Enkel kontinuerlig glukosmätning hos möss i fritt rörelse
Summary
Här beskriver vi en enkel metod för att implantera en kommersiell kontinuerlig glukosmonitor utformad för patienter på möss och tillhandahåller skript för att analysera resultaten.
Abstract
Möss är en vanlig modellorganism som används för att studera metaboliska sjukdomar som diabetes mellitus. Glukosnivåer mäts vanligtvis genom svansblödning, vilket kräver hantering av mössen, orsakar stress och ger inte data om fritt betande möss under den mörka cykeln. Toppmodern kontinuerlig glukosmätning hos möss kräver att en sond sätts in i musens aortabåge, liksom ett specialiserat telemetrisystem. Denna utmanande och dyra metod har inte antagits av de flesta laboratorier. Här presenterar vi ett enkelt protokoll som involverar användning av kommersiellt tillgängliga kontinuerliga glukosmonitorer som används av miljontals patienter för att mäta glukos kontinuerligt i möss som en del av grundforskningen. Den glukosavkännande sonden sätts in i det subkutana utrymmet på baksidan av musen genom ett litet snitt på huden och hålls på plats tätt med ett par suturer. Enheten sys på mushuden för att säkerställa att den förblir på plats. Enheten kan mäta glukosnivåer i upp till 2 veckor och skickar data till en närliggande mottagare utan att behöva hantera mössen. Skript för grundläggande dataanalys av registrerade glukosnivåer tillhandahålls. Denna metod, från kirurgi till beräkningsanalys, är kostnadseffektiv och potentiellt mycket användbar i metabolisk forskning.
Introduction
Diabetes mellitus (DM) är en förödande sjukdom som kännetecknas av höga blodsockernivåer. Typ 1 DM kan vara ett resultat av en autoimmun attack på de insulinproducerande betacellerna i bukspottkörteln. Typ 2 DM och graviditets-DM, å andra sidan, kännetecknas av ett misslyckande av betacellerna att utsöndra tillräckligt med insulin som svar på en ökning av glukosnivåerna1. Musen är en vanlig modellorganism som används för att studera DM eftersom den har liknande fysiologi och dess normala glukosnivåer ligger nära människors. Dessutom kan specifika musstammar utveckla DM på grund av mutationer i viktiga signalvägar eller efter exponering för specifika dieter, vilket möjliggör sjukdomsmodellering 2,3,4.
Blodglukos mäts vanligen hos möss med hjälp av glukometrar avsedda för patienter genom att extrahera en liten droppe blod (1-2 μL) från spetsen av musens svans. Denna metod orsakar stress och kräver hantering av musen, vilket påverkar glukosnivåerna och förbjuder mätning av blodsockernivåer hos fritt betande möss eller när forskaren inte är nära5. Blödning av möss kan orsaka stress hos närliggande möss, särskilt hos möss i samma bur vars glykemi ännu inte har mätts, vilket påverkar resultaten. Möss svarar olika beroende på hanterare, och den person som mäter glukos kan påverka glukosnivåerna hos mössen. Dessa fallgropar kräver noggrann experimentell design och ligger till grund för vissa inkonsekvenser mellan experiment.
Det är möjligt att mäta glukos i fritt rörliga möss utan blödning genom att implantera glukossensorer i mössens aortabåge med hjälp av toppmodern telemetri6. De resulterande mätningarna är mycket bra och kan upprätthållas under en lång period, men det är utmanande att implantera dessa sensorer, och telemetrisystemet är dyrt, vilket leder till en måttlig användning av denna metod och ingen adoption i icke-specialiserade laboratorier. Subkutana eller andra glukossensorer som är skräddarsydda för mössens dimensioner och deras fysiologi har utvecklats de senaste åren, men dessa kräver återigen högkvalificerade experter och är i vissa fall kostsamma 6,7,8,9,10.
Kommersiella kontinuerliga glukosmonitorer (CGM) som ursprungligen utvecklades för att övervaka glukosnivåerna hos DM-patienter erbjuder ett annat alternativ för att mäta glukos i fritt rörliga möss, med lägre kostnad och tekniska expertkrav än implanterade sonder. Sådana sonder har använts i grundforskning av några laboratorier 5,11,12,13,14,15 inklusive våra kollegor som använde detta protokoll 16. Dessa enheter inkluderar vanligtvis en sensor, en monteringsenhet, en mottagare och ett program. Sensorn har en kanyl som styr den enzymatiska glukosensorn, tejp, en energikälla, korttidsminne och en trådlös kommunikationsmodul som lagrar och skickar data till mottagaren. Mottagaren kan visa aktuella glukosnivåer och skickar data till en server; Denna mottagare kan vara en mobiltelefon. Programvaran tillhandahåller data för patienten och sjukvårdsteamet om patientens glykemi. Hos patienter fästs sensorn enkelt med monteringsanordningen. Kanylen sätts in subkutant genom att trycka monteringsanordningen mot huden, och sensorn förblir på plats med hjälp av tejp.
Detta är ett detaljerat protokoll för att anpassa en kommersiell CGM-enhet för att mäta glukosnivåer hos möss. Detta protokoll beskriver hur man kirurgiskt sätter in glukossensorn och fäster den på musen. Skript för grundläggande dataanalys och datavisualisering tillhandahålls. Potentiella fallgropar, felsökning och exempel på standardresultat tillhandahålls. Protokollet nedan är specifikt för en viss CGM men kan enkelt anpassas till andra typer av kommersiella CGM när de blir tillgängliga.
Protocol
Representative Results
Discussion
Detta protokoll erbjuder en enkel, billig metod för att övervaka glukosnivåer hos möss som inte kräver utmanande mikrokirurgi och inte innebär blödning eller hantering av mössen. Metoden är lätt att implementera i alla anläggningar och orsakar inte dödlighet, smärta eller alltför obehag för mössen. Det mest kritiska steget i protokollet är att sätta in kanylen på glukossensorn under musens hud. Tillägget av några suturer gör att kanylen kan stanna på plats under en längre tid. Sensorerna är små …
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Vi tackar Dvir Mintz DVM och veterinär- och djurhållningspersonalen i djuranläggningen, liksom medlemmar i vår grupp, för givande diskussioner. Denna studie stöddes av ett Israel Science Foundation-bidrag 1541/21 som tilldelades DBZ. DBZ är en Zuckerman STEM-fakultet.
Materials
| 2% Chlorhexidine Gluconate and 70% Isopropyl Alcohol | 3M | ID 7000136290 | |
| 5% Dextrose and 0.45% Sodium Chloride Injection, USP | Braun | L6120 | |
| Castroviejo needle holder | FST | 12061-02 | |
| Extra Fine Bonn scissors | FST | 14084-08 | |
| FreeStyle Libre 1 reader | Abbott | ART27543 | |
| FreeStyle Libre sensor | Abbott | ART36687 | |
| FreeStyle Libre sensor applicator | Abbott | ART36787 | |
| Gauze pads | Sion medical | PC912017 | |
| Graefe Forceps | FST | 11052-10 | |
| Hair Removal Cream | Veet | 3116523 | |
| High-fat high-sucrose diet | Envigo Teklad diets | TD.08811 | |
| Isoflurane, USP Terrell | Piramal | 26675-46-7 | |
| Meloxicam 5 mg/mL | Chanelle Pharma | 08749/5024 | |
| MiniARCO Clipper kit | Moser | CL8787-KIT | |
| PROLENE Polypropylene Suture 5-0 | Ethicon | 8725H | |
| Puralube Opthalmic Ointment | Perrigo | 574402511 | |
| Q-tips | B.H.W | 271676 | |
| SomnoSuite Low-Flow Anesthesia System | Kent Scientific | SOMNO |
Riferimenti
- Polonsky, K. S. The past 200 years in diabetes. New England Journal of Medicine. 367 (14), 1332-1340 (2012).
- Rees, D. A., Alcolado, J. C. Animal models of diabetes mellitus. Diabetic Medicine. 22 (4), 359-370 (2005).
- Pearson, J. A., Wong, F. S., Wen, L. The importance of the non-obese diabetic (NOD) mouse model in autoimmune diabetes. Journal of Autoimmunity. 66, 76-88 (2016).
- Heydemann, A. An overview of murine high fat diet as a model for Type 2 diabetes mellitus. Journal of Diabetes Research. 2016, 2902351 (2016).
- Kennard, M. R., et al. The use of mice in diabetes research: The impact of experimental protocols. Diabetic Medicine. 38 (12), 14705 (2021).
- Klueh, U., et al. Continuous glucose monitoring in normal mice and mice with prediabetes and diabetes. Diabetes Technology and Therapeutics. 8 (3), 402-412 (2006).
- Wuyts, C., Simoens, C., Pinto, S., Philippaert, K., Vennekens, R. Continuous glucose monitoring during pregnancy in healthy mice. Scientific Reports. 11, 4450 (2021).
- Korstanje, R., et al. Continuous glucose monitoring in female NOD mice reveals daily rhythms and a negative correlation with body temperature. Endocrinology. 158 (9), 2707-2712 (2017).
- Han, B. G., et al. Markers of glycemic control in the mouse: Comparisons of 6-h-and overnight-fasted blood glucoses to Hb A1c. American Journal of Physiology – Endocrinology and Metabolism. 295 (4), 981-986 (2008).
- Xie, X., et al. Reduction of measurement noise in a continuous glucose monitor by coating the sensor with a zwitterionic polymer. Nature Biomedical Engineering. 2 (12), 894-906 (2018).
- Van Der Meulen, T., et al. Urocortin3 mediates somatostatin-dependent negative feedback control of insulin secretion. Nature Medicine. 21 (7), 769-776 (2015).
- Peterson, Q. P., et al. A method for the generation of human stem cell-derived alpha cells. Nature Communications. 11, 2241 (2020).
- Klueh, U., Liu, Z., Feldman, B., Kreutzer, D. Interstitial fluid physiology as it relates to glucose monitoring technologies: Importance of Interleukin-1 and Interleukin-1 receptor antagonist in short-term glucose sensor function in vivo. Journal of Diabetes Science and Technology. 4 (5), 1073 (2010).
- Klueh, U., Antar, O., Qiao, Y., Kreutzer, D. L. Role of interleukin-1/interleukin-1 receptor antagonist family of cytokines in long-term continuous glucose monitoring in vivo. Journal of Diabetes Science and Technology. 7 (6), 1538 (2013).
- Klueh, U., Kaur, M., Qiao, Y., Kreutzer, D. L. Critical role of tissue mast cells in controlling long-term glucose sensor function in vivo. Biomaterials. 31 (16), 4540-4551 (2010).
- Kogot-Levin, A., et al. Mapping the metabolic reprogramming induced by sodium-glucose cotransporter 2 inhibition. JCI Insight. , 164296 (2023).
