Modelo traslacional de conejo de estimulación cardíaca crónica

Summary

Presentamos un modelo de leporina mínimamente invasivo de estimulación cardíaca a largo plazo que se puede utilizar para la estimulación artificial y el desarrollo de insuficiencia cardíaca en estudios preclínicos.

Abstract

Los modelos animales de estimulación cardíaca son beneficiosos para probar nuevos dispositivos, estudiar la fisiopatología de los ritmos cardíacos de ritmo artificial y estudiar las miocardiopatías inducidas por arritmias y la insuficiencia cardíaca posterior. Actualmente, solo unos pocos modelos de este tipo están disponibles, y en su mayoría requieren amplios recursos. Informamos un nuevo modelo experimental de estimulación cardíaca en pequeños mamíferos con el potencial de estudiar la insuficiencia cardíaca inducida por arritmia.

En seis conejos blancos de Nueva Zelanda (peso medio: 3,5 kg) bajo anestesia inhalatoria general se diseccionó la región yugular y se insertó una sola derivación de estimulación a través de la vena yugular externa derecha. Usando guía fluoroscópica, el cable se avanzó aún más hasta el ápice ventricular derecho, donde se estabilizó mediante fijación pasiva. Luego se conectó un marcapasos cardíaco y se enterró en un bolsillo subcutáneo.

La implantación del marcapasos fue exitosa con una buena cicatrización; La anatomía del conejo es favorable para la colocación del plomo. Durante 6 meses de seguimiento con estimulación intermitente, el potencial miocárdico medio detectado fue de 6,3 mV (min: 2,8 mV, máx.: 12 mV), y la impedancia media de derivación medida fue de 744 Ω (min: 370 Ω, max: 1014 Ω). El umbral de estimulación fue inicialmente de 0,8 V ± 0,2 V y se mantuvo estable durante el seguimiento.

Este estudio es el primero en presentar una estimulación cardíaca transvenosa exitosa en un modelo de mamífero pequeño. A pesar del tamaño y la fragilidad del tejido, la instrumentación de tamaño humano con ajustes se puede utilizar de forma segura para la estimulación cardíaca crónica y, por lo tanto, este modelo innovador es adecuado para estudiar el desarrollo de la miocardiopatía inducida por arritmias y la consiguiente fisiopatología de la insuficiencia cardíaca.

Introduction

En la investigación de la insuficiencia cardíaca y el desarrollo de la estimulación cardíaca, los modelos traslacionales son frecuentemente requeridos para las pruebas preclínicas¹. Además, los nuevos dispositivos, materiales y refinamientos de plomo deben probarse para detectar sus posibles complicaciones antes de su uso clínico. Así, los modelos de estimulación cardíaca tienen una amplia gama de aplicaciones, incluyendo el análisis de ritmos cardíacos estimulados artificialmente y el estudio de sus efectos fisiopatológicos sobre la función cardíaca ^2,3. Los experimentos de miocardiopatía inducida por estimulación cardíaca o taquicardia pueden utilizar modelos de varios tamaños de animales, con el desarrollo de insuficiencia cardíaca dentro de las semanas de estimulación de alta frecuencia 1,3,4,5.

Estudios previos han reportado el uso de modelos animales grandes (porcinos, caninos y ovinos) en tales aplicaciones ^2,3,6. Sin embargo, la disponibilidad de estos modelos es limitada y requieren amplios recursos para la cirugía y el manejo de animales. Por el contrario, el uso de pequeños mamíferos podría abordar las preocupaciones mencionadas y, en consecuencia, servir como un modelo de investigación óptimo y asequible. Sin embargo, rara vez se han reportado estudios de estimulación cardíaca en mamíferos pequeños, y esto podría deberse a su delicada anatomía, fragilidad tisular y la mayor tasa de estimulación requerida 7,8,9,10,11,12.

Sólo se han utilizado modelos quirúrgicos de derivaciones de estimulación parcialmente implantadas con marcapasos externos^11,12 o dispositivos de estimulación microscópica inalámbricos 5,7,8,9 en estudios de marcapasos de mamíferos pequeños, pero hasta donde sabemos^, hasta la fecha no se ha informado el uso de sistemas de marcapasos transvenosos completamente implantados, de tamaño humano. La evidencia previa en modelos de leporina muestra que la estimulación a frecuencias cardíacas rápidas durante semanas conduce a la depresión miocárdica^11,12. Este artículo presenta el primer modelo de mamífero pequeño prácticamente viable, que demuestra la implantación exitosa de un marcapasos de tamaño humano en conejos. La metodología descrita tiene como objetivo presentar un modelo clínicamente relevante de estimulación cardíaca y puede ser trasladada estrechamente a estudios humanos de miocardia inducida por taquicardia o miocardia inducida por estimulación y la consiguiente fisiopatología de la insuficiencia cardíaca 2,11,12.

Protocol

Este protocolo experimental fue revisado y aprobado por el Comité Institucional de Expertos en Animales de la Primera Facultad de Medicina de la Universidad Carolina y realizado en el laboratorio experimental de la Universidad, Departamento de Fisiología, Primera Facultad de Medicina, Universidad Carolina de Praga, República Checa, de conformidad con la Ley Nº 246/1992 sobre la protección de los animales contra la crueldad. Todos los animales fueron tratados y cuidados de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio, 8ª edición, publicada por National Academies Press, 2011. Todos los procedimientos se realizaron de acuerdo con las convenciones veterinarias estándar en presencia y bajo la guía de un veterinario con licencia. Seis conejos blancos de Nueva Zelanda fueron incluidos en esta serie de experimentos. Su peso corporal medio fue de 3,5 kg ± 1 kg el día de la implantación del marcapasos. Todos los valores se expresan como media ± SEM y, si procede, por intervalos de valores mínimos y máximos medidos. Un valor de p < 0,05 fue considerado significativo. Para el dominio exitoso de la técnica, se necesitan habilidades básicas en anestesia y cirugía animal; La experiencia previa con la estimulación cardíaca es aconsejable pero no es obligatoria. 1. Cuidados preoperatorios Permita que los conejos se aclimaten a sus instalaciones de alojamiento durante al menos 2 semanas y se sientan cómodos con el toque humano y la manipulación para facilitar el manejo y manejo de los animales el día de la cirugía. Alimente a los animales con heno y dieta de conejo granulado a base de heno. Proporcione agua fresca a intervalos regulares. Llevar a cabo un breve control diario de sus signos vitales (temperatura corporal, frecuencia respiratoria) y estado general, incluida la ingesta dietética óptima y la ausencia de angustia. 2. Anestesia, premedicación y monitoreo Después de 30 min de ayuno, administrar premedicación: buprenorfina (0.01-0.04 mg/kg IM), midazolam (0.3-0.6 mg/kg IM), medetomidina (0.03-0.06 mg/kg IM) y ketamina (5-10 mg/kg IM). Inserte una cánula en la vena marginal del oído para la aplicación de medicamentos intravenosos. Recoger muestras de sangre utilizando tubos de bajo volumen (0,5 ml) para análisis hematológicos y bioquímicos. Afeite la piel del conejo con una afeitadora en la región yugular derecha en el cuello, el sitio quirúrgico, y en las extremidades para conectar los electrodos para el monitoreo del ECG. Aféitese con cuidado, ya que la piel de los conejos es fácilmente susceptible a la irritación y comúnmente se ven pequeñas lágrimas. Coloque al animal en una almohadilla térmica para evitar la hipotermia. Controle las funciones vitales, incluyendo ECG, temperatura corporal rectal y saturación de oxígeno con un oxímetro de pulso, de acuerdo con el protocolo de anestesia. Coloque una máscara sobre la boca y la nariz del animal y asegúrela con un sello de goma alrededor de la cara del animal. Use ungüento para proteger los ojos del animal de la sequedad. Para lograr una sedación adecuada, proporcione a los animales isoflurano (mezclado con oxígeno) a través de la máscara facial. Comience con una concentración del 3,5% y reduzca según sea necesario de acuerdo con las respuestas del animal en términos de un reflejo corneal suprimido y una respuesta de dolor motor.NOTA: Para reducir el riesgo de lesión pulmonar durante la anestesia, se recomienda la ventilación espontánea, pero se debe mantener listo un ventilador neonatal manual o automático en caso de hipoventilación. Prepare toda la instrumentación estéril. Coloque al animal en una mesa de fluoroscopia. Use equipo de protección personal completo de rayos X. 3. Implantación de plomo ventricular Localice la vena yugular externa y marque su posición en la piel. Esterilice toda la región con povidona yodada y proceda a cubrir el sitio de la cirugía con una cortina estéril con un orificio sobre el área yugular marcada. Haga una incisión en la piel paralela sobre la vena yugular marcada. Localice la vena yugular externa y aísle una longitud de 1 cm del tejido fibroso adyacente y del haz vascular. Encuentre la arteria carótida para orientarse y prevenir su lesión. Cree un bolsillo en el tejido subcutáneo para acomodar el marcapasos. Use tijeras para la disección contundente para evitar el sangrado excesivo y el daño tisular. Asegure el vaso con una brida de goma en ambos extremos del segmento de vaso aislado y ocluya el flujo sanguíneo (Figura 1). Usando la técnica estándar de corte, haga un corte de aproximadamente 1/3 de la circunferencia de la pared del recipiente con una cuchilla. Use un pico de recipiente para abrir ampliamente el corte e introduzca un solo cable de estimulación pasiva en el lumen. Bajo guía fluoroscópica, avance aún más su punta hasta el ápice del ventrículo derecho (Figura 2). Pre-forma un estilete en una curva y úsalo para guiar el plomo para pasar el anillo tricúspide. Asegúrese de que la punta del cable no esté apoyada por el estilete para que el cable permanezca flexible y atraumático al tocar el tejido. Pruebe los parámetros de marcapasos. La señal e impedancia detectadas por la derivación ventricular deben ser estables, y el umbral de estimulación debe ser bajo. No debe haber fasciculación de los músculos adyacentes (Figura 3). Asegure la posición del cable cosiéndola sobre una manga protectora de goma al tejido fibroso subyacente y selle la luz del vaso alrededor del cable con una corbata de seda (Figura 4). 4. Implantación de marcapasos Conecte el marcapasos al cable de marcapasos y asegure el conector IS-1 con un tornillo. Si se va a utilizar la función no invasiva del estudio de estimulación (ver paso 6) durante el seguimiento, conecte el marcapasos a la cavidad del canal auricular. Entierre el marcapasos y la longitud adicional del cable en el bolsillo subcutáneo preformado (Figura 5). Enjuague el bolsillo con povidona yodada. Suturar la herida de la piel con un hilo de monofilamento. Establezca el programa de ritmo deseado y realice una comprobación final de los parámetros de ritmo (Figura 3). 5. Cuidados postoperatorios Retirar los anestésicos y observar cuidadosamente al animal hasta que recupere la conciencia adecuada. Administrar atipamezol (0,01-0,03 mg/kg IM) para revertir la acción de la medetomidina. Después de que se haya restaurado la conciencia y se haya alcanzado la temperatura corporal óptima, administre meloxicam (0.4-0.6 mg / kg) por vía subcutánea para aliviar el dolor. Agregue buprenorfina después de 6-8 h si el alivio del dolor no es adecuado de acuerdo con una escala válida de evaluación del dolor (por ejemplo, escala de muecas de conejo). Administrar metoclopramida (0,5-1 mg/kg IV) para prevenir una mayor estasis gastrointestinal y estimular la motilidad gástrica y continuar 3 veces al día hasta que se restablezca la ingesta adecuada de alimentos y la producción de heces. Siga un régimen antibiótico intravenoso de amplio espectro hasta que las heridas hayan cicatrizado (enrofloxacino a 10-20 mg / kg 2 veces por día durante 3-7 días). Transferir al animal a un ambiente cómodo y familiar y observarlo hasta que recupere la conciencia suficiente. No devuelva el conejo a la compañía de otros animales hasta que se haya recuperado por completo. Mantener la administración de meloxicam (0,4-0,6 mg/kg SC) diariamente durante al menos 5 días. Controle y venda las heridas regularmente para garantizar una curación segura y oportuna. Cuando esté completamente curado, aproximadamente 14 días después del procedimiento, retire las suturas cutáneas no absorbibles. Realice interrogatorios remotos y verifique los parámetros de estimulación regularmente (es decir, umbral de estimulación, detección miocárdica e impedancia de derivación).NOTA: Los valores obtenidos deben seguir una tendencia estable. 6. Protocolo de ritmo y recopilación de datos Interroga al marcapasos y establece el modo de ritmo de reserva seleccionando la velocidad base mínima en el menú Parámetros.NOTA: Debido a la alta frecuencia cardíaca y su alta variabilidad nativa de animales pequeños, se puede lograr una estimulación artificial continua a una velocidad de 300-400 lpm, de acuerdo con los requisitos especificados. Se puede lograr una estimulación intermitente durante cada interrogación del marcapasos (siga el paso 6.4 y la figura 6). Registre la impedancia del cable de estimulación continuamente; en el menú Diagnóstico del programador de marcapasos, inicie la recopilación de datos. Registrar el potencial miocárdico continuamente y comprobarlo manualmente cada semana mediante el interrogatorio del marcapasos; en el menú Prueba del programador de marcapasos, en la pestaña Detección, mida las amplitudes del potencial miocárdico unipolar y bipolar. Evalúe el umbral de ritmo regularmente (semanalmente) mediante interrogatorios. Utilice la función de estudio de estimulación no invasiva (seleccione NIPS en el menú Prueba) para medir el umbral de estimulación con una tasa de estimulación suficiente (Figura 6). Evalúe el umbral de estimulación para varias duraciones de estímulo (de 0,1 ms a 1,5 ms) y expréselo en voltios. Utilice los electrogramas intracardíacos o el ECG de superficie para determinar la pérdida de captura cuando la salida del estímulo de estimulación se convierte en subumbral. Realizar todos los procedimientos de acuerdo con las convenciones veterinarias estándar, sacrificar al animal de acuerdo con las regulaciones institucionales al finalizar cada estudio y realizar una necropsia. Explante el marcapasos y el plomo y examínelos para detectar respuestas inflamatorias, formación de biopelículas y fibrosis.NOTA: Se administró una sobredosis de potasio bajo anestesia profunda para sacrificar a los animales en este protocolo.

Representative Results

Un total de seis animales fueron incluidos en el estudio. En todos los animales, la derivación de estimulación se implantó con éxito a través de la vena yugular externa en el ápice ventricular derecho (Figura suplementaria S1). La posición se verificó mediante fluoroscopia, y el plomo se cosió a los tejidos adyacentes sobre una manga de goma. De acuerdo con las imágenes de rayos X, el cable mantuvo su posición durante todo el período del protocolo de estimulación. El marcapasos adjunto era palpable en la región lateral del cuello, sin causar problemas obvios al animal. Todas las heridas cicatrizaron completamente y sin complicaciones locales. La punta de plomo estaba equipada con dos electrodos de titanio-platino, un anillo hemisférico distal y un electrodo de anillo cilíndrico proximal, con una distancia entre electrodos de 25 mm (Figura 2). Los cables se avanzaban libremente hacia el ápice y se unían pasivamente allí por sus púas de fijación de silicio. Esto permitió la estimulación unipolar desde el electrodo de punta y la estimulación bipolar entre ambos electrodos ubicados en el ventrículo derecho. En la Figura 3 se muestra una señal representativa detectada por el potencial miocárdico ventricular, y los parámetros de estimulación medidos se detallan en la Tabla 1 y la Figura 7. En el momento del procedimiento, el potencial miocárdico medio detectado fue de 5,6 V ± 0,8 mV (min: 2,8 mV, máx.: 8 mV), la impedancia de derivación fue de 675 Ω ± 74 Ω (min: 468 Ω, máx.: 951 Ω), y el umbral de estimulación fue de 0,8 V ± 0,26 V (min: 0,2 V, máx.: 2,2 V), con la duración del estímulo establecida en el estándar de 0,4 ms. Después del seguimiento de 3 meses y 6 meses con estimulación intermitente, el potencial miocárdico medio detectado fue de 7,4 mV ± 1,2 mV (min: 4,0 mV, máx.: 12,0 mV) y 6,3 mV ± 1,0 mV (min: 4,2 mV, máx.: 10,3 mV), respectivamente. La impedancia media de derivación medida fue de 869 Ω ± 32 Ω (mín: 760 Ω, máx.: 975 Ω) y 725 Ω ± 96 Ω (mín.: 370 Ω, máx.: 1014 Ω), respectivamente, y el umbral de estimulación cambió a 1,2 V ± 0,3 V (mín.: 0,2 V, máx.: 2,2 V) y a 1,4 V ± 0,3 V (mín.: 0,5 V, máx.: 2,3 V), respectivamente. Todos los cambios de parámetros no fueron estadísticamente significativos durante este período (P > 0,05), y los parámetros bipolar y unipolar siguieron tendencias comparables (Figura 7 y Tabla 1). Un caso terminó antes de tiempo debido a la penetración parcial del plomo, que se presentó con una caída abrupta de la impedancia observada el segundo día después de la implantación. Más tarde, durante el segundo mes de seguimiento, se notó un aumento gradual del umbral, y el ritmo en alto rendimiento causó fasciculación muscular. El animal permaneció asintomático, pero durante la necropsia, se encontró que la punta de la derivación de estimulación había penetrado a través de la pared inferior del miocardio en el pericardio por una longitud de aproximadamente 3 mm. No se observó sangrado ni signos de infección. Antes del procedimiento, el día 1 después del procedimiento y el día 7 después del procedimiento, los recuentos medios de glóbulos blancos fueron 5.9 × 10 9 / L, 7.37 × 10 9 / L y 7.42 × 10 9 / L, respectivamente, los niveles medios de hemoglobina fueron 105 g / L, 113 g / L y 110 g / L, respectivamente, y los recuentos plaquetarios medios fueron 317 × 10 9 / L, 274 × 109/L y 219 × 109/L, respectivamente. Los valores de laboratorio no demostraron cambios significativos durante la primera semana después del procedimiento (P > 0,05 para todos). Bajo evaluación microscópica, la superficie de silicio de plomo de estimulación estaba cubierta por tejido fibroso (con un espesor aproximado de 100 μm), pero no se encontraron células (Figura 8). Figura 1: Disección quirúrgica de la vena yugular. Después de cortar la piel, se forma una bolsa subcutánea y la vena yugular queda expuesta, ligada distalmente y sostenida por una banda de goma azul proximalmente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 2: Fluoroscopia durante la implantación del líder del marcapasos. Se introduce una derivación de estimulación a través de la vena yugular externa, y utilizando un estilete preformado, la derivación avanzó hacia el ápice ventricular derecho, donde se asegura mediante fijación pasiva por sus dientes de silicio. Un marcapasos conectado está enterrado en un bolsillo subcutáneo en la región del cuello. La flecha apunta a los electrodos del anillo hemisférico distal (verde) y del anillo cilíndrico proximal (rojo). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 3: Mediciones representativas de potenciales miocárdicos ventriculares detectados. La detección ventricular y sus mediciones de amplitud se muestran durante la fase aguda después de la posición de la derivación (izquierda) y después de la implantación del marcapasos (derecha). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 4: Asegurar el plomo de marcapasos. La fijación del cable mediante dos suturas no absorbibles sobre una manga de goma (flecha) al tejido subyacente lo asegura en posición y evita su dislocación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 5: Colocación del marcapasos. El marcapasos se entierra en el bolsillo subcutáneo y se enjuaga con povidona yodada. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 6: Medición del umbral de ritmo. Utilizando la función de estudio de estimulación no invasiva del marcapasos, se realiza una estimulación a una frecuencia cardíaca más alta que la nativa. Los estímulos de estimulación están marcados con P. El umbral de estimulación se evalúa con diferentes salidas de estímulo. (A) Se muestra un ejemplo representativo del potencial endocárdico de la captura ventricular para una salida de 0,8 V a 0,4 ms, (B) pero se observa una pérdida de captura con la salida reducida a 0,6 V a 0,4 ms. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 7: Seguimiento de los parámetros de estimulación del modelo de estimulación cardíaca de leporina. Se trazan las tendencias del (A) umbral de estimulación, (B) impedancia de estimulación y (C) detección miocárdica para todos los sujetos. Los valores unipolares promedio (línea completa) y bipolar (línea punteada) se muestran en negrita. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 8: Muestra de plomo de ritmo explantada. Corte de la porción ventricular de la derivación de estimulación explantada. (A) La imagen macroscópica y (B) la imagen microscópica teñida con azul de toluidina revelan la superficie de silicio cubierta por una capa de tejido fibroso. Barras de escala = (A )1 cm, (B) 10 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 9: Detección ventricular y tendencias de impedancia de plomo. Un ejemplo representativo de (A) detección miocárdica ventricular continua y estable y (B) tendencias de impedancia ventricular de plomo durante un seguimiento de 236 días. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 10: Electrogramas endomiocárdicos ventriculares. Los potenciales ventriculares detectados por interrogación del marcapasos se representan con (A) conexiones unipolares y (B) bipolares. El potencial de onda T es más distinto con la conexión unipolar, pero no causa sobredetección. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Unipolar Periprocedimiento seguimiento 3 meses 6 meses Potencial miocárdico detectado [mV] 5,6 ± 0,8 7.4 ± 1.2 6.3 ± 1.0 Umbral de estimulación [V a 0,4 ms] 0,8 ± 0,3 1.2 ± 0.3 1.4 ± 0.3 Impedancia de plomo [Ω] 675 ± 74 869 ± 32 725 ± 96 Tabla 1: Seguimiento de los parámetros de estimulación del modelo de estimulación cardíaca de leporina. Los valores del potencial miocárdico detectado, el umbral de estimulación y la impedancia de derivación se expresan como media ± SEM durante 3 meses y 6 meses de seguimiento. Figura suplementaria S1: Esquema del sistema de estimulación transvenosa de tamaño humano implantado en un conejo. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Discussion

A pesar de sus limitaciones específicas, los modelos de pequeños mamíferos ofrecen ventajas para la investigación clínica¹³. Con una metodología establecida, los modelos de estimulación cardíaca pueden proporcionar una plataforma óptima para la simulación de una amplia gama de enfermedades cardiovasculares y estados patológicos circulatorios ^7,14 con requisitos de recursos significativamente menores en comparación con modelos animales grandes o ensayos clínicos. Este artículo presenta un modelo innovador y mínimamente invasivo de estimulación cardíaca de larga duración en conejos. Al seguir este protocolo, es factible utilizar un sistema de marcapasos humano de tamaño completo completamente implantado, incluido un cable de estimulación de longitud completa, en un modelo de mamífero pequeño.

En el momento de la implantación del marcapasos, pudimos colocar el cable en una ubicación estable y óptima en el vértice del ventrículo derecho en todos los animales. Los parámetros de estimulación medidos de forma invasiva estaban dentro de los rangos normales, similares a los valores comunes en experimentos con animales grandes o medicina humana ^2,3. El potencial miocárdico medio medido de 6,5 mV ± 1,9 mV en el ventrículo derecho del conejo se reconoce claramente mediante un marcapasos implantable estándar. El umbral de estimulación máximo medido fue de 2,5 V, con una duración del estímulo de 0,4 ms, y la impedancia se mantuvo dentro de los rangos normales durante el seguimiento. En general, estos representan parámetros de ritmo óptimos.

Durante el seguimiento, los parámetros de estimulación se verificaron de forma no invasiva mediante el interrogatorio del marcapasos implantado, y estos parámetros se resumen en la Figura 7, Figura 9 y Tabla 1. La detección ventricular y la impedancia de derivación no demostraron ningún cambio significativo durante 6 meses. A pesar de una tendencia creciente en el umbral de estimulación promediado en todos los sujetos, no se observaron cambios significativos, lo que permitió que la estimulación se realizara de manera segura durante todo el estudio. La pequeña fluctuación en los parámetros de estimulación puede atribuirse a respuestas inflamatorias locales o fibrosis y podría mitigarse mediante la utilización de materiales liberadores de esteroides. Para su uso en estudios de estimulación a largo plazo, los parámetros de estimulación deben monitorizarse y ajustarse con frecuencia.

El análisis de sangre no sugirió inflamación sistémica o anemia durante la primera semana después de la implantación. La tendencia al aumento del recuento de plaquetas antes del procedimiento puede atribuirse al estrés agudo causado por la manipulación de animales y la sedación, ya que los valores se mantuvieron estables durante el seguimiento. Una complicación temida de la implantación de marcapasos es la penetración de plomo. Especialmente con la fragilidad de los tejidos de mamíferos pequeños, se debe sospechar la penetración cuando los parámetros de estimulación cambian abruptamente, y se debe enfatizar que el plomo siempre debe manipularse cuidadosamente en su posición correcta. Una imagen de rayos X puede confirmar la penetración del plomo. Una infección bacteriana aguda asociada a dispositivos electrónicos implantables cardíacos (CIED) es otra complicación potencialmente grave que contribuye significativamente a las tasas de mortalidad y morbilidad¹⁵. Por lo tanto, es extremadamente importante estudiar nuevos materiales, técnicas de estimulación y refinamientos de plomo para reducir las tasas de infección y extender la durabilidad de los sistemas de estimulación. La metodología presentada proporciona un modelo animal apropiado para una investigación experimental tan vital.

Ryu et al. indujeron miocardiopatía con insuficiencia cardíaca progresiva utilizando derivaciones de estimulación auricular implantadas quirúrgicamente y un generador de pulsos externo¹². Del mismo modo, Freeman et al. concluyeron que la estimulación ventricular sostenida conduce a la depresión miocárdica en conejos durante 3-4 semanas¹¹. Debido a la alta frecuencia cardíaca nativa de los animales pequeños, el marcapasos debe ser capaz de marcar frecuencias de ritmo alrededor de 300-400 lpm para mantener un ritmo completo. Como estas frecuencias de estimulación más altas conducen a insuficiencia cardíaca progresiva durante las semanas^11,12, el modelo de leporina presentado es óptimo para el desarrollo e investigación de la miocardiopatía resultante. Teniendo en cuenta su tamaño, estos pequeños modelos son ideales para aplicaciones específicas como la evaluación de cambios en el tejido humoral o miocárdico^11,16. La ecocardiografía puede ser utilizada además para evaluar las dimensiones y la contractilidad del corazón de leporina^12,17. En comparación, los modelos animales más grandes de insuficiencia cardíaca tienen otras ventajas, como la posibilidad de una evaluación hemodinámica invasiva detallada, incluidas las evaluaciones de circulación coronaria o presión-volumen².

La selección específica del modelo de leporina para los estudios de estimulación se basó en sus múltiples ventajas. Los conejos toleran bien el procedimiento, son uno de los mamíferos más pequeños para demostrar la capacidad de recibir un sistema de marcapasos de tamaño humano y requieren el despliegue de menos recursos que otros animales más grandes. Algunos autores¹⁸ creen que la fisiología de los pequeños mamíferos puede no reflejar la de los humanos, sin embargo, encontramos que los parámetros de estimulación observados en estos pequeños mamíferos son bastante similares a los observados en humanos o animales grandes 1,2,3,19^, lo que significa que pueden ser fácilmente utilizados para la investigación traslacional.

Durante la colocación de plomo y la implantación de marcapasos en este modelo de mamíferos pequeños, encontramos similitudes con experimentos previos en modelos animales grandes, pero se deben señalar las diferencias significativas. Los tejidos de leporina son frágiles y los vasos y las paredes ventriculares son delgados. La manipulación suave es necesaria durante todo el procedimiento; La punta de plomo siempre debe estar no apoyada por el estilete y, por lo tanto, flexible. Especialmente al pasar a través del anillo tricúspide y colocar la punta del cable en el ápice del ventrículo derecho, la manipulación debe realizarse con extremo cuidado y bajo guía fluoroscópica para evitar lesiones. También debería ser posible colocar la punta en otros lugares. Hemos probado las posiciones del apéndice auricular derecho y del tracto de salida ventricular con parámetros periprocedimentales óptimos, pero la estabilidad del plomo puede ser limitada y los datos actuales no pueden apoyar sitios de estimulación alternativos. La vena yugular externa del conejo tiene el tamaño adecuado para la inserción de un solo cable de paso. Si se pretende la implantación de múltiples derivaciones, se puede recomendar el uso de un animal más grande.

La fijación de plomo en la trabeculación miocárdica se logró pasivamente con dientes de silicio en la punta del plomo. Según nuestra experiencia, se debe evitar el uso de la fijación activa por una hélice atornillada en la capa delgada del miocardio para prevenir lesiones tisulares debidas a taponamiento o sangrado torácico. A pesar del pequeño tamaño del ventrículo derecho del conejo, el par de electrodos de estimulación espaciados en 25 mm permitió configuraciones de detección y estimulación unipolares y bipolares (Figura 10). Esto puede ofrecer versatilidad para estudios de estimulación cardíaca.

Debido a la alta frecuencia cardíaca nativa de los pequeños mamíferos¹⁸, se puede lograr una estimulación continua mediante la programación personalizada del marcapasos implantable. Alternativamente, el método de modificación interna simple de un sistema de estimulación común certificado por humanos se puede utilizar para obtener frecuencias de estimulación de alta velocidad, como se describió en detalle anteriormente ^2,20. La pérdida de captura se evaluó utilizando la función de estudio de estimulación no invasiva, que es un enfoque único que permite realizar pruebas incluso en la condición de una frecuencia cardíaca nativa alta. Los parámetros de estimulación informados se midieron regularmente. El marcapasos implantado fue capaz de registrar la detección de potenciales miocárdicos y la impedancia de derivación de forma automática y continua, pero el umbral de estimulación tuvo que medirse manualmente debido a la alta frecuencia cardíaca nativa. Por lo tanto, si se requiere un ritmo continuo, se recomiendan evaluaciones frecuentes para evitar la pérdida de captura.

Gutruf et al. informaron previamente el uso de marcapasos altamente miniaturizados, inalámbricos y sin batería en modelos de animales pequeños⁷. En comparación con sus estudios, la implantación de un marcapasos de tamaño humano descrito aquí representa un enfoque diferente que brinda la posibilidad de pruebas innovadoras de plomo, una traducción cercana a la investigación clínica y aplicaciones más amplias con materiales generalmente disponibles. Zhou et al. presentaron el desarrollo de un marcapasos cardíaco en miniatura diseñado para ser implantado percutáneamente en el corazón fetal para tratar el bloqueo auriculoventricular. Informaron el uso de experimentos con conejos adultos para confirmar la viabilidad de tal dispositivo⁹. Otros han informado previamente las ventajas de la intubación de conejos para procedimientos invasivos. Según nuestra experiencia, el enfoque de mantener la respiración espontánea con una máscara oronasal tiene más beneficios para procedimientos tan cortos, ya que minimiza el riesgo de complicaciones causadas por la manipulación de las vías respiratorias. Además, las lesiones pulmonares por presión también se pueden prevenir.

Aunque el protocolo de estudio se preparó cuidadosamente y el número total de animales incluidos fue adecuado, deben señalarse varias limitaciones. El pequeño tamaño del ventrículo derecho del conejo no permitió múltiples colocaciones de derivaciones. Aunque intentamos probar el posicionamiento de la punta de plomo en el tracto de salida del ventrículo derecho, tenemos un conocimiento limitado sobre su estabilidad y esperamos que sea bastante limitado. La tendencia de impedancia de ritmo mostró una caída dentro de la primera semana después de la colocación del plomo. Esto podría deberse a una inflamación local y fibrosis leve, pero poco después, se restableció la impedancia del plomo y se mantuvo continuamente una tendencia de estabilidad. En este estudio se utilizó un sistema de estimulación de una sola cámara. En estudios futuros, también se debe investigar el avance de un par de derivaciones de estimulación a través de la vena yugular unilateral. Aunque esto no se probó en este estudio, creemos que se podría introducir y estabilizar una segunda derivación en la aurícula derecha.

En general, los modelos animales de estimulación cardíaca tienen numerosas aplicaciones en la investigación cardiovascular. En primer lugar, la estimulación a altas frecuencias no fisiológicas durante varias semanas conduce a la miocardiopatía inducida por taquicardia, como se informó anteriormente, y permite el estudio de la fisiopatología y el tratamiento de la insuficiencia cardíaca crónica 2,3,11,12. Además, la investigación sobre materiales y tecnologías refinadas puede utilizar el modelo de leporina presentado, que podría sugerirse para estudios de estimulación a mediano plazo. Hasta donde sabemos, este estudio es el primero en demostrar los beneficios de un modelo de mamífero tan pequeño para experimentos complejos de estimulación cardíaca²¹. En conclusión, con la metodología descrita, un sistema de estimulación de tamaño humano puede implantarse con éxito en pequeños mamíferos, a pesar de la fragilidad del tejido y la delicada anatomía. Después del entrenamiento, esta técnica es fácilmente reproducible, y proporciona una base para modelos de taquicardia rítmica con amplias aplicaciones en la investigación cardiovascular.

Materials

Medication
atipamezole	Eurovet Animal Health, B.V.	Atipam	anesthetic
buprenorphine	Vetoquinol	Bupaq	analgetic
enrofloxacin	Krka	Enroxil	antibiotic
isoflurane	Baxter	Aerrane	anesthetic
ketamine hydrochloride	Richter Gedeon	Calypsol	anesthetic
medetomidine	Orion Corp.	Domitor	anesthetic
meloxicam	Cymedica	Melovem	analgetic
povidone iodine	Egis Praha	Betadine	disinfection
Silver Aluminium Aerosol	Henry Schein	9003273	tincture
Surgical materials
2-0 Perma-Hand Silk	Ethicon	A185H	silk tie suture
2-0 Vicryl	Ethicon	V323H	absorbable braided suture
4-0 Monocryl	Ethicon	MCP494G	monofilament
BearHugger	3M	BearHugger	heating pad
cauterizer
Metzenbaum scissors, lancet with #22 blade, DeBakey forceps, needle driver			basic surgical equipment
sterile drapes
Diagnostic devices
Acuson VF10-5	Siemens Healthcare		sonographic vascular probe
Acuson x300	Siemens Healthcare		ultrasound system
ESP C-arm	GE Healthcare	ESP	X-ray fluoro C-arm
Pacing devices
400	Medico	CAT400	bipolar pacing lead
Effecta DR	Biotronic	371199	implantable pacemaker
ERA 3000	Biotronic	128828	external pacemaker
ICS 3000	Biotronic	349528	pacemaker programmer