Isolement et caractérisation des ligaments utéro-sacrés murins et des organes du plancher pelvien
Summary
Cet article présente un protocole détaillé pour disséquer les ligaments utéro-sacrés et d’autres tissus du plancher pelvien, y compris le col de l’utérus, le rectum et la vessie chez la souris, afin d’élargir l’étude des tissus reproducteurs féminins.
Abstract
Le prolapsus des organes pelviens (POP) est une affection qui affecte l’intégrité, la structure et le soutien mécanique du plancher pelvien. Les organes du plancher pelvien sont soutenus par différentes structures anatomiques, y compris les muscles, les ligaments et le fascia pelvien. Le ligament utéro-sacré (LSU) est une structure portante critique, et une lésion de la LSU entraîne un risque plus élevé de développer un POP. Le présent protocole décrit la dissection des LSU murins et des organes du plancher pelvien, ainsi que l’acquisition de données uniques sur la composition et la fonction biochimiques de la LSU à l’aide de la spectroscopie Raman et de l’évaluation du comportement mécanique. Les souris sont un modèle inestimable pour la recherche préclinique, mais disséquer la LSU murine est un processus difficile et complexe. Cette procédure présente une approche pour guider la dissection des tissus du plancher pelvien murin, y compris la LSU, afin de permettre de multiples évaluations et caractérisations. Ce travail vise à faciliter la dissection des tissus du plancher pelvien par les scientifiques fondamentaux et les ingénieurs, élargissant ainsi l’accessibilité de la recherche sur la LSU et les conditions du plancher pelvien et l’étude préclinique de la santé des femmes à l’aide de modèles murins.
Introduction
Environ 50 % des femmes sont touchées par le prolapsus des organes pelviens (POP)1,2. Environ 11 % de ces femmes répondent aux critères pour subir une réparation chirurgicale, ce qui a un faible taux de réussite (~30 %)3,4. Les POP se caractérisent par la descente de tout ou partie des organes pelviens (c.-à-d. vessie, utérus, col de l’utérus et rectum) de leur position naturelle en raison de l’incapacité de la LSU et des muscles du plancher pelvien à fournir un soutien adéquat5. Cette condition implique un dysfonctionnement anatomique et une perturbation du tissu conjonctif, ainsi que des lésions neuromusculaires, en plus des facteurs prédisposants 3,6. Les POP sont associés à de multiples facteurs tels que l’âge, le poids, la parité et le type d’accouchement (c.-à-d. les naissances vaginales ou césariennes). On pense que ces facteurs affectent l’intégrité mécanique de tous les tissus du plancher pelvien, la grossesse et la parité étant considérées comme les principaux moteurs du POP 5,7,8.
Les ligaments utéro-sacrés (LSU) sont des structures de soutien importantes pour l’utérus, le col de l’utérus et le vagin et attachent le col de l’utérus au sacrum4. Les dommages causés aux LSU exposent les femmes à un risque accru de développer des POP. On croit que la grossesse et l’accouchement imposent une pression supplémentaire sur la LSU, ce qui peut induire des blessures et augmenter les risques de POP. La LSU est un tissu complexe composé de cellules musculaires lisses, de vaisseaux sanguins et de lymphatiques répartis de manière hétérogène le long du ligament, qui peut être divisé en trois sections distinctes: cervicale, intermédiaire et sacrée9. L’intégrité mécanique de la LSU est dérivée de composants de la matrice extracellulaire (ECM) comme le collagène, l’élastine et les protéoglycanes 5,9,10. Les fibres de collagène de type I sont connues pour être un composant de traction porteur majeur des tissus ligamenteux et sont, par conséquent, probablement impliquées dans la défaillance de la LSU et du POP11.
Il y a un manque de connaissances sur les causes, la prévalence et les effets des POP chez les femmes. Le développement d’un modèle animal approprié de POP est nécessaire pour faire progresser notre compréhension du plancher pelvien féminin. Les souris et les humains ont des repères anatomiques similaires dans le bassin, tels que les uretères, le rectum, la vessie, les ovaires et les ligaments ronds9, ainsi que des points d’intersection similaires de la LSU avec l’utérus, le col de l’utérus et le sacrum. De plus, les souris offrent une facilité de manipulation génétique et ont le potentiel d’être un modèle facilement accessible et rentable pour l’étude du POP9.
Cette étude a mis au point une méthode pour accéder à la LSU et aux différents tissus du plancher pelvien et les isoler chez des souris nullipares (c.-à-d. jamais gestantes). Les LSU extraits ont été soumis à une digestion enzymatique (c.-à-d. pour éliminer les collagènes et les glycosaminoglycanes), testés pour déterminer la réponse mécanique sous charge de traction et évalués pour la composition biochimique dans une étude de validation de concept. La capacité d’isoler des tissus intacts facilitera d’autres caractérisations mécaniques et biochimiques des composants du plancher pelvien, ce qui constitue une première étape cruciale pour améliorer notre compréhension des risques de blessures liés à l’accouchement, à la grossesse et aux POP.
Protocol
Representative Results
Discussion
L’effet des dommages structurels sur les tissus reproducteurs féminins est sous-étudié, et un modèle animal facilement accessible pour la recherche sur les POP est nécessaire. La souris est un modèle rentable qui peut imiter les études sur la reproduction humaine16. En raison de l’intérêt croissant pour l’étude du système reproducteur féminin, il existe un besoin de méthodes qui facilitent l’étude de ces tissus. Pour répondre à ce besoin, dans ce travail, une méthode est ?…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été soutenu par la subvention CU Boulder Summer Underground Research Opportunities Program (UROP) (C.B.), la bourse de recherche d’études supérieures de la NSF (L.S.), la bourse scientifique Schmidt (C.L.), le programme de subventions de démarrage pour la recherche et l’innovation de l’Université du Colorado (prix 2020 à V.F., S.C. et K.C.) et la subvention Anschutz Boulder Nexus Seed à l’Université du Colorado (à V.F. et K.C.). Nous remercions tout particulièrement le Dr Tyler Tuttle pour son aide dans la conception de la chambre de chargement, ainsi que les membres du laboratoire Calve pour leurs discussions utiles.
Materials
| 11 Blade | Fisher | 3120030 | Removable blade |
| 1x PBS | Fisher | BP399-1 | Diluted from 10x concentration |
| Chondroitinase ABC | Sigma | C3667-10UN | Enzyme |
| Collagenase Type I | Worthington Biochemical | LS004194 | Enzyme |
| Confocal Microscope | Leica | STELLARIS 5 | Upright configuration |
| Dissection Microscope | Leica | S9E | With camera |
| Dumont #5 Forceps | Fisher | NC9626652 | Thin tip |
| Female C57BL/6J mice | Jackson Laboratory | strain #: 000664 | |
| FemtoTools Micromanipulator | FemtoTools | FT-RS1002 | 100 mN load cell |
| FST Curved Forceps | Fisher | NC9639443 | Curved tip |
| FST Sharp 9 mm Scissors | Fisher | NC9639443 | Dissection scissors |
| Ghost Dye 780 | Tonbo | 13-0865-T500 | Free amine stain |
| Kimwipes | Fisher | 06-666 | Box of 50 wipes |
| OCT | Tissue Tek | 4583 | Used for tissue preservation |
| PDMS | Thermo Fisher | 044764.AK | Follow manufacturer's instructions |
| Petri Dishes 35 mm | Fisher | FB0875711A | Used for dissected tissue |
| Polyglactin 5-0 Suture | Veter.Sut | VS385VL | With needle |
| Renishaw InVia Raman Microscope | Renishaw | PN192(EN)-02-A | With confocal objectives |
| Rocking Platform | VWR | 10127-876 | 2 tier platform |
| Surgical Gloves | Fisher | 52818 | For dissection |
| Sytox | Thermo Fisher | S11381 | Nuclear stain |
| T-pins | Fisher | S99385 | For dissection |
| Transfer Pipets | Fisher | 13-711-7M | For dissection |
| Underpads | Fisher | 22037950 | To cover dissection pad |
Riferimenti
- Maldonado, P. A., Wai, C. Y. Pelvic organ prolapse. Obstetrics and Gynecology Clinics of North America. 43 (1), 15-26 (2016).
- Drewes, P. G., et al. Pelvic organ prolapse in fibulin-5 knockout mice: Pregnancy-induced changes in elastic fiber homeostasis in mouse vagina. American Journal of Pathology. 170 (2), 578-589 (2007).
- Barber, M. D., Maher, C. Epidemiology and outcome assessment of pelvic organ prolapse. International Urogynecology Journal and Pelvic Floor Dysfunction. 24 (11), 1783-1790 (2013).
- Becker, W. R., De Vita, R. Biaxial mechanical properties of swine uterosacral and cardinal ligaments. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 14 (3), 549-560 (2015).
- Donaldson, K., Huntington, A., De Vita, R. Mechanics of uterosacral ligaments: Current knowledge, existing gaps, and future directions. Annals of Biomedical Engineering. 49 (8), 1788-1804 (2021).
- Amundsen, C. L., Flynn, B. J., Webster, G. D. Anatomical correction of vaginal vault prolapse by uterosacral ligament fixation in women who also require a pubovaginal sling. Journal of Urology. 169 (5), 1770-1774 (2003).
- Jelovsek, J. E., Maher, C., Barber, M. D. Pelvic organ prolapse. The Lancet. 396 (9566), 1027-1038 (2007).
- Blomquist, J. L., Muñoz, A., Carroll, M., Handa, V. L. Association of delivery mode with pelvic floor disorders after childbirth. Journal of the American Medical Association. 320 (23), 2438-2447 (2018).
- Iwanaga, R., et al. Comparative histology of mouse, rat, and human pelvic ligaments. International Urogynecology Journal. 27 (11), 1697-1704 (2016).
- Zhu, Y. P., et al. Evaluation of extracellular matrix protein expression and apoptosis in the uterosacral ligaments of patients with or without pelvic organ prolapse. International Urogynecology Journal. 32 (8), 2273-2281 (2021).
- Jimenez, J. M., et al. Multiscale mechanical characterization and computational modeling of fibrin gels. bioRxiv. , (2022).
- Fischenich, K. M., et al. Human articular cartilage is orthotropic where microstructure, micromechanics, and chemistry vary with depth and split-line orientation. Osteoarthritis and Cartilage. 28 (10), 1362-1372 (2020).
- Luetkemeyer, C. M., Neu, C. P., Calve, S. A method for defining tissue injury criteria reveals ligament deformation thresholds are multimodal. bioRxiv. , (2023).
- O’Brien, C. M., et al. In vivo Raman spectroscopy for biochemical monitoring of the human cervix throughout pregnancy. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 218 (5), 1-18 (2018).
- Louwagie, E. M., et al. et al. ultrasonic dimensions and parametric solid models of the gravid uterus and cervix. PLoS One. 16 (1), 0242118 (2021).
- Drewes, P. G., et al. Pelvic organ prolapse in fibulin-5 knockout mice. The American Journal of Pathology. 170 (2), 578-589 (2007).
- Rahn, D. D., Ruff, M. D., Brown, S. A., Tibbals, H. F., Word, R. A. Biomechanical properties of the vaginal wall: Effect of pregnancy, elastic fiber deficiency, and pelvic organ prolapse. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 198 (5), 1-6 (2008).
- Roman, S., et al. Evaluating alternative materials for the treatment of stress urinary incontinence and pelvic organ prolapse: A comparison of the in vivo response to meshes implanted in rabbits. Journal of Urology. 196 (1), 261-269 (2016).
- Couri, B. M., Lenis, A. T., Borazjani, A., Paraiso, M. F., Damaser, M. S. Animal models of female pelvic organ prolapse: Lessons learned. Expert Review of Obstetrics & Gynecology. 7 (3), 49 (2012).
- Abramowitch, S. D., Feola, A., Jallah, Z., Moalli, P. A. Tissue mechanics, animal models, and pelvic organ prolapse: A review. European Journal of Obstetrics & Gynecologyand Reproductive Biology. 144, S146-S158 (2009).
- Tan, T., Cholewa, N. M., Case, S. W., De Vita, R. Micro-structural and biaxial creep properties of the swine uterosacral-cardinal ligament complex. Annals of Biomedical Engineering. 44 (11), 3225-3237 (2016).
- Tan, T., et al. Histo-mechanical properties of the swine cardinal and uterosacral ligaments. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 42, 129-137 (2015).
- Baah-Dwomoh, A., Alperin, M., Cook, M., De Vita, R. Mechanical analysis of the uterosacral ligament: Swine vs. human. Annals of Biomedical Engineering. 46 (12), 2036-2047 (2018).
- Vardy, M. D., et al. The effects of hormone replacement on the biomechanical properties of the uterosacral and round ligaments in the monkey model. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 192 (5), 1741-1751 (2005).
- Shahryarinejad, A., Vardy, M. D. Comparison of human to macaque uterosacral-cardinal ligament complex and its relationship to pelvic organ prolapse. Toxicological Pathology. 36 (7), 101 (2008).
- Smith, T. M., Luo, J., Hsu, Y., Ashton-Miller, J., DeLancey, O. L. A novel technique to measure in vivo uterine suspensory ligament stiffness. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 209 (5), 1-7 (2013).
- Vandamme, T. F. Use of rodents as models for human diseases. Journal of Pharmacy and Bioallied Sciences. 6 (1), 2-9 (2014).
