Bestimmung der Immunogenität von Impfstoffen anhand von dendritischen Zellen aus Rindermonozyten
Summary
Die Methodik beschreibt die Generierung von bovinen Monozyten-abgeleiteten dendritischen Zellen (MoDCs) und deren Anwendung für die In-vitro-Evaluierung von Antigenkandidaten während der Entwicklung potenzieller veterinärmedizinischer Impfstoffe bei Rindern.
Abstract
Dendritische Zellen (DCs) sind die potentesten antigenpräsentierenden Zellen (APCs) innerhalb des Immunsystems. Sie patrouillieren den Organismus auf der Suche nach Krankheitserregern und spielen eine einzigartige Rolle innerhalb des Immunsystems, indem sie die angeborene und die adaptive Immunantwort miteinander verbinden. Diese Zellen können phagozytieren und dann eingefangene Antigene den Effektor-Immunzellen präsentieren, was eine Vielzahl von Immunreaktionen auslöst. Diese Arbeit demonstriert eine standardisierte Methode zur In-vitro-Generierung von bovinen Monozyten-abgeleiteten dendritischen Zellen (MoDCs), die aus mononukleären Zellen (PBMCs) des peripheren Blutes von Rindern isoliert wurden, und ihre Anwendung bei der Bewertung der Immunogenität von Impfstoffen.
Die magnetische Zellsortierung wurde verwendet, um CD14+-Monozyten aus PBMCs zu isolieren, und die Supplementierung des kompletten Nährmediums mit Interleukin (IL)-4 und Granulozyten-Makrophagen-Kolonie-stimulierendem Faktor (GM-CSF) wurde verwendet, um die Differenzierung von CD14+-Monozyten in naive MoDCs zu induzieren. Die Generierung unreifer MoDCs wurde durch den Nachweis der Expression von Major Histocompatibility Complex II (MHC II), CD86 und CD40 Zelloberflächenmarkern bestätigt. Ein kommerziell erhältlicher Tollwutimpfstoff wurde verwendet, um die unreifen MoDCs zu pulsieren, die anschließend mit naiven Lymphozyten kokultiviert wurden.
Die durchflusszytometrische Analyse der antigengepulsten MoDCs und der Lymphozyten-Cokultur ergab die Stimulation der T-Lymphozytenproliferation durch die Expression von Ki-67-, CD25-, CD4- und CD8-Markern. Die Analyse der mRNA-Expression von IFN-γ und Ki-67 mittels quantitativer PCR zeigte, dass die MoDCs das antigenspezifische Priming von Lymphozyten in diesem in vitro Co-Kultursystem induzieren können. Darüber hinaus zeigte die mittels ELISA untersuchte IFN-γ-Sekretion einen signifikant höheren Titer (**p < 0,01) in der Tollwut-Impfstoff-gepulsten MoDC-Lymphozyten-Kokultur als in der nicht-antigengepulsten MoDC-Lymphozyten-Kokultur. Diese Ergebnisse zeigen die Validität dieses In-vitro-MoDC-Assays zur Messung der Immunogenität von Impfstoffen, was bedeutet, dass dieser Assay verwendet werden kann, um potenzielle Impfstoffkandidaten für Rinder zu identifizieren, bevor mit In-vivo-Studien fortgefahren wird, sowie bei der Bewertung der Immunogenität von Impfstoffen kommerzieller Impfstoffe.
Introduction
Tierärztliche Impfungen stellen einen entscheidenden Aspekt der Tierhaltung und -gesundheit dar, da sie zur Verbesserung der Ernährungssicherheit und des Tierwohls beitragen, indem sie Schutz vor Krankheiten bieten, die den Viehzuchtsektor weltweit betreffen1. Eine wirksame In-vitro-Methode zur Beurteilung der Immunogenität möglicher Impfstoffkandidaten würde dazu beitragen, den Prozess der Impfstoffentwicklung und -produktion zu beschleunigen. Es ist daher notwendig, das Feld der Immuntests mit innovativen Methoden auf der Grundlage von In-vitro-Studien zu erweitern, da dies dazu beitragen würde, die Komplexität der Immunprozesse im Zusammenhang mit Immunisierung und Erregerinfektion aufzudecken. Derzeit werden In-vivo-Immunisierungs- und Provokationsstudien an Tieren, die regelmäßige Probenahmen (z. B. Blut und Milz) erfordern, verwendet, um die Immunogenität von Impfstoffkandidaten und Adjuvantien zu messen. Diese Tests sind teuer, zeitaufwändig und haben ethische Implikationen, da in den meisten Fällen die Euthanasie der Tiere am Ende der Studien durchgeführt wird.
Als Alternative zu In-vivo-Assays wurden periphere mononukleäre Blutzellen (PBMCs) verwendet, um impfstoffinduzierte Immunantworten in vitrozu untersuchen 2. PBMCs sind eine heterogene Zellpopulation, die sich zu 70 % bis 90 % aus Lymphozyten, zu 10 % aus Monozyten und einer begrenzten Anzahl von dendritischen Zellen (DCs, 1 % bis 2 %) zusammensetzt3. PBMCs beherbergen antigenpräsentierende Zellen (APCs) wie B-Zellen, Monozyten und DCs, die den Organismus ständig auf der Suche nach Anzeichen von Infektionen oder Gewebeschäden patrouillieren. Lokal sezernierte Chemokine erleichtern die Rekrutierung und Aktivierung von APCs an diesen Stellen, indem sie an Rezeptoren auf der Zelloberfläche binden. Im Falle von Monozyten lenken Chemokine ihr Schicksal darauf, sich entweder in DCs oder Makrophagen zu differenzieren4. Sobald DCs auf einen Erreger treffen und ihn einfangen, wandern sie zu sekundären lymphatischen Organen, wo sie die prozessierten Pathogenpeptidantigene mit Hilfe von MHC-Oberflächenproteinen der Klasse I oder II CD8+ T-Zellen bzw. CD4+ T-Zellen präsentieren und so eine Immunantwort auslösenkönnen 5,6.
Die Schlüsselrolle, die DCs bei der Orchestrierung einer schützenden Immunantwort gegen verschiedene Krankheitserreger spielen, macht sie zu einem interessanten Forschungsziel für das Verständnis intrazellulärer Immunmechanismen, insbesondere bei der Entwicklung von Impfstoffen und Adjuvantien gegen Infektionserreger7. Da der Anteil der DCs, die aus PBMCs gewonnen werden können, eher gering ist (1%-2%), wurden stattdessen Monozyten verwendet, um DCs in vitro zu erzeugen 8. Diese von Monozyten abgeleiteten DCs (MoDCs) wurden zunächst als mögliche Behandlungsstrategie in der Krebsimmuntherapie entwickelt9. In jüngerer Zeit wurden MoDCs für die Impfstoffforschung verwendet 10,11,12, und klassische Monozyten sind der vorherrschende Subtyp (89 %) für die MoDC-Produktion 13. Die Herstellung von MoDCs in vitro wurde zuvor durch die Zugabe von Granulozyten-Makrophagen-Kolonie-stimulierendem Faktor (GM-CSF) in Kombination mit anderen Zytokinen wie Interleukin-4 (IL-4), Tumornekrosefaktor α (TNF-α) oder IL-13erreicht 14,15,16.
Der Erfolg eines In-vitro-MoDC-Assays hängt von der Fähigkeit antigenstimulierter reifer MoDCs ab, das Ausmaß und die Art der Immunantwort spezifisch für die Art des nachgewiesenen Antigens zu modulieren17. Die Art des Erregers, der von MoDCs erkannt und präsentiert wird, bestimmt die Differenzierung von CD4+ T-Helferzellen (Th) in Th1-, Th2- oder Th17-Effektorzellen und ist durch ein pathogenspezifisches sekretorisches Zytokinprofil gekennzeichnet. Eine Th1-Antwort wird gegen intrazelluläre Pathogene hervorgerufen und führt zur Sekretion von Interferon-gamma (IFN-γ) und Tumornekrosefaktor beta (TNF-β), was den phagozytischen Schutz moduliert. Eine Th2-Antwort wird gegen parasitäre Organismen ausgelöst und ist durch die Sekretion von IL-4, IL-5, IL-10 und IL-13 gekennzeichnet, die einen phagozytisch-unabhängigen humoralen Schutz initiiert. Th17 bietet einen neutrophilenabhängigen Schutz vor extrazellulären Bakterien- und Pilzinfektionen, die durch die Sekretion von IL-17, IL-17F, IL-6, IL-22 und TNF-α 18,19,20,21 vermittelt werden. Aufgrund früherer Studien wurde festgestellt, dass nicht alle Erreger innerhalb des erwarteten Zytokinprofils liegen. Zum Beispiel stimulieren dermale MoDCs als Reaktion auf eine parasitäre Leishmanieninfektion die IFN-γ Sekretion von CD4+ T-Zellen und CD8+ T-Zellen und induzieren so eine proinflammatorische Th1-Antwort22.
Es wurde auch gezeigt, dass MoDCs von Hühnern, die mit Salmonella-Lipopolysaccharid (LPS) geprimt wurden, eine variable Antwort gegen Salmonella typhimurium induzieren können, indem sie sowohl Th1- als auch Th2-Antworten aktivieren, während Salmonella gallinarum allein eine Th2-Antwort induziert, was die höhere Resistenz des letzteren gegenüber der MoDC-Clearanceerklären könnte 23. Die Aktivierung von MoDCs gegen Brucella canis (B. canis) wurde sowohl bei Hunden als auch bei menschlichen MoDCs berichtet, was bedeutet, dass dies einen zoonotischen Infektionsmechanismus darstellen könnte24. Humane MoDCs, die mit B. canis geprimt sind, induzieren eine starke Th1-Antwort, die eine Resistenz gegen schwere Infektionen verleiht, während canine MoDCs eine dominante Th17-Antwort mit einer reduzierten Th1-Antwort induzieren, was in der Folge zur Etablierung einer chronischen Infektion führt25. Bovine MoDCs zeigen eine erhöhte Affinität für das Maul- und Klauenseuchevirus (FMDV), das mit Immunglobulin G (IgG) konjugiert ist, im Vergleich zu nicht-konjugierten FMDV allein, da die MoDCs als Antwort auf die erstgenannten einen Virus-Antikörper-Komplex bilden10. Zusammenfassend zeigen diese Studien, wie MoDCs verwendet wurden, um die Komplexität von Immunantworten während der Infektion mit Krankheitserregern zu analysieren. Die adaptiven Immunantworten können durch die Quantifizierung spezifischer Marker bewertet werden, die mit der Proliferation von Lymphozyten assoziiert sind. Ki-67, ein intrazelluläres Protein, das nur in sich teilenden Zellen nachgewiesen wird, gilt als zuverlässiger Marker für Proliferationsstudien26, und in ähnlicher Weise entspricht CD25, das während der späten Phase der Aktivierung auf der Oberfläche von T-Zellen exprimiert wird, der Proliferation von Lymphozyten27,28.
Diese Studie demonstriert eine standardisierte Methode zur In-vitro-Generierung von Rinder-MoDCs und deren Anwendung in einem In-vitro-Immunassay, der zur Prüfung der Immunogenität von Impfstoffen verwendet wird. Ein kommerziell erhältlicher Tollwutimpfstoff (RV) wurde verwendet, um die Wirksamkeit dieses Tests zu validieren. Die Aktivierung und Proliferation von T-Lymphozyten wurde mittels Durchflusszytometrie, quantitativer Polymerase-Kettenreaktion (qPCR) und ELISA (Enzyme-linked Immunosorbent Assay) durch die Analyse etablierter Zellaktivierungsmarker wie Ki-67 und CD25 und der Sekretion von IFN-γ 28,29,30,31 gemessen. Während des MoDC-Assays werden keine Tier- oder Humanversuche durchgeführt.
Protocol
Representative Results
Discussion
Diese Studie demonstriert eine standardisierte In-vitro-Methode zur Generierung und Phänotypisierung von bovinen MoDCs und deren anschließende Verwendung zur Messung der Immunogenität eines kommerziellen Impfstoffs (z. B. RV). Rinder-MoDCs können als Werkzeug für das Screening potenzieller Impfantigene gegen Rinderkrankheiten und die Vorhersage ihrer potenziellen klinischen Auswirkungen auf der Grundlage von Immunreaktionen verwendet werden, bevor mit In-vivo-Tierversuchen fortgefahren wird. Die ge…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wir danken Dr. Eveline Wodak und Dr. Angelika Loistch (AGES) für ihre Unterstützung bei der Bestimmung des Gesundheitszustands der Tiere und für die Bereitstellung von BTV, Dr. Bernhard Reinelt für die Bereitstellung von Rinderblut und Dr. Bharani Settypalli und Dr. William Dundon von der IAEO für nützliche Ratschläge zu den Real-Time-PCR-Experimenten bzw. zur Sprachbearbeitung.
Materials
| ACK Lysing Buffer | Gibco, Thermo Fisher | A1049201 | Ammonium-Chloride-Potassium buffer for lysis of residual RBCs in harvested PBMC Fraction |
| BD Vacutainer Heparin Tubes | Becton, Dickinson (BD) and Company | 366480 | 10 mL, additive sodium heparin 158 USP units, glass tube, 16 x 100 mm size |
| Bovine Dendritic Cell Growth Kit | Bio-Rad, UK | PBP015KZZ | Cytokine cocktail composed of recombinant bovine IL-4 and GM-CSF |
| Bovine IFN-γ ELISA Kit | Bio-Rad | MCA5638KZZ | Kit use for measuring IFN-γ expression in culture supernatant |
| CD14 Antibody | Bio-Rad | MCA2678F | Mouse anti-bovine CD14 monoclonal antibody, clone CC-G33, isotype IgG1 |
| CD25 Antibody | Bio-Rad | MCA2430PE | Mouse anti bovine CD25 monoclonal antibody, clone IL-A11, isotype IgG1 |
| CD4 Antibody | Bio-Rad | MCA1653A647 | Mouse anti bovine CD4 monoclonal antibody, clone CC8, isotype IgG2a |
| CD40 Antibody | Bio-Rad | MCA2431F | Mouse anti-bovine CD40 monoclonal antibody, clone IL-A156, isotype IgG1 |
| CD8 Antibody | Bio-Rad | MCA837F | Mouse anti bovine CD8 monoclonal antibody, clone CC63, isotype IgG2a |
| CD86 Antibody | Bio-Rad | MCA2437PE | Mouse anti-bovine CD86 monoclonal antibody, clone IL-A190, isotype IgG1 |
| CFX96 Touch Real-Time PCR Detection System | Bio-Rad | – | Thermal cycler PCR machine |
| Corning Centrifuge Tube | Falcon Corning | 352096 & 352070 | 15 mL and 50 mL, high-clarity poypropylene conical bottom, graduated, sterial, seal screw cap, falcon tube |
| Cytofix/Cytoperm Plus | BD Bio Sciences | 555028 | Fixation/permeabilization kit with BD golgiPlug, use for flow cytometer cell staining |
| Ethanol | Sigma Aldrich | 1009832500 | Absolute for analysis EMSURE ACS,ISO, Reag. Ph Eur |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Gibco, Thermo Fisher | 10500064 | Qualified, heat inactivated |
| Ficoll Plaque PLUS | GE Health care Life Sciences, USA | 341691 | Lymphocyte-isolation medium |
| FlowClean Cleaning Agent | Beckman Coulter, Life Sciences | A64669 | 500 mL |
| FlowJo | FlowJo, Becton, Dickinson (BD) and Company, LLC, USA | – | Flow cytometer Histogram software |
| FlowTubes/ FACS (Fluorescence-activated single-cell sorting) Tube | Falcon Corning | 352235 | 5 mL, sterial, round bottom polystyrene test tube with cell strainer snap cap, use in flow cytometry analysis |
| Fluoresceinisothiocynat-Dextran | Sigma Aldrich, Germany | 60842-46-8 | FITC-dextran MW |
| Gallios Flow Cytometer | Beckman Coulter | – | Flow cytometer machine |
| Hard-Shell 96-Well PCR Plates | Bio-Rad | HSP9601 | 96 well, low profile, thin wall, skirted, white/clear |
| Human CD14 MicroBeads | Miltenyi Bioteck, Germany | 130-050-201 | 2 mL microbeads conjugated to monoclonal anti-human CD14 antibody isotype IgG2a, used for selection of bovine monocytes from PBMCs |
| Kaluza | Beckman Coulter, Germany | – | Flow cytometer multicolor data analysis software |
| MACS Column | Miltenyi Bioteck, Germany | 130-042-401 | Magnetic activated cell sorting or immune magentic cell separation colum for separation of various CD14 cell population based on cell surface antigens |
| MHC Class II DQ DR Polymorphic Antibody | Bio-Rad | MCA2228F | Mouse anti-sheep MHC Class II DQ DR Polymorphic:FITC, clone 49.1, isotype IgG2a, cross reactive with bovine |
| Microcentrifuge Tube | Sigma Aldrich | HS4325 | 1.5 mL, conical bottom, graduated, sterial tube |
| Microsoft Power Point | Microsoft | – | The graphical illustrations of experimental design |
| Mouse IgG1 Negative Control:FITC for CD14, CD40 Antibody | Bio-Rad | MCA928F | Isotype control CD14 and CD40 monoclonal antibody |
| Mouse IgG1 Negative Control:PE for CD86 Antibody | Bio-Rad | MCA928PE | Isotype control CD86 monoclonal antibody |
| Mouse IgG1 Negative Control:RPE for CD25 Antibody | Bio-Rad | MCA928PE | Isotype control CD25 monoclonal antibody |
| Mouse IgG2a Negative Control:FITC for MHC Class II Antibody | Bio-Rad | MCA929F | Isotype control for MHC class II monoclonal antibody |
| Nobivac Rabies | MSD Animal Health, UK | – | 1 µL/mL of cell cultured inactivated vaccine containing > 2 I.U./mL Rabies virus strain |
| Optical seals | Bi0-Rad | TCS0803 | 0.2 mL flat PCR tube 8-cap strips, optical, ultraclear, compatible for qPCR machine |
| Penicillin-Streptomycin | Gibco, Thermo Fisher | 15140122 | 100 mL |
| Phosphate Buffer Saline (PBS) | Gibco, Thermo Fisher | 10010023 | pH 7.4, 1x concentration |
| Prism – GraphPad 5 Software | Dotmatics | – | Statistical software |
| Purified Anti-human Ki-67 antibody | Biolegend, USA | 350501 | Monoclonal antibody, cross reactive with cow, clone ki-67 |
| Purified Mouse IgG1 k Isotype Ctrl Antibody | Biolegend | 400101 | Isotype control for Ki-67 monoclonal antibody |
| READIDROP Propidium Iodide | BD Bio Sciences | 1351101 | Live/dead cell marker used for flow cytometry, amine reactive dye |
| Recombinant Human IL-2 Protein | R&D System, USA | 202-IL-010/CF | Interleukin-2, 20 ng/ml |
| RNeasy Mini Kit | Qiagen | 74106 | Kit use for extraction of total RNA; RLT buffer = lysis buffer; RW1 buffer = stringent guanidine-containing washing buffer; RDD buffer = DNase buffer; RPE buffer = mild wash buffer; RNaseOUT = RNase inhibitor. |
| RPMI 1640 Medium | Sigma Aldrich | R8758 | Cell culture media with L-glutamine and sodium bicarbonate |
| SMART-servier medical art | Les Laboratories Servier | – | Licensed under a creative commons attribution 3.0 unported license |
| SsoAdvanced Universal SYBR Green Supermix | Bio-Rad | 172-5270 | 2x qPCR mix conatins dNTPs, Ss07d fusion polymerase, MgCl2, SYBR Green I supermix = supermix, ROX normalization dyes. |
| SuperScript III First-Strand Synthesis System | Invitrogen, Thermo Fisher | 18080051 | Kit for cDNA synthsis |
| Tissue Culture Test plate 24 | TPP, Switzerland | 92024 | 24 well plate, sterilized by radiation , growth enhanced treated, volume 3.18 mL |
| Trypan Blue Solution | Gibco, Thermo Fisher | 15250061 | 0.4%, 100 mL, dye to assess cell viability |
| UltraPure DNase/RNase-Free Distilled Water | Invitrogen, Thermo Fisher | 10977023 | 0.1 µm membrane filtered distilled water |
| VACUETTE Heparin Blood Collection Tubes | Thermo Fisher Scientific | 15206067 | VACUETTE Heparin Blood Collection Tubes have a green top and contain spray-dried lithium, sodium or ammonium heparin on the inner walls and are usedin clinical chemistry, immunology and serology. The anticoagulant heparin activates antithrombin, which blocks the clotting cascade and thus produces a whole blood/plasma sample. |
| Water | Sigma Aldrich | W3500-1L | Sterile-filtered, bioReagent suitable for cell culture |
Riferimenti
- Roth, J. A., Sandbulte, M. R., Metwally, S., El Idrissi, A., Viljoen, G. The role of veterinary vaccines in livestock production, animal health, and public health. In Veterinary Vaccines: Principles and Applications. , 1-10 (2021).
- Roberts, N. J., Douglas, R. G., Simons, R. M., Diamond, M. E. Virus-induced interferon production by human macrophages. The Journal of Immunology. 123 (1), 365-369 (1979).
- Kleiveland, C. R., Verhoeckx, K., Cotter, P., López-Expósito, I., Kleiveland, C., Lea, T., Mackie, A., Requena, T., Swiatecka, D., Wichers, H. Peripheral blood mononuclear cells. The Impact of Food Bioactives on Health: In Vitro and Ex Vivo Models. , 161-167 (2015).
- Shi, C., Pamer, E. G. Monocyte recruitment during infection and inflammation. Nature Reviews Immunology. 11 (11), 762-774 (2011).
- Domínguez, P. M., Ardavín, C. Differentiation and function of mouse monocyte-derived dendritic cells in steady state and inflammation. Immunological Reviews. 234 (1), 90-104 (2010).
- Steinman, R. M. Linking innate to adaptive immunity through dendritic cells. Novartis Foundation Symposium. 279, 101-109 (2006).
- Vandebriel, R. J., Hoefnagel, M. H. N. Dendritic cell-based in vitro assays for vaccine immunogenicity. Human Vaccines and Immunotherapeutics. 8 (9), 1323-1325 (2012).
- Hopewell, E. L., Cox, C. Manufacturing dendritic cells for immunotherapy: Monocyte enrichment. Molecular Therapy. Methods and Clinical Development. 16, 155-160 (2020).
- Morse, M. A., Zhou, L. -. J., Tedder, T. F., Lyerly, H. K., Smith, C. Generation of dendritic cells in vitro from peripheral blood mononuclear cells with granulocyte-macrophage-colony-stimulating factor, interleukin-4, and tumor necrosis factor-alpha for use in cancer immunotherapy. Annals of Surgery. 226 (1), 6-16 (1997).
- Robinson, L., et al. Foot-and-mouth disease virus exhibits an altered tropism in the presence of specific immunoglobulins, enabling productive infection and killing of dendritic cells. Journal of Virology. 85 (5), 2212-2223 (2011).
- Kangethe, R. T., Pichler, R., Chuma, F. N. J., Cattoli, G., Wijewardana, V. Bovine monocyte derived dendritic cell based assay for measuring vaccine immunogenicity in vitro. Veterinary Immunology and Immunopathology. 197, 39-48 (2018).
- Harwood, L. J., Gerber, H., Sobrino, F., Summerfield, A., McCullough, K. C. Dendritic cell internalization of foot-and-mouth disease virus: Influence of heparan sulfate binding on virus uptake and induction of the immune response. Journal of Virology. 82 (13), 6379-6394 (2008).
- Hussen, J., et al. Phenotypic and functional heterogeneity of bovine blood monocytes. PLoS One. 8 (8), 71502 (2013).
- Shi, Y., et al. Granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) and T-cell responses: What we do and don’t know. Cell Research. 16 (2), 126-133 (2006).
- Zhou, L. -. J., Tedder, T. F. CD14+ blood monocytes can differentiate into functionally mature CD83+ dendritic cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (6), 2588-2592 (1996).
- Bautista, E. M., Nfon, C., Ferman, G. S., Golde, W. T. IL-13 replaces IL-4 in development of monocyte derived dendritic cells (MoDC) of swine. Veterinary Immunology and Immunopathology. 115 (1-2), 56-67 (2007).
- León, B., Ardavín, C. Monocyte-derived dendritic cells in innate and adaptive immunity. Immunology and Cell Biology. 86 (4), 320-324 (2008).
- Berger, A. Th1 and Th2 responses: What are they. British Medical Journal. 321 (7258), 424 (2000).
- Romagnani, S. Th1/th2 cells. Inflammatory Bowel Diseases. 5 (4), 285-294 (1999).
- Kaiko, G. E., Horvat, J. C., Beagley, K. W., Hansbro, P. M. Immunological decision-making: How does the immune system decide to mount a helper T-cell response. Immunology. 123 (3), 326-338 (2008).
- Duckworth, B. C., Groom, J. R. Conversations that count: Cellular interactions that drive T cell fate. Immunological Reviews. 300 (1), 203-219 (2021).
- León, B., López-Bravo, M., Ardavín, C. Monocyte-derived dendritic cells formed at the infection site control the induction of protective T helper 1 responses against Leishmania. Immunity. 26 (4), 519-531 (2007).
- Singh, D., et al. Differential responses of chicken monocyte-derived dendritic cells infected with Salmonella gallinarum and Salmonella typhimurium. Scientific Reports. 11, 17214 (2021).
- Pujol, M., et al. Variability in the response of canine and human dendritic cells stimulated with Brucella canis. Veterinary Research. 48, 72 (2017).
- Pujol, M., Borie, C., Montoya, M., Ferreira, A., Vernal, R. Brucella canis induces canine CD4+ T cells multi-cytokine Th1/Th17 production via dendritic cell activation. Comparative Immunology, Microbiology and Infectious Diseases. 62, 68-75 (2019).
- Lašťovička, J., Rataj, M., Bartůňková, J. Assessment of lymphocyte proliferation for diagnostic purpose: Comparison of CFSE staining, Ki-67 expression and 3H-thymidine incorporation. Human Immunology. 77 (12), 1215-1222 (2016).
- Reddy, M., Eirikis, E., Davis, C., Davis, H. M., Prabhakar, U. Comparative analysis of lymphocyte activation marker expression and cytokine secretion profile in stimulated human peripheral blood mononuclear cell cultures: An in vitro model to monitor cellular immune function. Journal of Immunological Methods. 293 (1-2), 127-142 (2004).
- Shatrova, A. N., et al. Time-dependent regulation of IL-2R α-chain (CD25) expression by TCR signal strength and IL-2-induced STAT5 signaling in activated human blood T lymphocytes. PLoS One. 11 (12), 0167215 (2016).
- Shedlock, D. J., et al. Ki-67 staining for determination of rhesus macaque T cell proliferative responses ex vivo. Cytometry, Part A. 77 (3), 275-284 (2010).
- Yen, H. -. R., et al. Tc17 CD8 T cells: Functional plasticity and subset diversity. Journal of Immunology. 183 (11), 7161-7168 (2009).
- Kawamura, I., et al. IFN-gamma-producing ability as a possible marker for the protective T cells against Mycobacterium bovis BCG in mice. Journal of Immunology. 148 (9), 2887-2893 (1992).
- Agriculture, Forestry, Regions and Water Management. The Federal Act on Animal Welfare (Tierschutzgesetz – TSchG). Federal Law Gazette I 2004/118 Available from: https://info.bml.gv.at/en/topics/agriculture/agriculture-in-austria/animal-production-in-austria/animal-welfare-act.html (2005)
- Corripio-Miyar, Y., et al. Phenotypic and functional analysis of monocyte populations in cattle peripheral blood identifies a subset with high endocytic and allogeneic T-cell stimulatory capacity. Veterinary Research. 46, 112 (2015).
- Wijewardana, V., et al. Generation of canine dendritic cells from peripheral blood monocytes without using purified cytokines. Veterinary Immunology and Immunopathology. 114 (1-2), 37-48 (2006).
- Švajger, U., Jeras, M. Optimal dendritic cell differentiation in rpmi media requires the absence of HEPES buffer. Immunological Investigations. 40 (4), 413-426 (2011).
- Chometon, T. Q., et al. A protocol for rapid monocyte isolation and generation of singular human monocyte-derived dendritic cells. PLoS One. 15 (4), 0231132 (2020).
- Blanco, F. C., et al. Semi-stable production of bovine IL-4 and GM-CSF in the mammalian episomal expression system. Journal of Veterinary Research. 65 (3), 315-321 (2021).
- Sallusto, F., Lanzavecchia, A. Efficient presentation of soluble antigen by cultured human dendritic cells is maintained by granulocyte/macrophage colony-stimulating factor plus interleukin 4 and downregulated by tumor necrosis factor alpha. Journal of Experimental Medicine. 179 (4), 1109-1118 (1994).
- Cho, K. -. J., Roche, P. A. Regulation of MHC class II-peptide complex expression by ubiquitination. Frontiers in Immunology. 4, 369 (2013).
- Sansom, D. M., Manzotti, C. N., Zheng, Y. What’s the difference between CD80 and CD86. Trends in Immunology. 24 (6), 313-318 (2003).
- Han Lee, G., et al. The role of CD40 expression in dendritic cells in cancer biology; a systematic review. Current Cancer Drug Targets. 14 (7), 610-620 (2014).
- Tanaka, H., Demeure, C. E., Rubio, M., Delespesse, G., Sarfati, M. Human monocyte-derived dendritic cells induce naive T cell differentiation into T helper cell type 2 (Th2) or Th1/Th2 effectors: Role of stimulator/responder ratio. Journal of Experimental Medicine. 192 (3), 405-412 (2000).
- Klechevsky, E., et al. Cross-priming CD8+ T cells by targeting antigens to human dendritic cells through DCIR. Blood. 116 (10), 1685-1697 (2010).
- Schlienger, K., Craighead, N., Lee, K. P., Levine, B. L., June, C. H. Efficient priming of protein antigen-specific human CD4+ T cells by monocyte-derived dendritic cells. Blood. 96 (10), 3490-3498 (2000).
- Soares, A., et al. Novel application of Ki67 to quantify antigen-specific in vitro lymphoproliferation. Journal of Immunological Methods. 362 (1-2), 43-50 (2010).
- Zhu, J., Yamane, H., Paul, W. E. Differentiation of effector CD4 T cell populations. Annual Review of Immunology. 28, 445-489 (2009).
- Bachmann, M. F., Oxenius, A. Interleukin 2: From immunostimulation to immunoregulation and back again. EMBO Reports. 8 (12), 1142-1148 (2007).
- Koup, R. A., Douek, D. C. Vaccine design for CD8 T lymphocyte responses. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 1 (1), 007252 (2011).
- Sassu, E. L., et al. Development and evaluation of a real-time PCR panel for the detection of 20 immune markers in cattle and sheep. Veterinary Immunology and Immunopathology. 227, 110092 (2020).
