En kanin aortaklappestenose model induceret af direkte ballonskade
Summary
En passende dyremodel er nødvendig for at forstå de patologiske mekanismer, der ligger til grund for aortaklappestenose (AVS), og for at evaluere effekten af terapeutiske indgreb. Denne protokol beskriver en ny procedure til udvikling af AVS-kaninmodellen via en direkte ballonskade in vivo.
Abstract
Dyremodeller dukker op som et vigtigt redskab til at forstå de patologiske mekanismer, der ligger til grund for aortaklappestenose (AVS) på grund af manglende adgang til pålidelige kilder til syge humane aortaklapper. Blandt de forskellige dyremodeller er AVS kaninmodeller en af de mest anvendte i store dyreforsøg. Imidlertid kræver traditionelle AVS-kaninmodeller en langvarig periode med kosttilskud og genetisk manipulation for at fremkalde signifikant stenose i aortaklappen, hvilket begrænser deres anvendelse i eksperimentelle undersøgelser. For at afhjælpe disse begrænsninger foreslås en ny AVS-kaninmodel, hvor stenose induceres af en direkte ballonskade på aortaklappen. Denne protokol beskriver en vellykket teknik til inducering af AVS hos New Zealand hvide (NZW) kaniner med trinvise procedurer for forberedelse, kirurgisk procedure og postoperativ pleje. Denne enkle og reproducerbare model tilbyder en lovende tilgang til at studere initiering og progression af AVS og giver et værdifuldt værktøj til at undersøge sygdommens underliggende patologiske mekanismer.
Introduction
Det anerkendes i stigende grad, at brugen af passende dyremodeller kan bidrage til en bedre forståelse af de patologiske mekanismer, der ligger til grund for aortaklappestenose (AVS) på grund af manglende adgang til pålidelige kilder til syge humane aortaklapper forbundet med progressionen af aortastenose (AS). Blandt de forskellige dyremodeller til undersøgelse af AVS er kaniner en af de mest anvendte AVS-modeller med store dyr, og AVS-kaninmodellen induceres enten gennem kolesterol/vitamin D2-tilskud eller genetisk manipulation 1,2,3,4.
Selvom kanin-AVS-modeller har givet betydelig indsigt i udviklingen og progressionen af AVS, er det stadig en udfordring at inducere AVS konsekvent og reproducerbart, som det ses i vores indledende eksperimenter.
Ud over diætinducerede og genetisk modtagelige dyremodeller er der etableret en ny model af AVS gennem direkte mekanisk skade i mus 5,6. Den mekaniske skademodel inducerer med succes aortastenose og repræsenterer en enkel og reproducerbar AVS-model i vildtypemus. Så vidt vi ved, har der ikke været nogen tidligere undersøgelser, der undersøger virkningerne af en mekanisk skade på aortaklappen i kaninmodeller. Denne undersøgelse giver således en ny procedure til inducering af AVS hos hvide hankaniner fra New Zealand gennem en direkte ballonskade på aortaklappen, som nøjagtigt kan efterligne tilstanden af valvulær aortastenose. Denne protokol indeholder trinvise beskrivelser af præparatet, den kirurgiske procedure og den postoperative pleje, som er nyttige til at inducere reproducerbare AVS-kaninmodeller.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dyre-AVS-modeller bruges almindeligvis til at studere de patologiske aspekter af AVS, herunder initiering og progression af AVS. Denne protokol introducerer en ny kanin AVS-model induceret af en direkte ballonskade på aortaklappen. I denne undersøgelse viste aortaklappeskademodellen signifikant fortykkelse og forkalkning af folderen. Sammenlignet med den milde AVS-model induceret af kosttilskud blev aortaklappen i den direkte ballonskademodel selektivt skadet, hvilket førte til fortykkede cusps og begrænset bevægels…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dette arbejde blev støttet af et National Research Foundation of Korea (NRF) tilskud finansieret af den koreanske regering (MSIT) (nr. 2020R1A4A3079570), Undervisningsministeriet (nr. 2021R1I1A1A01051425) og Industrial Strategic Technology Development Program (nr. 20014873) finansieret af ministeriet for handel, industri og energi, Republikken Korea.
Materials
| 3-0 Silk suture | AILEE | SK312 | |
| 4% paraformaldehyde(PFA) | Intron | IBS-BP031-2 | |
| Alizarin red Solution | Millpore | TMS-008-C | |
| ASAHI SION BLUE | ASAHI | Guide wire | |
| Back Table Cover | Yuhan kimberly | 80101-30 | |
| Balloon In-deflation Device | Demax Medical | DID30s | |
| Bionet Veterinary monitor | BIONET | BM3 VET | |
| C-Arm | SIEMENS Healthcare GmbH | Cios alpha | |
| Certified Rabbit Diet | Purina | 5322 | 4.7% Hydrogenated Coconut Oil, 0.5% Cholesterol, & 1% Molasse |
| Curadle Smart Incubator | Autoelex | CS-CV206 | Intensive Care Unit (ICU) |
| Ergocalciferol | Sigma-aldrich | E5750 | Vitamin D2 |
| Fechtner conjunctiva forceps titanium | WORLD PRECISSION Instrument | WP1820 | |
| Forceps | HEBU | HB203 | |
| Gentamicin | Shin Poong | ||
| Glycopyrrolate | SamChunDang | ||
| Greenflex NS | DAI HAN PHARM | Normal saline 500 mL | |
| Hematoxylin solution | Sigma-aldrich | HT1079-1 SET | |
| Heparin | JW pharmaceutical | 25,000 U | |
| Infusion set for single use | SWOON MEDICAL | ||
| Iodine | Green pharmaceutical | ||
| Iodixanol | GE Healthcare | Visipaque | Inflation solution (contrast agent) |
| IV catheter 22 G | BD | 382423 | |
| IV catheter 24 G | BD | 382412 | |
| Ketoprofen | SamChunDang | ||
| Luer-Lok syringe 10 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Luer-Lok syringe 3 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Microscope | OLYMPUS | SZ61 | |
| Microtome | ThermoFisher Scientific | HM 325 | |
| MT stain kit | Sigma-aldrich | HT15-1kt | |
| Needel holder | Solco | 009-1304 | |
| Needle Holder with Lock and Suture | JEUNGDO BIO & PLANT | H-1222-18 | |
| Paraffin | LK LABKOREA | H06-660-107 | |
| PBS | Gibco | 10010-023 | |
| Potassium chloride 40 | Daihan Pharm | KCl | |
| Prelude Ideal Hydrophilic Sheath | MERIT MEDICAL | PID4F11018SS | Sheath 4F |
| PTA Balloon Dilatation catheter | Boston Scientific | H749-3903280208-0 | Balloon catheter 8.0 mm |
| Rompun | Elanco | Xylaxine | |
| sterile Gauze | DAE HAN Medical | 10 cm x 20 cm | |
| Surgical Gloves | Ansell | Ansell | |
| Surgical Gown | Yuhan kimberly | 90002-02 | |
| Surgical Scissors | Nopa, Germany | AC020/16 | |
| Surgical Tape | 3M micopore | 1530-1 | |
| Syringe 1 mL | Shin Chang Medical | ||
| Syringe 10 mL | Shin Chang Medical | ||
| Tissue cassette | Scilav korea | Cas3003 | |
| Transducer gel | SUNGHEUNG | SH102 | |
| Tridol | Yuhan Corp. | Tramadol HCl | |
| Ultrasound system | Philps | Affiniti 50 | |
| Von Kossa stain kit | Abcam | ab105689 | |
| Zoletil 50 | Virbac korea | Tiletamine & zolazepam |
Riferimenti
- Aliev, G., Burnstock, G. Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis. Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).
- Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study. Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).
- Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium. Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).
- Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. Animal models of calcific aortic valve disease. International Journal of Inflammation. 2011, 364310 (2011).
- Honda, S., et al. A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).
- Niepmann, S. T., et al. Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype. Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).
- Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease. Journal of Visualized Experiments. (93), e52172 (2014).
- Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. E. COX2 inhibition reduces aortic valve calcification in vivo. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 938-947 (2015).
- Jung, S. H., et al. Spatiotemporal dynamics of macrophage heterogeneity and a potential function of Trem2(hi) macrophages in infarcted hearts. Nature Communications. 13 (1), 4580 (2022).
- Freeman, R. V., Otto, C. M. Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies. Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).
- Lindman, B. R., et al. Calcific aortic stenosis. Nature Reviews Disease Primers. 2, 16006 (2016).
- Cuniberti, L. A., et al. Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension. Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).
- Marechaux, S., et al. Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis. Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).
- Hara, T., et al. Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits. Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).
