Summary

Aislamiento y purificación de células endoteliales microvasculares y macrovasculares a partir de muestras derivadas de pulmón

Published: February 03, 2023
doi:

Summary

Aunque es un desafío, el aislamiento de las células endoteliales pulmonares es esencial para los estudios sobre la inflamación pulmonar. El presente protocolo describe un procedimiento para el aislamiento de alto rendimiento y alta pureza de células endoteliales macrovasculares y microvasculares.

Abstract

La disponibilidad de células aisladas de tejidos y órganos sanos y enfermos representa un elemento clave para los enfoques de medicina personalizada. Aunque los biobancos pueden proporcionar una amplia colección de células primarias e inmortalizadas para la investigación biomédica, estos no cubren todas las necesidades experimentales, particularmente las relacionadas con enfermedades o genotipos específicos. Las células endoteliales vasculares (CE) son componentes clave de la reacción inflamatoria inmune y, por lo tanto, desempeñan un papel central en la patogénesis de una variedad de trastornos. En particular, las CE de diferentes sitios muestran diferentes propiedades bioquímicas y funcionales, lo que hace que la disponibilidad de tipos específicos de EC (es decir, macrovascular, microvascular, arterial y venosa) sea esencial para diseñar experimentos confiables. Aquí, se ilustran en detalle procedimientos simples para obtener células endoteliales macrovasculares y microvasculares humanas de alto rendimiento, prácticamente puras, a partir de la arteria pulmonar y el parénquima pulmonar. Esta metodología puede ser fácilmente reproducida a un costo relativamente bajo por cualquier laboratorio para lograr la independencia de las fuentes comerciales y obtener fenotipos/genotipos EC que aún no están disponibles.

Introduction

El endotelio vascular recubre la superficie interna de los vasos sanguíneos. Desempeña un papel clave en la regulación de la coagulación sanguínea, el tono vascular y las respuestas inmunoinflamatorias 1,2,3,4. Aunque el cultivo de células endoteliales (CE) aisladas de especímenes humanos es esencial para fines de investigación, debe señalarse que las CE de diferentes vasos sanguíneos (arterias, venas, capilares) tienen funciones específicas. Estos no pueden ser completamente recapitulados por las células endoteliales de la vena umbilical humana (HUVEC), que son fácilmente disponibles y ampliamente utilizadas en estudios sobre fisiopatología del endotelio vascular 5,6. Por ejemplo, las células endoteliales microvasculares pulmonares humanas (HLMVEC) desempeñan un papel clave en la inflamación pulmonar al controlar el reclutamiento y la acumulación de leucocitos 4,7. Por lo tanto, un entorno experimental dirigido a reproducir la inflamación pulmonar con alta fidelidad debe incluir HLMVEC. Por otro lado, la disfunción EC se puede observar en varias patologías; por lo tanto, las CE del paciente son fundamentales para construir un modelo in vitro confiable de la enfermedad. Por ejemplo, el aislamiento de fragmentos de CE de la arteria pulmonar (HPAECs), diseccionados de los pulmones explantados de personas afectadas por fibrosis quística (FQ), nos ha permitido descubrir mecanismos de disfunción endotelial en esta enfermedad 8,9.

Por lo tanto, los protocolos destinados a optimizar el aislamiento de CE de diferentes fuentes / órganos también en estados de enfermedad son esenciales para proporcionar a los investigadores herramientas de investigación valiosas, particularmente cuando estas herramientas no están disponibles comercialmente. Los protocolos de aislamiento HLMVEC y HPAEC han sido reportados previamente 10,11,12,13,14,15,16,17,18,19. En todos los casos, la digestión enzimática de las muestras pulmonares dio lugar a poblaciones de células mixtas, que se purificaron utilizando medios selectivos ad hoc y perlas magnéticas o clasificación celular basada en citometría. Las optimizaciones adicionales de estos protocolos deben abordar dos problemas principales en el aislamiento de CE: (1) contaminación celular y tisular, que debe resolverse lo antes posible en los pasajes de cultivo para minimizar la senescencia replicativa EC20; y 2) el bajo rendimiento de las cepas primarias de CE.

Este estudio describe un nuevo protocolo para el aislamiento de alto rendimiento y alta pureza de HLMVEC y HPAEC. Este procedimiento puede ser fácilmente aplicable y proporcionar CE macrovasculares y microvasculares prácticamente puras en unos pocos pasos.

Protocol

Este estudio fue aprobado y el protocolo siguió las directrices del comité de ética en investigación humana de la Universidad de Chieti-Pescara (#237_2018bis). La Figura 1 ilustra el aislamiento de células endoteliales de segmentos (1-3 cm de largo) de parénquima pulmonar o arteria pulmonar de sujetos humanos no identificados (con consentimiento escrito) sometidos a cirugía torácica por diversas razones, como neumotórax o lobectomía. En este último caso, los cirujanos también rec…

Representative Results

Aislamiento HLMECEl principal problema durante el aislamiento de HLMVEC es la presencia de células contaminantes, ya que los capilares microscópicos no se pueden separar fácilmente del tejido estromal. Por lo tanto, lograr la mayor pureza posible en las primeras etapas del proceso de aislamiento es crucial para reducir los pasajes de cultivo y, por lo tanto, el envejecimiento celular. Del mismo modo, un protocolo de aislamiento óptimo debe proporcionar el mayor rendimiento posible de HLMVEC puros…

Discussion

Las múltiples funciones desempeñadas por las células endoteliales vasculares en la fisiopatología humana hacen de estas células una herramienta indispensable para los estudios patogénicos y farmacológicos in vitro . Dado que las CE de diferentes sitios vasculares / órganos muestran características y funciones peculiares, la disponibilidad de CE sanas y enfermas del órgano de interés sería ideal para fines de investigación. Por ejemplo, los HLMVEC son esenciales para los estudios sobre la inflamació…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado por fondos del Ministerio italiano de Universidad e Investigación (ex 60% 2021 y 2022) a R. P. y por subvenciones de la Fundación Italiana de Fibrosis Quística (FFC # 23 / 2014) y del Ministerio de Salud italiano (L548/93) a M. R.

Materials

0.05% trypsin-EDTA 1X GIBCO 25300-054 Used to detach cells from the culture plates
Anti CD31 Antibody, clone WM59 Dako M0823 Used for CD-31 staining in immunocytochemistry. Dilution used: 1:50
Anti vWF Antibody Thermo Fisher Scientific MA5-14029 Used for von Willebrand factor staining in immunocytochemistry. Working dilution: 1:100
Autoclavable surgical scissors Any Used for chopping specimens
Cell strainers 40 µm Corning 431750 Used during the second filtration
Cell strainers 70 µm Corning 431751 Using during the first filtration
Collagenase, Type 2 Worthington LS004177 Type 2 Collagenase used for enzymatic digestion. Working concentration: 2 mg/mL
Conjugated anti CD31 Antibody BD Biosciences 555445 Used for cell sorting (1:20 dilution)
Dulbecco′s Phosphate Buffered Saline (PBS) with  CaCl2 and MgCl2 Sigma-Aldrich D8662 Used for cell washing before medium change
Dulbecco′s Phosphate Buffered Saline (PBS) without CaCl2 and MgCl2 Sigma-Aldrich D8537 Used for washing surgical specimens and cells before trypsinization
Endothelial Cell Growth Medium MV PromoCell C-22020 HLMVEC growth medium
Fibronectin Sigma-Aldrich F0895 Fibronectin from human plasma used for plate coating. Working concentration: 50 µg/mL
Gelatin from porcine skin, type A Sigma-Aldrich G2500 Used for plate coating
Type A gelatin Sigma-Aldrich g-2500 Gelatin from porcine skin used for plate coating. Working concentration: 1.5%

Riferimenti

  1. Muller, W. A. Leukocyte-endothelial-cell interactions in leukocyte transmigration and the inflammatory response. Trends in Immunology. 24 (6), 326-333 (2003).
  2. Sumpio, B. E., Timothy Riley, J., Dardik, A. Cells in focus: Endothelial cell. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 34 (12), 1508-1512 (2002).
  3. Lüscher, T. F., Tanner, F. C. Endothelial regulation of vascular tone and growth. American Journal of Hypertension. 6, 283-293 (1993).
  4. Marki, A., Esko, J. D., Pries, A. R., Ley, K. Role of the endothelial surface layer in neutrophil recruitment. Journal of Leukocyte Biology. 98 (4), 503-515 (2015).
  5. Crampton, S. P., Davis, J., Hughes, C. C. W. Isolation of human umbilical vein endothelial cells (HUVEC). Journal of Visualized Experiments. (3), e183 (2007).
  6. Ganguly, A., Zhang, H., Sharma, R., Parsons, S., Patel, K. D. Isolation of human umbilical vein endothelial cells and their use in the study of neutrophil transmigration under flow conditions. Journal of Visualized Experiments. (66), e4032 (2012).
  7. Dejana, E., Corada, M., Lampugnani, M. G. Endothelial cell-to-cell junctions. FASEB Journal. 9 (10), 910-918 (1995).
  8. Plebani, R., et al. Establishment and long-term culture of human cystic fibrosis endothelial cells. Laboratory Investigation. 97 (11), 1375-1384 (2017).
  9. Totani, L., et al. Mechanisms of endothelial cell dysfunction in cystic fibrosis. Biochimica Et Biophysica Acta. Molecular Basis of Disease. 1863 (12), 3243-3253 (2017).
  10. Gaskill, C., Majka, S. M. A high-yield isolation and enrichment strategy for human lung microvascular endothelial cells. Pulmonary Circulation. 7 (1), 108-116 (2017).
  11. Hewett, P. W. Isolation and culture of human endothelial cells from micro- and macro-vessels. Methods in Molecular Biology. 1430, 61 (2016).
  12. van Beijnum, J. R., Rousch, M., Castermans, K., vander Linden, E., Griffioen, A. W. Isolation of endothelial cells from fresh tissues. Nature Protocols. 3 (6), 1085-1091 (2008).
  13. Comhair, S. A. A., et al. Human primary lung endothelial cells in culture. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 46 (6), 723-730 (2012).
  14. Visner, G. A., et al. Isolation and maintenance of human pulmonary artery endothelial cells in culture isolated from transplant donors. The American Journal of Physiology. 267, 406-413 (1994).
  15. Mackay, L. S., et al. Isolation and characterisation of human pulmonary microvascular endothelial cells from patients with severe emphysema. Respiratory Research. 14 (1), 23 (2013).
  16. Ventetuolo, C. E., et al. Culture of pulmonary artery endothelial cells from pulmonary artery catheter balloon tips: considerations for use in pulmonary vascular disease. The European Respiratory Journal. 55 (3), 1901313 (2020).
  17. Wang, J., Niu, N., Xu, S., Jin, Z. G. A simple protocol for isolating mouse lung endothelial cells. Scientific Reports. 9 (1), 1458 (2019).
  18. Wong, E., Nguyen, N., Hellman, J. Isolation of primary mouse lung endothelial cells. Journal of Visualized Experiments. (177), e63253 (2021).
  19. Kraan, J., et al. Endothelial CD276 (B7-H3) expression is increased in human malignancies and distinguishes between normal and tumour-derived circulating endothelial cells. British Journal of Cancer. 111 (1), 149-156 (2014).
  20. Khan, S. Y., et al. Premature senescence of endothelial cells upon chronic exposure to TNFα can be prevented by N-acetyl cysteine and plumericin. Scientific Reports. 7 (1), 39501 (2017).
  21. Cossarizza, A., et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (second edition). European Journal of Immunology. 49 (10), 1457 (2019).
  22. Miron, R. J., Chai, J., Fujioka-Kobayashi, M., Sculean, A., Zhang, Y. Evaluation of 24 protocols for the production of platelet-rich fibrin. BMC Oral Health. 20 (1), 310 (2020).
  23. Lenting, P. J., Christophe, O. D., Denis, C. V. von Willebrand factor biosynthesis, secretion, and clearance: Connecting the far ends. Blood. 125 (13), 2019-2028 (2015).
  24. Thompson, S., Chesher, D. Lot-to-lot variation. The Clinical Biochemist Reviews. 39 (2), 51-60 (2018).
  25. Plebani, R., et al. Modeling pulmonary cystic fibrosis in a human lung airway-on-a-chip. Journal of Cystic Fibrosis. 21 (4), 606-615 (2021).
check_url/it/64885?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Plebani, R., D’Alessandro, A., Lanuti, P., Simeone, P., Cinalli, M., Righi, I., Palleschi, A., Mucci, M., Marchisio, M., Cappabianca, F., Camera, M., Mucilli, F., Romano, M. Microvascular and Macrovascular Endothelial Cell Isolation and Purification from Lung-Derived Samples. J. Vis. Exp. (192), e64885, doi:10.3791/64885 (2023).

View Video