Qui viene descritto un approccio semplice e rapido per l'esecuzione di iniezioni intracerebroventricolari nei topi utilizzando un approccio a mano libera (cioè senza un dispositivo stereotassico).
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Articolo metodologico
Iniezioni intracerebroventricolari a mano libera nei topi
In questo articolo
Sommario
Abstract
Lo studio dei sistemi neuroendocrini richiede spesso la somministrazione di farmaci, virus o altri agenti sperimentali direttamente nel cervello dei topi. Un'iniezione intracerebroventricolare (ICV) consente la somministrazione diffusa dell'agente sperimentale in tutto il cervello (in particolare nelle strutture vicino ai ventricoli). Qui vengono descritti i metodi per effettuare iniezioni ICV a mano libera in topi adulti. Utilizzando punti di riferimento visivi e tattili sulle teste dei topi, le iniezioni nei ventricoli laterali possono essere effettuate in modo rapido e affidabile. Le iniezioni vengono effettuate con una siringa di vetro tenuta in mano dallo sperimentatore e posta a distanze approssimative dai punti di riferimento. Pertanto, questa tecnica non richiede un frame stereotassico. Inoltre, questa tecnica richiede solo una breve anestesia con isoflurano, che consente la successiva valutazione del comportamento e/o della fisiologia del topo in topi svegli e che si comportano liberamente. L'iniezione ICV a mano libera è un potente strumento per la somministrazione efficiente di agenti sperimentali nel cervello di topi viventi e può essere combinata con altre tecniche come il prelievo frequente di sangue, la manipolazione dei circuiti neurali o la registrazione in vivo per studiare i processi neuroendocrini.
Introduzione
La somministrazione di agenti sperimentali, come i farmaci1, i virus2 o le cellule3, al cervello è spesso necessaria per la ricerca neuroendocrina. Se l'agente non attraversa facilmente la barriera emato-encefalica o l'obiettivo sperimentale è quello di testare in modo specifico gli effetti centrali dell'agente, è importante disporre di un metodo affidabile per somministrare iniezioni nel cervello. Inoltre, l'iniezione nello spazio intracerebroventricolare (ICV) offre l'opportunità di distribuire ampiamente l'agente nel cervello e fornisce un'ampia area bersaglio, aumentando così la probabilità di....
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Protocollo
Tutte le procedure sono state approvate dalla Colorado State University (#3960) e dall'Università della California San Diego Institutional Animal Care and Use Committees, dove sono stati raccolti i dati rappresentativi (S13235, PI Kellie Breen Church). I dati di cinque topi C57/BL6 femmine adulte e due maschi adulti (9-16 settimane) sono illustrati nella sezione dei dati rappresentativi. I topi femmina sono stati ovariectomizzati 3-4 settimane prima dell'iniezione di ICV e della raccolta del sangue come descritto in precedenza7. Prima della sperimentazione, questi topi sono stati alloggiati con un ciclo di 12 ore di luce e 12 ore di luce scura ....
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Risultati
Se eseguita con successo, questa tecnica consente la rapida somministrazione di un agente sperimentale nel sistema ventricolare. Un profilo di impulso dell'ormone luteinizzante (LH) da un topo ovariectomizzato che ha ricevuto un'iniezione ICV di 3 μL di soluzione salina isotonica sterile, il veicolo di molti composti farmacologici, è mostrato nella Figura 2A. Questo esempio dimostra che una breve esposizione all'anestesia gassosa e l'iniezione di 3 μL di liquido nel sistema ventricolare da s.......
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Discussione
Qui viene descritto un mezzo semplice ed efficace per effettuare iniezioni di ICV nei topi. Poiché questa tecnica non richiede una struttura stereotassica, questo approccio per la somministrazione centralizzata di farmaci e agenti sperimentali è accessibile a un maggior numero di ricercatori. Inoltre, questo approccio ha una produttività relativamente elevata poiché la procedura di preparazione e iniezione può essere eseguita rapidamente.
Poiché questa procedura richiede la manipolazione manua.......
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Dichiarazioni
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Ringraziamenti
Vorremmo ringraziare la Dott.ssa Kellie Breen Church, il Sig. Michael Kreisman e la Sig.ra Jessica Jang per il loro contributo alla raccolta dei dati mostrati nei risultati rappresentativi. Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institutes of Health (NIH) R00 HD104994 (R.B.M.).
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Aghi smussati calibro 18 SAI | Infusion | B18-150 | |
| Aghi calibro 18 | BD Medical | 305195 | |
| Tamponi imbevuti di alcol | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Cuscinetto da banco | Fisher Scientific | 14-206-62AC22 | |
| Soluzione di betadina | Fisher Scientific | NC1696484 | |
| Buprenorfina | Patterson Vet Supply | 07-892-5235 | Sostanza controllata |
| Eyelube | Fisher Scientific | 50-218-8442 | |
| Siringa di vetro | Hamilton | 7634-01 | |
| Ago per iniezione | Hamilton | 7803-01 | 27 gauge, ago RN a mozzo piccolo, stile di punta: 4, lunghezza dell'ago: 10 cm, angolo: 45 |
| isoflurano | Patterson Vet Supply | 07-893-8441 | |
| Vaporizzatore di isoflurano | Vet Equip | V-10 | |
| Nastro da laboratorio | VWR | 89098-128 | |
| Ossigeno di grado medico | Airgas | OX USPEA | |
| Paraformaldeide | Millipore-Sigma | 8.18715.1000 | |
| Soluzione salina tamponata con fosfato | Fisher Scientific | J67802. Software K2 | |
| PulsaR | Open source, Università di Otago | Vedi ref 9 | |
| Ruler | Fisher Scientific | 12-00-152 | |
| Tubi silastici (0,040" ID) | DOW | 508-005 | |
| Tubi Silastic (0,078" ID) | DOW | 508-009 | |
| Soluzione salina sterile | VWR | 101320-574 | |
| Saccarosio | Fisher Scientific | S5-500 |
Riferimenti
- Roseweir, A. K., et al. Discovery of potent kisspeptin antagonists delineate physiological mechanisms of gonadotropin regulation. Journal of Neuroscience. 29 (12), 3920-3929 (2009).
- Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L.
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Ristampe e permessi
