottiglie ogni 2 giorni per garantire condizioni di crescita coerenti per le piantine di erba medica.
  6. Dopo 7 giorni di coltivazione, rimuovere le piantine di erba medica dalle bottiglie e lavare con acqua ultrapura più volte, preparandosi per la raccolta degli essudati radicali.

2. Raccolta, estrazione e analisi metabolomica degli essudati radicali

NOTA: Questo protocollo è diviso in tre parti: un esperimento di raccolta, un esperimento di estrazione e l'analisi metabolomica degli essudati radicali. L'obiettivo dell'esperimento di raccolta è quello di trasferire i metaboliti secreti nei campioni vegetali al sistema di soluzione per la successiva estrazione.

  1. Esperimento di raccolta
    1. Trasferire 10 piantine di erba medica uniformi in provette da centrifuga riempite con 50 ml di acqua deionizzata sterilizzata. Immergere le radici in acqua per raccogliere gli essudati radicali per 6 ore; Tenere i tubi in posizione verticale. Eseguire almeno sei repliche per ogni trattamento.
    2. Avvolgere i tubi della centrifuga con un foglio di alluminio per proteggere le radici dalla luce.
    3. Rimuovere le piante e liofilizzare il liquido raccolto per la profilazione dei metaboliti.
  2. Esperimento di estrazione
    1. Aggiungere 1,8 mL di soluzione di estrazione (metanolo:H2O = 3:1, V/V) ai tubi e vortice per 30 s.
    2. Applicare le onde ultrasoniche ai tubi per 10 minuti a bagnomaria ghiacciata.
    3. Centrifugare i campioni a 4 °C e 11.000 × g per 15 minuti.
    4. Trasferire con cautela 200 μL di surnatante in una provetta da microcentrifuga da 1,5 ml. Prelevare 45 μL di surnatante da ciascun campione e mescolarlo in campioni di controllo qualità (QC) a un volume finale di 270 μL, che viene utilizzato per la calibrazione dei dati del metaboloma dei campioni.
    5. Liofilizzare gli estratti in un concentratore sottovuoto. Continuare l'asciugatura con 5 μL dello standard interno (ribonucleolo).
    6. Dopo l'evaporazione in un concentratore sotto vuoto, aggiungere 30 μL di metossiaminazione cloridrato (sciolto in piridina ad una concentrazione di 20 mg mL-1) alle provette e incubare le provette a 80 °C per 30 minuti. Quindi, aggiungere 40 μL di reagente bis(trimetilsilil)trifluoroacetammide (BSTFA) (con 1% di trimetilclorosilano [TMC], V/V) ai campioni e posizionare le provette a 70 °C per 1,5 ore per la derivatizzazione.
    7. Raffreddare i campioni a temperatura ambiente e aggiungere 5 μL di esteri metilici degli acidi grassi (FAME) (in cloroformio) ai campioni di controllo qualità.
  3. Analisi metabolomica
    1. Iniettare 1,0 μL degli estratti derivati in un sistema gascromatografico accoppiato a uno spettrometro di massa a tempo di volo (GC-TOF-MS) per l'analisi del profilo metabolomico utilizzando una modalità splitless.
      1. Utilizzare una colonna capillare (30 m x 250 μm x 0,25 μm) per la separazione degli essudati radicali, con elio come gas vettore ad una portata di 1,0 mL min-1. Impostare la temperatura di iniezione su 280 °C e mantenere la temperatura della linea di trasferimento e la temperatura della sorgente di ioni rispettivamente a 280 °C e 250 °C.
      2. Per la separazione, utilizzare il seguente programma di forno: 1 min di riscaldamento isotermico a 50 °C, una rampa del forno di 10 °C/min-1 a 310 °C e un riscaldamento isotermico finale a 310 °C per 8 min.
      3. Eseguire la modalità di collisione elettronica con -70 eV di energia. Ottenere spettri di massa utilizzando la modalità di monitoraggio a scansione completa con un intervallo di scansione di massa di 50-500 m/z ad una velocità di 12,5 spettri/s.
    2. Filtrare i singoli picchi per rimuovere il rumore. Il valore di deviazione viene filtrato in base all'intervallo interquartile.
    3. Riempire i valori mancanti con metà dei valori minimi, standardizzare e normalizzare i dati.
    4. Importa i dati finali in formato .csv nel software di analisi statistica per l'analisi multivariata.
    5. Cerca i metaboliti nel database KEGG (Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes) (una risorsa di database per comprendere le funzioni e le utilità di alto livello del sistema biologico) e classificare i metaboliti in diverse categorie, come carboidrati, acidi, lipidi, alcoli e ammine. Utilizzare un software di analisi statistica per costruire un grafico a torta per indicare la percentuale di ogni categoria in tutti gli essudati radice.
    6. Applicare proiezioni ortogonali supervisionate all'analisi discriminante delle strutture latenti (OPLS-DA) per dimostrare le differenze tra i gruppi.
    7. Lo screening ha cambiato significativamente i metaboliti come metaboliti differenziali sulla base di un'importanza variabile nella proiezione (VIP) > 1 e p < 0,05 (test t di Student).
    8. Utilizzare i dati del metaboloma per costruire mappe di calore con il software di analisi statistica e utilizzare i cambiamenti di piega sotto diversi trattamenti per costruire istogrammi.
    9. Cercare i metaboliti differenziali nel database KEGG e Pubchem e compilare le vie metaboliche contenenti i metaboliti differenziali. Eseguire l'analisi dell'arricchimento dei percorsi o della topologia.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In questo esperimento, gli essudati delle radici di erba medica sono stati raccolti, estratti e analizzati secondo i metodi sopra riportati (Figura 1). Sono stati istituiti tre gruppi di trattamento: controllo, bassa concentrazione di DEHP (1 mg L-1) e alta concentrazione di DEHP (10 mg L-1).

Un totale di 778 picchi sono stati rilevati nel cromatografo del controllo, di cui 314 metaboliti potrebbero essere identificati in base agli spettri di...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo protocollo fornisce indicazioni generali su come raccogliere e misurare gli essudati radicali dell'erba medica sotto stress DEHP, nonché su come analizzare i dati del metaboloma. È necessario prestare molta attenzione ad alcuni passaggi critici di questo protocollo. Negli esperimenti di coltura idroponica, le piantine di erba medica sono state coltivate idroponicamente in bottiglie di vetro riempite con soluzioni nutritive con diverse concentrazioni di DEHP. Le bottiglie di vetro devono essere protette dalla luce ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti noti o relazioni personali che potrebbero aver influenzato il lavoro riportato in questo articolo.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato sostenuto congiuntamente dalla National Natural Science Foundation of China (41877139), dai principali progetti della National Natural Science Foundation of China (41991335), dal National Key Research and Development Program of China (2016YFD0800204), dalla Natural Science Foundation della provincia di Jiangsu (n. BK20161616), dal Piano "135" e dal Programma di frontiera dell'Accademia cinese delle scienze (ISSASIP1615).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
AdonitoloSIGMA≥ 99%
Semi di erba medicaJiangsu Academy of Agricultural Sciences (Nanjing, Cina)
Bilancia analiticaSartoriusBSA124S-CW
BSTFAREGIS Technologiescon 1% TMCS, v/v
CentrifugaThermo Fisher ScientificHeraeus Fresco17
Colonna cromatograficaAgilentDB-5MS (30 m & tempi; 250 & mu; m &volte; 0,25 μ m)
Di(2-etilesil) ftalatoDr. Ehrenstorfer
FAMEsDr. Ehrenstorfer
Gas cromatografia (GC)Agilent7890A
Strumento di macinazioneShanghai Jingxin Technology Co., LtdJXFSTPRP-24
Spettrometro di massa (MS)LECOPEGASUS HT
MetanoloCNW TechnologiesHPLC
Metossiaminatio cloridratoTCIAR
Provetta per microcentrifugaEppendorfEppendorf Eppendorf Quality1.5 mL
FornoShanghai Yiheng Scientific Instrument Co., LtdDHG-9023A
PiridinaAdamasHPLC
R softwareSoftware di analisi statistica (arricchimento del percorso, topologia)
SIMCA16.0.2 software di analisi statistica (OPLS-DA ecc)
Congelatore a bassissima temperaturaThermo Fisher ScientificForma serie
UltrasuoniShenzhen Fangao Microelectronics Co., LtdYM-080S
Essiccatore sottovuotoTaicang Huamei fabbrica di strumenti biochimiciLNG-T98
900

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Yin, X. H., Zeb, R., Wei, H., Cai, L. Acute exposure of di(2-ethylhexyl) phthalate (DEHP) induces immune signal regulation and ferroptosis in oryzias melastigma. Chemosphere. 265, 129053(2021).
  2. Seyoum, A., Pradhan, A. Effect of phthalates on development, reproduction, fat metabolism and lifespan in Daphnia magna. The Science of the Total Environment. 654, 969-977 (2019).
  3. van T Erve, T. J., et al. Phthalates and phthalate alternatives have diverse associations with oxidative stress and inflammation in pregnant women. Environmental Science & Technology. 53 (6), 3258-3267 (2019).
  4. He, L., et al. Contamination and remediation of phthalic acid esters in agricultural soils in China: a review. Agronomy for Sustainable Development. 35 (2), 519-534 (2015).
  5. Liu, S. S., et al. Di-(2-ethylhexyl) phthalate as a chemical indicator for phthalic acid esters: an investigation into phthalic acid esters in cultivated fields and e-waste dismantling sites. Environmental Toxicology and Chemistry. 38 (5), 1132-1141 (2019).
  6. Li, K. K., Ma, D., Wu, J., Chai, C., Shi, Y. X. Distribution of phthalate esters in agricultural soil with plastic film mulching in Shandong Peninsula, East China. Chemosphere. 164, 314-321 (2016).
  7. Sun, J., Wu, X., Gan, J. Uptake and metabolism of phthalate esters by edible plants. Environmental Science & Technology. 49 (14), 8471-8478 (2015).
  8. Kim, D., Cui, R., Moon, J., Kwak, J. I., An, Y. J. Soil ecotoxicity study of DEHP with respect to multiple soil species. Chemosphere. 216, 387-395 (2019).
  9. Gao, M. L., Qi, Y., Song, W. H., Xu, H. R. Effects of di-n-butyl phthalate and di (2-ethylhexyl) phthalate on the growth, photosynthesis, and chlorophyll fluorescence of wheat seedlings. Chemosphere. 151, 76-83 (2016).
  10. Zhang, Y., et al. Effects of diethylphthalate and di-(2-ethyl)hexylphthalate on the physiology and ultrastructure of cucumber seedlings. Environmental Science and Pollution Research. 21 (2), 1020-1028 (2014).
  11. Gao, M. L., Liu, Y., Dong, Y. M., Song, Z. G. Physiological responses of wheat planted in fluvo-aquic soils to di (2-ethylhexyl) and di-n-butyl phthalates. Environmental Pollution. 244, 774-782 (2019).
  12. Lundberg, D. S., Teixeira, P. J. P. L. Root-exuded coumarin shapes the root microbiome. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (22), 5629-5631 (2018).
  13. Canarini, A., Kaiser, C., Merchant, A., Richter, A., Wanek, W. Root exudation of primary metabolites: mechanisms and their roles in plant responses to environmental stimuli. Frontiers in Plant Science. 10, 157(2019).
  14. Chai, Y. N., Schachtman, D. P. Root exudates impact plant performance under abiotic stress. Trends in Plant Science. 27 (1), 80-91 (2022).
  15. Olanrewaju, O. S., Ayangbenro, A. S., Glick, B. R., Babalola, O. O. Plant health: feedback effect of root exudates-rhizobiome interactions. Applied Microbiology and Biotechnology. 103 (3), 1155-1166 (2019).
  16. Chamberlain, C. A., Hatch, M., Garrett, T. J. Metabolomic and lipidomic characterization of Oxalobacter formigenes strains HC1 and OxWR by UHPLC-HRMS. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 411 (19), 4807-4818 (2019).
  17. vander Hooft, J. J. J., Goldstone, R. J., Harris, S., Burgess, K. E. V., Smith, D. G. E. Substantial extracellular metabolic differences found between phylogenetically closely related probiotic and pathogenic strains of Escherichia coli. Frontiers in Microbiology. 10, 252(2019).
  18. Liu, N., Zhu, L. Metabolomic and transcriptomic investigation of metabolic perturbations in Oryza sativa L. triggered by three pesticides. Environmental Science & Technology. 54 (10), 6115-6124 (2020).
  19. Zhao, L., et al. H-1 NMR and GC-MS based metabolomics reveal defense and detoxification mechanism of cucumber plant under nano-Cu stress. Environmental Science & Technology. 50 (4), 2000-2010 (2016).
  20. Llanes, A., Arbona, V., Gómez-Cadenas, A., Luna, V. Metabolomic profiling of the halophyte Prosopis strombulifera shows sodium salt- specific response. Plant Physiology and Biochemistry. 108, 145-157 (2016).
  21. Zhang, Y., et al. Zinc stress affects ionome and metabolome in tea plants. Plant Physiology and Biochemistry. 111, 318-328 (2017).
  22. Wright, R. J., Bosch, R., Gibson, M. I., Christie-Oleza, J. A. Plasticizer degradation by marine bacterial isolates: a proteogenomic and metabolomic characterization. Environmental Science & Technology. 54 (4), 2244-2256 (2020).
  23. He, L., et al. Contamination and remediation of phthalic acid esters in agricultural soils in China: a review. Agronomy for Sustainable Development. 35 (2), 519-534 (2015).
  24. Koch, K. E. Carbohydrate-modulated gene expression in plants. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. 47, 509-540 (1996).
  25. Wang, Y. T., et al. Nontargeted metabolomic analysis to unravel the impact of di (2-ethylhexyl) phthalate stress on root exudates of alfalfa (Medicago sativa). The Science of the Total Environment. 646, 212-219 (2019).
  26. Yu, Q., et al. Photolysis of bis(2-ethylhexyl) phthalate in aqueous solutions at the presence of natural water photoreactive constituents under simulated sunlight irradiation. Environmental Science and Pollution Research International. 26 (26), 26797-26806 (2019).
  27. Zhang, S. H., Guo, A. J., Fan, T. T., Zhang, R., Niu, Y. J. Phthalates in residential and agricultural soils from an electronic waste-polluted region in South China: distribution, compositional profile and sources. Environmental Science and Pollution Research. 26 (12), 12227-12236 (2019).
  28. Liu, S. S., et al. Di-(2-ethylhexyl) phthalate as a chemical indicator for phthalic acid esters: An investigation into phthalic acid esters in cultivated fields and e-waste dismantling sites. Environmental Toxicology and Chemistry. 38 (5), 1132-1141 (2019).
  29. Fan, T. W., Lane, A. N., Pedler, J., Crowley, D., Higashi, R. M. Comprehensive analysis of organic ligands in whole root exudates using nuclear magnetic resonance and gas chromatography-mass spectrometry. Analytical Biochemistry. 251 (1), 57-68 (1997).
  30. Bobille, H., et al. Evolution of the amino acid fingerprint in the unsterilized rhizosphere of a legume in relation to plant maturity. Soil Biology and Biochemistry. 101, 226-236 (2016).
  31. Zhang, Z., et al. Effects of two root-secreted phenolic compounds from a subalpine coniferous species on soil enzyme activity and microbial biomass. Chemistry and Ecology. 31 (7), 636-649 (2015).
  32. Yuan, J., et al. Organic acids from root exudates of banana help root colonization of PGPR strain Bacillus amyloliquefaciens NJN-6. Scientific Reports. 5, 13438(2015).
  33. van Dam, N. M., Bouwmeester, H. J. Metabolomics in the rhizosphere: tapping into belowground chemical communication. Trends in Plant Science. 21 (3), 256-265 (2016).
  34. Shen, X., Yang, F., Xiao, C., Zhou, Y. Increased contribution of root exudates to soil carbon input during grassland degradation. Soil Biology & Biochemistry. 146, 107817(2020).
  35. Oburger, E., Jones, D. L. Sampling root exudates-mission impossible. Rhizosphere. 6, 116-133 (2018).
  36. Zhang, L. Effects of root exudates of wheat stressed by Cd on the germination of crop seeds. International Symposium on Water Resources and the Urban Environment. , Wuhan, China. 319-321 (2003).
  37. Shinano, T., et al. Metabolomic analysis of night-released soybean root exudates under high- and low-K conditions. Plant and Soil. 456, 259-276 (2020).
  38. Adeleke, R., Nwangburuka, C., Oboirien, B. Origins, roles and fate of organic acids in soils: A review. South African Journal of Botany. 108, 393-406 (2017).
  39. Rico, C. M., et al. Cerium oxide nanoparticles modify the antioxidative stress enzyme activities and macromolecule composition in rice seedlings. Environmental Science & Technology. 47 (24), 14110-14118 (2013).
  40. Mortimer, M., Kasemets, K., Vodovnik, M., Marinsek-Logar, R., Kahru, A. Exposure to CuO nanoparticles changes the fatty acid composition of protozoa Tetrahymena thermophila. Environmental Science & Technology. 45 (15), 6617-6624 (2011).
  41. Liao, Q. H., et al. Root exudates enhance the PAH degradation and degrading gene abundance in soils. Science of the Total Environment. 764, 144436(2021).
  42. Ding, Y., et al. Adaptive defence and sensing responses of host plant roots to fungal pathogen attack revealed by transcriptome and metabolome analyses. Plant, Cell & Environment. 44 (12), 3526-3544 (2021).
  43. Rugova, A., Puschenreiter, M., Koellensperger, G., Hann, S. Elucidating rhizosphere processes by mass spectrometry-A review. Analytica Chimica Acta. 956, 1-13 (2017).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Tag

Stress da DEHPProfilazione dei metabolitiMetabolomica non mirataColtura idroponicaCromatografia gassosaSpettrometria di massaMetaboliti differenzialiPercorsi metaboliciDetossificazione vegetale

Articoli correlati