Трансляционная кроличья модель хронической кардиостимуляции

Summary

Мы представляем минимально инвазивную лепориновую модель долгосрочной кардиостимуляции, которая может быть использована для искусственного электрокардиостимуляции и развития сердечной недостаточности в доклинических исследованиях.

Abstract

Животные модели кардиостимуляции полезны для тестирования новых устройств, изучения патофизиологии искусственно изменяемых сердечных ритмов и изучения кардиомиопатий, вызванных аритмией, и последующей сердечной недостаточности. В настоящее время доступно всего несколько таких моделей, и они в основном требуют обширных ресурсов. Мы сообщаем о новой экспериментальной модели кардиостимуляции у мелких млекопитающих с потенциалом для изучения сердечной недостаточности, вызванной аритмией.

У шести новозеландских белых кроликов (средний вес: 3,5 кг) под общей ингаляционной анестезией яремная область была рассечена, и через правую наружную яремную вену был введен один кардиостимулятор. С помощью рентгеноскопического контроля отведение было продвинуто к верхушке правого желудочка, где оно было стабилизировано с помощью пассивной фиксации. Затем был подключен кардиостимулятор и закопан в подкожный карман.

Имплантация кардиостимулятора прошла успешно с хорошим заживлением; Анатомия кролика благоприятна для размещения поводка. В течение 6 месяцев наблюдения с прерывистой стимуляцией средний воспринимаемый потенциал миокарда составлял 6,3 мВ (мин.: 2,8 мВ, макс.: 12 мВ), а измеренный средний импеданс отведения составлял 744 Ω (мин.: 370 Ω, макс.: 1014 Ω). Порог стимуляции первоначально составлял 0,8 В ± 0,2 В и оставался стабильным во время наблюдения.

Настоящее исследование является первым, в котором представлена успешная трансвенозная кардиостимуляция на модели мелких млекопитающих. Несмотря на размер и хрупкость тканей, приборы размером с человека с регулировкой могут безопасно использоваться для хронической кардиостимуляции, и, таким образом, эта инновационная модель подходит для изучения развития кардиомиопатии, вызванной аритмией, и последующей патофизиологии сердечной недостаточности.

Introduction

В исследованиях сердечной недостаточности и разработке кардиостимуляции трансляционные модели часто требуются для доклинических испытаний¹. Кроме того, новые устройства, материалы и усовершенствования свинца должны быть проверены на предмет их потенциальных осложнений перед их клиническим использованием. Таким образом, модели кардиостимуляции имеют широкий спектр применения, включая анализ искусственно ритмизированных сердечных ритмов и изучение их патофизиологического влияния на сердечную функцию ^2,3. В экспериментах по кардиомиопатии, вызванной кардиостимуляцией или тахикардией, могут использоваться модели различных размеров животных с развитием сердечной недостаточности в течение нескольких недель после высокоскоростной стимуляции 1,3,4,5.

В предыдущих исследованиях сообщалось об использовании моделей крупных животных — свиней, собак и овец — в таких приложениях ^2,3,6. Однако доступность этих моделей ограничена, и они требуют обширных ресурсов для хирургии и обработки животных. Напротив, использование мелких млекопитающих может решить вышеупомянутые проблемы и, следовательно, послужить оптимальной и доступной моделью исследования. Тем не менее, об исследованиях кардиостимуляции на мелких млекопитающих сообщалось редко, и это может быть связано с их тонкой анатомией, хрупкостью тканей и более высокой скоростью стимуляции, требуемой 7,8,9,10,11,12.

Только хирургические модели частично имплантированных кардиостимуляторов с внешними кардиостимуляторами^11,12 или беспроводными микроскопическими кардиостимуляторами 5,7,8,9 использовались в исследованиях кардиостимуляторов мелких млекопитающих, но, насколько нам известно^, до настоящего времени не сообщалось об использовании полностью имплантированных трансвенозных кардиостимуляторов размером с человека. Предыдущие данные на моделях лепорина показывают, что стимуляция с учащенным сердцебиением в течение нескольких недель приводит к депрессии миокарда^11,12. В данной работе представлена первая практически жизнеспособная модель мелких млекопитающих, демонстрирующая успешную имплантацию кардиостимулятора размером с человека кроликам. Описанная методология направлена на представление клинически значимой модели кардиостимуляции и может быть тесно переведена на исследования кардиомиопатии, вызванной тахикардией или кардиостимуляцией, и последующей патофизиологии сердечной недостаточности 2,11,12.

Protocol

Этот экспериментальный протокол был рассмотрен и одобрен Институциональным экспертным комитетом по животным на Первом медицинском факультете Карлова университета и выполнен в экспериментальной лаборатории университета, кафедре физиологии, первом медицинском факультете Карлова университета в Праге, Чешская Республика, в соответствии с Законом No 246/1992 Сб. Все животные лечились и ухаживали в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных, 8-е издание, опубликованным National Academies Press, 2011. Все процедуры проводились в соответствии со стандартными ветеринарными конвенциями в присутствии и под руководством лицензированного ветеринара. Шесть новозеландских белых кроликов были включены в эту серию экспериментов. Их средняя масса тела составила 3,5 кг ± 1 кг в день имплантации кардиостимулятора. Все значения выражаются в виде средних ± СЭМ и, при необходимости, диапазонами минимальных и максимальных измеренных значений. Значение P < 0,05 считалось значимым. Для успешного освоения методики необходимы базовые навыки анестезии животных и хирургии; Предыдущий опыт кардиостимуляции рекомендуется, но не обязателен. 1. Предоперационный уход Дайте кроликам акклиматизироваться в своем жилищном учреждении в течение как минимум 2 недель и освоиться с человеческим прикосновением и манипуляциями, чтобы облегчить обращение с животными и управление ими в день операции. Кормите животных сеном и гранулированным кроличьим рационом на основе сена. Обеспечьте пресную воду через равные промежутки времени. Проводите короткую ежедневную проверку их жизненно важных функций (температура тела, частота дыхания) и общего состояния, включая оптимальное потребление пищи и отсутствие дистресса. 2. Анестезия, премедикация и мониторинг После 30 минут голодания вводят премедикацию: бупренорфин (0,01-0,04 мг/кг в/м), мидазолам (0,3-0,6 мг/кг в/м), медетомидин (0,03-0,06 мг/кг в/м) и кетамин (5-10 мг/кг в/м). Вставьте канюлю в вену краевого уха для внутривенного введения препарата. Соберите образцы крови с помощью пробирок малого объема (0,5 мл) для гематологических и биохимических анализов. Сбрейте кожу кролика с помощью бритвы в правой яремной области на шее — в месте операции — и на конечностях, чтобы прикрепить электроды для мониторинга ЭКГ. Брейтесь с осторожностью, так как кожа кроликов легко подвержена раздражению и обычно видны небольшие слезы. Положите животное на грелку, чтобы предотвратить переохлаждение. Контролировать жизненно важные функции, включая ЭКГ, температуру тела в прямой кишке и насыщение кислородом с помощью пульсоксиметра, согласно протоколу анестезии. Наденьте маску на рот и нос животного и закрепите ее резиновым уплотнением вокруг морды животного. Используйте мазь для защиты глаз животного от сухости. Чтобы добиться адекватного седативного эффекта, обеспечьте животных изофлураном (смешанным с кислородом) через маску для лица. Начните с концентрации 3,5% и уменьшайте по мере необходимости в соответствии с реакцией животного с точки зрения подавленного рефлекса роговицы и двигательной болевой реакции.ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы снизить риск повреждения легких во время анестезии, рекомендуется спонтанная вентиляция легких, но на случай гиповентиляции необходимо держать наготове ручной или автоматический аппарат искусственной вентиляции легких для новорожденных. Подготовьте все стерильные инструменты. Положите животное на рентгеноскопический стол. Наденьте полные рентгеновские средства индивидуальной защиты. 3. Имплантация желудочкового отведения Найдите наружную яремную вену и отметьте ее положение на коже. Стерилизуйте всю область с помощью повидон-йода и приступайте к покрытию места операции стерильной драпировкой с отверстием над отмеченной яремной областью. Сделайте разрез на коже параллельно отмеченной яремной вене. Найдите наружную яремную вену и изолируйте длину 1 см от прилегающей фиброзной ткани и сосудистого пучка. Найдите сонную артерию для ориентации и предотвращения ее травмирования. Создайте карман в подкожной клетчатке для размещения кардиостимулятора. Используйте ножницы для тупого рассечения, чтобы предотвратить чрезмерное кровотечение и повреждение тканей. Закрепите сосуд резиновой стяжкой на обоих концах изолированного сегмента сосуда и закройте кровоток (рис. 1). Используя стандартную технику вырубки, сделайте срез примерно в 1/3 окружности стенки сосуда с помощью лезвия. Используйте кирку для сосудов, чтобы широко открыть разрез и ввести в просвет один пассивный провод для стимуляции. Под рентгеноскопическим контролем дополнительно продвигайте его кончик к вершине правого желудочка (рис. 2). Предварительно придайте стилету форму кривой и используйте его, чтобы направить провод для прохождения трехстворчатого кольца. Следите за тем, чтобы кончик провода не поддерживался стилетом, чтобы поводок оставался гибким и атравматичным при прикосновении к ткани. Проверьте параметры темпа. Сигнал и импеданс, воспринимаемые желудочковым отведением, должны быть стабильными, а порог стимуляции должен быть низким. Не должно быть фасцикуляции соседних мышц (рис. 3). Закрепите положение вывода, пришив его через защитный резиновый рукав к нижележащей фиброзной ткани, и запечатайте просвет сосуда вокруг свинца с помощью шелковой стяжки (рис. 4). 4. Имплантация кардиостимулятора Подсоедините кардиостимулятор к проводу стимуляции и закрепите разъем IS-1 с помощью винта. Если во время наблюдения будет использоваться функция исследования неинвазивной стимуляции (см. шаг 6), подключите кардиостимулятор к гнезду предсердного канала. Закопайте кардиостимулятор и дополнительную длину провода в предварительно сформированный подкожный карман (рис. 5). Промойте карман повидоном-йодом. Зашивают кожу раны с помощью монофиламентной нити. Установите желаемую программу стимуляции и выполните окончательную проверку параметров стимуляции (рис. 3). 5. Послеоперационный уход Извлеките анестетики и внимательно наблюдайте за животным, пока оно не придет в сознание. Вводят атипамезол (0,01-0,03 мг/кг в/м), чтобы вернуть действие медетомидина. После восстановления сознания и достижения оптимальной температуры тела вводят мелоксикам (0,4-0,6 мг/кг) подкожно для облегчения боли. Добавьте бупренорфин через 6-8 часов, если обезболивание не является адекватным в соответствии с действительной шкалой оценки боли (например,.шкала гримасы кролика). Вводят метоклопрамид (0,5-1 мг / кг внутривенно) для предотвращения дальнейшего желудочно-кишечного застоя и стимуляции перистальтики желудка и продолжайте 3 раза в день до тех пор, пока не восстановится достаточное потребление пищи и выработка стула. Следуйте схеме внутривенного введения антибиотиков широкого спектра действия до заживления ран (энрофлоксацин в дозе 10-20 мг / кг 2 раза в день в течение 3-7 дней). Перенесите животное в комфортную и привычную среду и наблюдайте за ним до тех пор, пока оно не обретет достаточное сознание. Не возвращайте кролика в компанию других животных до тех пор, пока он полностью не выздоровеет. Поддерживайте прием мелоксикама (0,4-0,6 мг/кг/к ежедневно) в течение не менее 5 дней. Регулярно контролируйте и перевязывайте раны, чтобы обеспечить безопасное и своевременное заживление. После полного заживления, примерно через 14 дней после процедуры, снимите нерассасывающиеся кожные швы. Выполняйте дистанционный опрос и регулярно проверяйте параметры стимуляции (например, порог стимуляции, зондирование миокарда и импеданс отведения).ПРИМЕЧАНИЕ: Полученные значения должны следовать стабильной тенденции. 6. Протокол темпинга и сбор данных Опросите кардиостимулятор и установите резервный режим стимуляции , выбрав минимальную базовую скорость в меню «Параметры».ПРИМЕЧАНИЕ: Благодаря высокой частоте сердечных сокращений и высокой вариабельности, присущей мелким животным, непрерывная искусственная стимуляция может быть достигнута со скоростью 300-400 ударов в минуту в соответствии с указанными требованиями. Прерывистая стимуляция может быть достигнута во время каждого опроса кардиостимулятора (следуйте шагу 6.4 и рисунку 6). Непрерывно записывайте импеданс провода шага; в меню «Диагностика» программатора кардиостимулятора запустите сбор данных. Непрерывно записывайте потенциал миокарда и проверяйте его вручную каждую неделю путем опроса кардиостимулятора; в меню «Тест» программатора кардиостимулятора на вкладке «Зондирование» измерьте амплитуды униполярного и биполярного потенциала миокарда. Регулярно (еженедельно) оценивайте порог темпа путем опроса. Используйте функцию неинвазивного исследования кардиостимуляции (выберите NIPS в меню «Тест») для измерения порога стимуляции с достаточной скоростью стимуляции (рис. 6). Оцените порог стимуляции для различных длительностей стимула (от 0,1 мс до 1,5 мс) и выразите его в вольтах. Используйте внутрисердечные электрограммы или поверхностную ЭКГ для определения потери захвата, когда выходной сигнал стимуляции становится подпороговым. Выполняйте все процедуры в соответствии со стандартными ветеринарными конвенциями, приносите животное в жертву в соответствии с институциональными правилами по завершении каждого исследования и выполняйте вскрытие. Эксплантируйте кардиостимулятор и свинец и исследуйте их на предмет воспалительных реакций, образования биопленки и фиброза.ПРИМЕЧАНИЕ: Передозировка калия была дана под глубоким наркозом для эвтаназии животных в этом протоколе.

Representative Results

Всего в исследование было включено шесть животных. У всех животных стимуляционный провод был успешно имплантирован через наружную яремную вену в верхушку правого желудочка (дополнительный рисунок S1). Положение проверялось с помощью рентгеноскопии, и свинец пришивался к соседним тканям поверх резинового рукава. Согласно рентгеновской визуализации, отведение сохраняло свое положение в течение всего периода протокола стимуляции. Прикрепленный кардиостимулятор прощупывался в боковой области шеи, не вызывая явных проблем у животного. Все раны зажили полностью и без местных осложнений. Свинцовый наконечник был оснащен двумя титаново-платиновыми электродами — дистальным полусферическим кольцом и проксимальным цилиндрическим кольцевым электродом — с межэлектродным расстоянием 25 мм (рис. 2). Провода свободно продвигались в вершину и пассивно прикреплялись там своими силиконовыми фиксирующими зубьями. Это позволило обеспечить униполярную стимуляцию от наконечника электрода и биполярную стимуляцию между обоими электродами, расположенными в правом желудочке. Репрезентативный сигнал, воспринимаемый потенциалом миокарда, показан на рисунке 3, а измеренные параметры стимуляции подробно приведены в таблице 1 и на рисунке 7. Во время процедуры средний воспринимаемый потенциал миокарда составлял 5,6 В ± 0,8 мВ (мин.: 2,8 мВ, макс.: 8 мВ), импеданс отведения составлял 675 Ω ± 74 Ω (мин.: 468 Ω, макс.: 951 Ω), а порог стимуляции составлял 0,8 В ± 0,26 В (мин.: 0,2 В, макс.: 2,2 В), при этом длительность стимула была установлена на стандартную 0,4 мс. После наблюдения в течение 3 месяцев и 6 месяцев с прерывистой стимуляцией средний сенсорный потенциал миокарда составлял 7,4 мВ ± 1,2 мВ (мин.: 4.0 мВ, макс.: 12.0 мВ) и 6.3 мВ ± 1.0 мВ (мин.: 4.2 мВ, макс.: 10.3 мВ) соответственно. Измеренное среднее сопротивление провода составило 869 Ω ± 32 Ω (мин.: 760 Ω, макс.: 975 Ω) и 725 Ω ± 96 Ω (мин.: 370 Ω, макс.: 1014 Ω), соответственно, а порог стимуляции изменился на 1,2 В ± 0,3 В (мин.: 0.2 В, макс.: 2.2 В) и на 1.4 В ± 0.3 В (мин.: 0.5 В, макс.: 2.3 В), соответственно. Все изменения параметров за этот период не были статистически значимыми (P > 0,05), а биполярные и униполярные параметры следовали сопоставимым тенденциям (рис. 7 и табл. 1). Один случай был прекращен досрочно из-за частичного проникновения свинца, что привело к резкому падению импеданса, наблюдавшемуся на второй день после имплантации. Позже, в течение второго месяца наблюдения, было замечено постепенное повышение порога, и стимуляция на высокой мощности вызвала мышечную фасцикуляцию. Животное оставалось бессимптомным, но во время вскрытия было обнаружено, что кончик ходового провода проник через нижнюю стенку миокарда в перикард на длину примерно на 3 мм. Кровотечения и признаков инфекции не наблюдалось. До процедуры, на 1-й день после процедуры и на 7-й день после процедуры, среднее количество лейкоцитов составляло 5,9 × 10 9 / л, 7,37 × 10 9 / л и 7,42 × 10 9 / л, соответственно, средние уровни гемоглобина составляли 105 г / л, 113 г / л и 110 г / л соответственно, а среднее количество тромбоцитов составляло 317 × 10 9 / л, 274 × 109/л и 219 × 109/л соответственно. Лабораторные показатели не продемонстрировали существенных изменений в течение первой недели после процедуры (P > 0,05 для всех). При микроскопической оценке поверхность свинцового кремния была покрыта волокнистой тканью (с приблизительной толщиной 100 мкм), но клеток обнаружено не было (рис. 8). Рисунок 1: Хирургическая диссекция яремной вены. После разрезания кожи образуется подкожный карман, и яремная вена обнажается, лигируется дистально и поддерживается синей резинкой проксимально. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 2: Рентгеноскопия во время имплантации отведения кардиостимулятора. Через наружную яремную вену вводится стимуляционный отведение, и с помощью предварительно сформированного стилета отведение продвигается к верхушке правого желудочка, где оно закрепляется пассивной фиксацией силиконовыми зубцами. Прикрепленный кардиостимулятор закапывается в подкожный карман в области шеи. Стрелка указывает на дистальное полусферическое кольцо (зеленый) и проксимальный цилиндрический кольцевой (красный) электроды. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 3: Репрезентативные измерения зондируемых потенциалов миокарда желудочков. Желудочковое зондирование и измерения его амплитуды показаны во время острой фазы после стимуляции позиционирования отведения (слева) и после имплантации кардиостимулятора (справа). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 4: Закрепление ведущего темпа. Фиксация провода двумя нерассасывающимися швами через резиновый рукав (стрелку) к подлежащей ткани фиксирует его в нужном положении и предотвращает его вывих. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 5: Размещение кардиостимулятора. Кардиостимулятор закапывают в подкожный карман и промывают повидон-йодом. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 6: Измерение порога темпа. Используя функцию исследования неинвазивной стимуляции кардиостимулятора, проводится стимуляция с более высокой, чем нативная частота сердечных сокращений. Стимулы стимуляции помечаются буквой P. Порог стимуляции оценивается с помощью различных выходов стимула. (A) Репрезентативный пример эндокардиального потенциала захвата желудочков показан для выходного напряжения 0,8 В при 0,4 мс, (B) но потеря захвата наблюдается при снижении выходного напряжения до 0,6 В при 0,4 мс. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 7: Наблюдение за параметрами стимуляции модели кардиостимуляции лепорина. Построены тренды порога (A) стимуляции, (B) импеданса стимуляции и (C) зондирования миокарда для всех субъектов. Средние униполярные (полная линия) и биполярные значения (пунктирная линия) выделены жирным шрифтом. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 8: Эксплантированный образец свинца. Желудочковая часть разрезается эксплантированным кардиостимулятором. (А) Макроскопическое изображение и (Б) микроскопическое изображение, окрашенное толуидиновым синим, показывают поверхность кремния, покрытую слоем волокнистой ткани. Масштабные линейки = (А ) 1 см, (В) 10 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 9: Тенденции желудочкового зондирования и импеданса свинца. Репрезентативный пример (А) непрерывного и стабильного желудочкового зондирования миокарда и (Б) тенденций импеданса желудочкового отведения в течение 236 дней наблюдения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 10: Желудочковые эндомиокардиальные электрограммы. Желудочковые потенциалы, воспринимаемые кардиостимулятором, изображены с (А) униполярными и (В) биполярными соединениями. Потенциал Т-волны более отчетлив при униполярном соединении, но не вызывает сверхчувствительности. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Однополюсный перипроцедурный Последующая деятельность 3 месяца 6 месяцев Ощущаемый потенциал миокарда [мВ] 5.6 ± 0.8 7.4 ± 1.2 6.3 ± 1.0 Порог темпа [V при 0,4 мс] 0,8 ± 0,3 1.2 ± 0.3 1.4 ± 0.3 Импеданс свинца [Ω] 675 ±74 869 ±32 725 ± 96 Таблица 1: Последующее наблюдение за параметрами кардиостимуляции модели сердечной стимуляции лепорина. Значения воспринимаемого потенциала миокарда, порога стимуляции и импеданса отведения выражаются как среднее значение ± SEM за 3 месяца и 6 месяцев наблюдения. Дополнительный рисунок S1: Схема имплантированной системы трансвенозной стимуляции размером с человека у кролика. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Discussion

Несмотря на специфические ограничения, модели мелких млекопитающих предлагают преимущества для клинических исследований¹³. Обладая установленной методологией, модели кардиостимуляции могут обеспечить оптимальную платформу для моделирования широкого спектра сердечно-сосудистых заболеваний и патологических состояний кровообращения ^7,14 со значительно меньшими требованиями к ресурсам по сравнению с моделями крупных животных или клиническими испытаниями. В этой статье представлена инновационная, минимально инвазивная модель длительной сердечной стимуляции у кроликов. Следуя этому протоколу, можно использовать полностью имплантированную полноразмерную систему кардиостимулятора человека, включая полноразмерный кардиостимулятор, в модели мелких млекопитающих.

Во время имплантации кардиостимулятора мы смогли расположить поводок в стабильном, оптимальном месте в верхушке правого желудочка у всех животных. Инвазивно измеренные параметры стимуляции находились в пределах нормы, аналогично значениям, распространенным в экспериментах на крупных животных или в медицине^{человека 2,3}. Измеренный средний потенциал миокарда 6,5 мВ ± 1,9 мВ в правом желудочке кролика четко распознается стандартным имплантируемым кардиостимулятором. Максимальный измеренный порог стимуляции составлял 2,5 В при длительности стимула 0,4 мс, а импеданс оставался в пределах нормы во время наблюдения. В целом, они представляют собой оптимальные параметры темпа.

Во время наблюдения параметры стимуляции были проверены неинвазивно путем опроса имплантированного кардиостимулятора, и эти параметры обобщены на рисунке 7, рисунке 9 и таблице 1. Желудочковое зондирование и импеданс отведения не продемонстрировали каких-либо существенных изменений в течение 6 месяцев. Несмотря на тенденцию к увеличению порога стимуляции, усредненного по всем субъектам, существенных изменений не наблюдалось, что позволяло безопасно проводить стимуляцию на протяжении всего исследования. Небольшие колебания параметров стимуляции могут быть связаны с местными воспалительными реакциями или фиброзом и могут быть смягчены путем использования материалов с элюированием стероидов. Для использования в долгосрочных исследованиях кардиостимуляции параметры стимуляции следует контролировать и часто корректировать.

Анализ крови не показал системного воспаления или анемии в течение первой недели после имплантации. Тенденция увеличения количества тромбоцитов перед процедурой может быть связана с острым стрессом, вызванным обращением с животными и седацией, поскольку значения оставались стабильными во время наблюдения. Опасным осложнением имплантации кардиостимулятора является проникновение свинца. Особенно при хрупкости тканей мелких млекопитающих следует подозревать проникновение при резком изменении параметров стимуляции, и следует подчеркнуть, что поводком всегда следует осторожно манипулировать в его правильное положение. Рентгеновское изображение может подтвердить проникновение свинца. Острая бактериальная инфекция, связанная с имплантируемым электронным устройством сердца (CIED), является еще одним потенциально тяжелым осложнением, которое вносит значительный вклад в показатели смертности и заболеваемости¹⁵. Следовательно, чрезвычайно важно изучать новые материалы, методы стимуляции и усовершенствования свинца, чтобы снизить скорость заражения и продлить долговечность систем стимуляции. Представленная методология обеспечивает подходящую модель на животных для таких жизненно важных экспериментальных исследований.

Ryu et al. индуцировали кардиомиопатию с прогрессирующей сердечной недостаточностью с использованием хирургически имплантированных предсердных отведений и внешнего генератора импульсов¹². Аналогичным образом, Фримен и др. пришли к выводу, что устойчивая стимуляция желудочков приводит к депрессии миокарда у кроликов в течение 3-4 недель¹¹. Из-за высокой частоты сердечных сокращений у мелких животных кардиостимулятор должен быть способен регулировать частоту около 300-400 ударов в минуту, чтобы поддерживать ритм в полном темпе. Поскольку эти более высокие частоты стимуляции приводят к прогрессирующей сердечной недостаточности в течение^11,12 недель^, представленная лепориновая модель является оптимальной для развития и исследования результирующей кардиомиопатии. Учитывая их размер, эти небольшие модели идеально подходят для конкретных применений, таких как оценка гуморальных изменений или изменений ткани миокарда^11,16. Эхокардиография может быть дополнительно использована для оценки размеров и сократительной способности лепоринового сердца^12,17. Для сравнения, более крупные животные модели сердечной недостаточности имеют другие преимущества, такие как возможность детальной инвазивной гемодинамической оценки, включая коронарное кровообращение или оценку давления и объема².

Конкретный выбор модели лепорина для исследований кардиостимуляции был основан на ее многочисленных преимуществах. Кролики хорошо переносят процедуру, являются одними из самых маленьких млекопитающих, демонстрирующих способность получать систему кардиостимулятора размером с человека, и требуют использования меньшего количества ресурсов, чем другие более крупные животные. Некоторые авторы¹⁸ считают, что физиология мелких млекопитающих может не отражать физиологию человека, но мы обнаружили, что параметры стимуляции, наблюдаемые у этих мелких млекопитающих, очень похожи на те, которые наблюдаются у людей или крупных животных 1,2,3,19, что означает^, что они могут быть легко использованы для трансляционных исследований.

Во время установки свинца и имплантации кардиостимулятора в этой модели мелких млекопитающих мы столкнулись со сходством с предыдущими экспериментами на моделях крупных животных, но следует отметить существенные различия. Ткани лепорина хрупкие, а стенки сосудов и желудочков тонкие. В течение всей процедуры необходимы щадящие манипуляции; Свинцовый наконечник всегда должен быть неподдерживаемым стилетом и, следовательно, гибким. Особенно при прохождении через трехстворчатое кольцо и позиционировании ведущего кончика к вершине правого желудочка манипуляция должна проводиться с особой осторожностью и под рентгеноскопическим контролем, чтобы избежать травм. Также должно быть возможно размещение наконечника в других местах. Мы проверили положение правого придатка предсердия и желудочкового оттока с оптимальными перипроцедурными параметрами, но стабильность отведения может быть ограничена, и текущие данные не могут поддерживать альтернативные места стимуляции. Наружная яремная вена кролика имеет соответствующий размер для введения одного отведения. Если предполагается имплантация нескольких отведений, может быть рекомендовано использование более крупного животного.

Фиксация свинца при трабекуляции миокарда осуществлялась пассивно с помощью силиконовых зубцов на кончике свинца. Исходя из нашего опыта, следует избегать использования активной фиксации спиралью, ввинченной в тонкий слой миокарда, чтобы предотвратить травмирование тканей из-за тампонады или грудного кровотечения. Несмотря на небольшой размер правого желудочка кролика, пара электродов для стимуляции, расположенных на расстоянии 25 мм, позволяла использовать как униполярные, так и биполярные конфигурации зондирования и стимуляции (рис. 10). Это может обеспечить универсальность для исследований кардиостимуляции.

Из-за высокой нативной частоты сердечных сокращений мелких млекопитающих¹⁸ непрерывная стимуляция может быть достигнута путем специального программирования имплантируемого кардиостимулятора. В качестве альтернативы, метод простой внутренней модификации общей сертифицированной человеком системы кардиостимуляции может быть использован для получения высокоскоростных частот стимуляции, как подробно описано ранее ^2,20. Потеря захвата оценивалась с помощью функции исследования неинвазивной стимуляции, которая является уникальным подходом, позволяющим проводить тестирование даже в условиях высокой нативной частоты сердечных сокращений. Сообщаемые параметры стимуляции измерялись регулярно. Имплантированный кардиостимулятор мог автоматически и непрерывно регистрировать восприятие потенциалов миокарда и импеданса свинца, но порог стимуляции приходилось измерять вручную из-за высокой частоты сердечных сокращений. Поэтому, если требуется непрерывный темп, рекомендуется частая оценка, чтобы предотвратить потерю захвата.

Gutruf et al. ранее сообщали об использовании высокоминиатюрных, беспроводных, безбатарейных кардиостимуляторов на моделях мелких животных⁷. По сравнению с их исследованиями, имплантация кардиостимулятора размером с человека, описанная здесь, представляет собой другой подход, который обеспечивает возможность инновационного тестирования свинца, близкого перевода в клинические исследования и более широкого применения с общедоступными материалами. Zhou et al. представили разработку миниатюрного кардиостимулятора, предназначенного для чрескожной имплантации в сердце плода для лечения атриовентрикулярной блокады. Они сообщили об использовании экспериментов на взрослых кроликах для подтверждения осуществимости такого устройства⁹. Другие ранее сообщали о преимуществах интубации кроликов для инвазивных процедур. Исходя из нашего опыта, подход поддержания спонтанного дыхания с помощью ороносальной маски имеет больше преимуществ для таких коротких процедур, поскольку сводит к минимуму риск осложнений, вызванных манипуляциями с дыхательными путями. Кроме того, травмы легких под давлением также могут быть предотвращены.

Несмотря на то, что протокол исследования был тщательно подготовлен и общее количество включенных животных было адекватным, необходимо отметить несколько ограничений. Маленький размер правого желудочка кролика не позволял размещать несколько отведений. Хотя мы пытались проверить расположение свинцового наконечника в выходном тракте правого желудочка, у нас есть ограниченные знания о его стабильности, и мы ожидаем, что она будет довольно ограниченной. Тенденция импеданса стимуляции показала снижение в течение первой недели после размещения свинца. Это может быть связано с местным воспалением и легким фиброзом, но вскоре после этого импеданс свинца был восстановлен, и тенденция стабильности постоянно сохранялась. В этом исследовании использовалась однокамерная система стимуляции. В будущих исследованиях также следует изучить продвижение пары кардиостимуляторов через одностороннюю яремную вену. Хотя это не было проверено в этом исследовании, мы считаем, что второе отведение может быть введено и стабилизировано в правом предсердии.

В целом, животные модели сердечной стимуляции имеют множество применений в сердечно-сосудистых исследованиях. Во-первых, стимуляция с нефизиологически высокой частотой в течение нескольких недель приводит к кардиомиопатии, вызванной тахикардией, как сообщалось ранее, и позволяет изучать патофизиологию и лечение хронической сердечной недостаточности 2,3,11,12. Кроме того, в исследованиях усовершенствованных материалов и технологий может использоваться представленная модель лепорина, которая может быть предложена для среднесрочных исследований темпов. Насколько нам известно, это исследование является первым, демонстрирующим преимущества такой модели мелких млекопитающих для сложных экспериментов по кардиостимуляции²¹. В заключение, с помощью описанной методики система стимуляции размером с человека может быть успешно имплантирована мелким млекопитающим, несмотря на хрупкость тканей и тонкую анатомию. После обучения этот метод легко воспроизводим и обеспечивает основу для моделей пейс-тахикардии с широким применением в сердечно-сосудистых исследованиях.

Materials

Medication
atipamezole	Eurovet Animal Health, B.V.	Atipam	anesthetic
buprenorphine	Vetoquinol	Bupaq	analgetic
enrofloxacin	Krka	Enroxil	antibiotic
isoflurane	Baxter	Aerrane	anesthetic
ketamine hydrochloride	Richter Gedeon	Calypsol	anesthetic
medetomidine	Orion Corp.	Domitor	anesthetic
meloxicam	Cymedica	Melovem	analgetic
povidone iodine	Egis Praha	Betadine	disinfection
Silver Aluminium Aerosol	Henry Schein	9003273	tincture
Surgical materials
2-0 Perma-Hand Silk	Ethicon	A185H	silk tie suture
2-0 Vicryl	Ethicon	V323H	absorbable braided suture
4-0 Monocryl	Ethicon	MCP494G	monofilament
BearHugger	3M	BearHugger	heating pad
cauterizer
Metzenbaum scissors, lancet with #22 blade, DeBakey forceps, needle driver			basic surgical equipment
sterile drapes
Diagnostic devices
Acuson VF10-5	Siemens Healthcare		sonographic vascular probe
Acuson x300	Siemens Healthcare		ultrasound system
ESP C-arm	GE Healthcare	ESP	X-ray fluoro C-arm
Pacing devices
400	Medico	CAT400	bipolar pacing lead
Effecta DR	Biotronic	371199	implantable pacemaker
ERA 3000	Biotronic	128828	external pacemaker
ICS 3000	Biotronic	349528	pacemaker programmer