Questo studio presenta un modello suino chirurgico di ischemia miocardica cronica dovuta a stenosi progressiva dell'arteria coronaria, con conseguente compromissione della funzione cardiaca senza infarto. Dopo l'ischemia, gli animali vengono sottoposti a trapianto di bypass aortocoronarico off-pump con posizionamento epicardico di cerotti di collagene carichi di esosomi derivati da cellule staminali. Questa terapia aggiuntiva migliora la funzione miocardica e il recupero.
È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.
Articolo metodologico
Modello suino chirurgico di ischemia miocardica cronica trattata con cerotto di collagene carico di esosomi e innesto di bypass aortocoronarico off-pump
In questo articolo
Sommario
Abstract
L'ischemia miocardica cronica derivante dalla stenosi progressiva dell'arteria coronaria porta al miocardio in letargo (HIB), definito come miocardio che si adatta alla ridotta disponibilità di ossigeno riducendo l'attività metabolica, prevenendo così il danno irreversibile dei cardiomiociti e l'infarto. Questo è distinto dall'infarto del miocardio, poiché l'HIB ha il potenziale per il recupero con la rivascolarizzazione. I pazienti con malattia coronarica significativa (CAD) soffrono di ischemia cronica, che li mette a rischio di insufficienza cardiaca e morte improvvisa. L'intervento chirurgico standard per la CAD grave è la chirurgia di bypass aortocoronarico (CABG), ma è stato dimostrato che è una terapia imperfetta, ma non esistono terapie aggiuntive per recuperare i miociti adattati all'ischemia cronica. Per colmare questa lacuna, è stato utilizzato un modello chirurgico di HIB che utilizza carne suina che è suscettibile di CABG e imita lo scenario clinico. Il modello prevede due interventi chirurgici. Il primo intervento prevede l'impianto di un costrittore rigido di 1,5 mm sull'arteria discendente anteriore sinistra (LAD). Man mano che l'animale cresce, il costrittore provoca gradualmente una stenosi significativa con conseguente riduzione della funzione sistolica regionale. Una volta che la stenosi raggiunge l'80%, il flusso e la funzione del miocardio sono compromessi, creando HIB. Viene quindi eseguita una CABG off-pump con l'arteria mammaria interna sinistra (LIMA) per rivascolarizzare la regione ischemica. L'animale si riprende per un mese per consentire un miglioramento ottimale del miocardio prima del sacrificio. Ciò consente studi fisiologici e tissutali di diversi gruppi di trattamento. Questo modello animale dimostra che la funzione cardiaca rimane compromessa nonostante il CABG, suggerendo la necessità di nuovi interventi aggiuntivi. In questo studio, è stato sviluppato un cerotto di collagene incorporato con esosomi derivati da cellule staminali mesenchimali (MSC), che può essere applicato chirurgicamente alla superficie epicardica distale all'anastomosi LIMA. Il materiale è conforme all'epicardio, è assorbibile e fornisce l'impalcatura per il rilascio prolungato dei fattori di segnalazione. Questa terapia rigenerativa può stimolare il recupero miocardico che non risponde alla sola rivascolarizzazione. Questo modello si traduce in ambito clinico fornendo mezzi di esplorazione fisiologica e meccanicistica per quanto riguarda il recupero nell'HIB.
Introduzione
A livello globale, la CAD grave colpisce oltre cento milioni di pazienti e, sebbene il tasso di mortalità sia diminuito, rimane una delle principali cause di morte 1,2. La CAD ha un ampio spettro clinico, dall'infarto del miocardio (IM) all'ischemia, con vitalità preservata. La maggior parte della ricerca pre-clinica si concentra sull'infarto miocardico, caratterizzato dalla presenza di tessuto infartuato come è possibile studiare in modelli animali di piccole e grandi dimensioni. Tuttavia, tale modello non si rivolge ai pazienti con vitalità conservata e suscettibili di rivascolarizzazione. La maggior parte dei pazienti sottoposti a CABG ha una diminuzione dell'afflusso di sangue e una funzione limitata, pur mantenendo la variabilità nella riserva contrattile e nella vitalità3. Senza trattamento, questi pazienti possono progredire verso l'insufficienza cardiaca avanzata e la morte improvvisa, specialmente durante l'aumento del carico di lavoro4. Tra questi pazienti, l'innesto di bypass aortocoronarico (CABG) è una terapia efficace, ma potrebbe non portare a un recupero funzionale completo5. È importante sottolineare che la disfunzione diastolica, che è un marker per esiti clinici peggiori, non riesce a riprendersi dopo la rivascolarizzazione, suggerendo la necessità di nuove terapie adiuvanti durante il CABG 6,7. Attualmente, non ci sono interventi adiuvanti clinicamente disponibili utilizzati con CABG per ripristinare i cardiomiociti alla piena capacità funzionale. Si tratta di una grave lacuna terapeutica, dato che molti pazienti progrediscono verso un'insufficienza cardiaca avanzata nonostante un'appropriata rivascolarizzazione8.
È stato creato un modello suino innovativo di ischemia miocardica cronica suscettibile di CABG, per imitare l'esperienza clinica della CAD9. I suini forniscono un buon modello di cardiopatia rispetto ad altri animali di grandi dimensioni in quanto non hanno collaterali di ponte epicardico, quindi la stenosi del LAD da sola provoca ischemia regionale10. In questo studio sono state utilizzate femmine di maiali Yorkshire di 16 settimane. In questo modello, il LAD è stato rivascolarizzato con CABG off-pump utilizzando l'innesto dell'arteria mammaria interna sinistra (LIMA) (Tabella supplementare 1). L'intervento coronarico percutaneo (PCI) non è possibile aprire la stenosi poiché il costrittore è un dispositivo rigido. La risonanza magnetica cardiaca (MRI) viene utilizzata per valutare la funzione globale e regionale, l'anatomia coronarica e la vitalità tissutale. L'analisi della risonanza magnetica cardiaca ha mostrato che la funzione diastolica, caratterizzata da un picco di riempimento (PFR), rimane compromessa nonostante il CABG6. Il meccanismo della disfunzione diastolica è probabilmente correlato alla compromissione della bioenergetica mitocondriale e alla formazione di collagene nell'HIB che persistono dopo CABG11.
Le cellule staminali mesenchimali (MSC) forniscono una segnalazione terapeutica attraverso gli esosomi per migliorare il recupero miocardico quando applicate durante il CABG. In questo modello suino e in studi paralleli in vitro , è stato dimostrato che il posizionamento di un cerotto epicardico MSC vicryl durante il CABG recupera la funzione contrattile con l'aumento delle proteine mitocondriali chiave, vale a dire PGC-1α12, un importante regolatore del metabolismo energetico mitocondriale13. Il modello in vitro ci ha permesso di studiare il meccanismo di segnalazione delle MSC sulla compromissione della funzione mitocondriale. Gli esosomi sono microvescicole stabili secrete (50-150 nm) che contengono proteine o acidi nucleici, inclusi i microRNA (miRNA)14. Recenti dati in vitro suggeriscono che gli esosomi derivati da MSC sono un importante meccanismo di segnalazione necessario per il recupero della respirazione mitocondriale.
Gli esosomi derivati da cellule staminali sono promettenti per terapie aggiuntive in quanto sono facilmente accessibili, possono essere prodotti commercialmente e mancano di conflitti etici. In considerazione della traduzione clinica, è stato creato un cerotto di collagene incorporato con esosomi derivati da MSC che può essere suturato chirurgicamente nella regione di ibernazione del miocardio. È stato dimostrato che c'è una consegna sostenuta di esosomi utilizzando questo cerotto e fornisce una terapia rigenerativa senza cellule con meccanismo di segnalazione paracrina che mira al recupero mitocondriale e migliora la biogenesi mitocondriale15. Questa procedura fornisce il modello pre-clinico per studiare l'impatto delle terapie derivate dalle MSC per migliorare la funzione cardiaca attraverso il potenziamento della funzione mitocondriale e la riduzione dell'infiammazione al momento della rivascolarizzazione e invertire gli adattamenti miocitari all'ischemia cronica.
In questo studio, viene mostrato un metodo chirurgico di CABG off-pump che utilizza l'anastomosi da LIMA a LAD per bypassare l'area della stenosi prossimale LAD che imita il trattamento standard per i pazienti con CAD. Come terapia aggiuntiva con CABG, è stata dimostrata l'applicazione chirurgica di un cerotto di collagene incorporato in esosomi derivati da MSC sulla regione ischemica del miocardio. Questo modello chirurgico può essere utilizzato per studiare le risposte fisiologiche all'effetto paracrino osservate con l'uso di un cerotto esosomiale e i meccanismi molecolari di recupero.
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Protocollo
I comitati istituzionali per la cura e l'uso degli animali (IACUC) del Minneapolis VA Medical Center e dell'Università del Minnesota hanno approvato tutti gli studi sugli animali. Sono state seguite le attuali linee guida del National Institutes of Health (NIH) per l'uso e la cura degli animali da laboratorio.
1. Isolamento di cellule staminali mesenchimali e preparazione e caratterizzazione degli esosomi
- Isolamento di cellule staminali mesenchimali (MSC) derivate dal midollo osseo
- Prelevare 30-50 ml di midollo osseo sterile dallo sterno o dalla tibia di una femmina di suino Yorkshire Landrace di 20 settimane. Per fare ciò, introdurre un ago interosseo da 25 mm 15G nello sterno o nella tibia e aspirare il campione in una siringa da 60 ml con 10 ml di eparina.
NOTA: Per ulteriori dettagli sulla raccolta del midollo osseo fare riferimento a Pittenger et al. e Hocum-Stone et al.12,16. - In breve, far passare il campione di midollo osseo attraverso una provetta Vacutainer CPT con eparina per 30 minuti a 1800 x g.
- Rimuovere il buffy coat contenente le cellule mononucleate e lavare con la soluzione salina bilanciata di Hank. Cellule mononucleate in pellet mediante centrifugazione e risospensione in terreno di crescita (10% siero fetale bovino [FBS]).
- Trasferire le cellule mononucleate in matracci di coltura cellulare per una crescita aderente. Isolare le MSC dalla frazione mononucleare per la loro natura aderente.
- Lavare tutte le non MSC entro 24 ore, lasciando un monostrato di MSC nel pallone di coltura tissutale. Confermare il fenotipo delle MSC mediante citometria a flusso, garantendo la negatività per CD45, un marcatore ematopoietico, e la positività per CD90 e CD105, marcatori delle MSC.
- Prelevare 30-50 ml di midollo osseo sterile dallo sterno o dalla tibia di una femmina di suino Yorkshire Landrace di 20 settimane. Per fare ciò, introdurre un ago interosseo da 25 mm 15G nello sterno o nella tibia e aspirare il campione in una siringa da 60 ml con 10 ml di eparina.
- Preparazione e caratterizzazione di esosomi da cellule staminali mesenchimali suine
- Seme 1 x 104 cardiomiociti di ratto H9C2 e coltura in 1x DMEM+ 10% FBS e 1x Pen/streptococco. Seme: 2 x 10,4 MSC suine in DMEM avanzato + 5% FBS e 1x Pen/streptococco.
- Una volta che entrambe le linee cellulari sono confluenti almeno all'80%, cambiare il terreno con terreno H9C2 e MSC impoverito di esosomi.
- Esporre i cardiomiociti H9C2 a una lieve ipossia (1% O2 per 24 ore). Rimuovere i flaconi dall'ipossia dopo 24 ore e pipettare il terreno H9C2.
- Rimuovere ed eliminare il terreno MSC dal pallone MSC. Aggiungere il terreno H9C2 purificato al pallone MSC. Incubare il matraccio per 6 ore in condizioni normossiche (5% CO2 , 20% O2 e 37 °C).
- Estrarre gli esosomi dal terreno condizionato in co-coltura utilizzando il reagente per l'isolamento totale degli esosomi seguendo le istruzioni del produttore.
- Verificare l'identificazione degli esosomi mediante rilevamento western blot di proteine esosomiali comuni con anticorpi contro CD-63 (1:1000)17.
- Eseguire l'analisi di tracciamento delle nanoparticelle (NTA) per quantificare gli esosomi e la valutazione delle dimensioni delle nanoparticelle e della loro distribuzione. Per fare ciò, sciogliere la proteina totale (50 μg) degli esosomi in 500 μL di PBS per determinare la concentrazione e la distribuzione dimensionale degli esosomi utilizzando l'analizzatore di tracciamento delle nanoparticelle.
- Analizza i dati utilizzando un software di tracciamento delle nanoparticelle.
2. Intervento chirurgico di bypass aortocoronarico fuori dalla pompa
- Preparazione degli animali
- Pesare l'animale (maiali femmina Yorkshire-Landrace di 16 settimane) 3 giorni prima dell'intervento chirurgico. Digiunare l'animale per 12 ore prima dell'intervento chirurgico e avere accesso all'acqua durante il digiuno.
- Somministrare buprenorfina 0,18 mg/kg per via intramuscolare 2-4 ore prima dell'intervento.
- Induzione dell'animale
- Sedare l'animale somministrando un'iniezione intramuscolare di 6,6 mg/kg di tiletamina-zolazepam/xilazina.
- Attendere 15 minuti per garantire un'adeguata sedazione valutando il tono della mandibola seguito dal posizionamento del catetere 22G nella vena dell'orecchio centrale.
NOTA: Un'altra vena periferica può essere presa in considerazione (cioè la vena cefalica) se la vena dell'orecchio è inadeguata. - Somministrare un unguento oftalmico per via topica su ciascun occhio. Somministrare 1-2 mg/kg di propofol per via endovenosa per indurre l'anestesia generale. Il tono della mandibola riflette in modo più affidabile la profondità dell'anestesia e deve essere valutato durante tutta la procedura.
- Intubare l'animale con un tubo endotracheale di dimensioni adeguate.
- Chirurgia
- Radere lo sterno e l'inguine dell'animale in preparazione alla procedura chirurgica.
- Impostare la ventilazione meccanica a 10-15 respiri al minuto, ossigeno 1-4 L/min e isoflurano 1,0-3,0% secondo necessità per mantenere l'anestesia profonda per l'intervento chirurgico. Verificare l'assenza di riflesso oculare o mascellare per confermare l'anestesia profonda.
- Apparecchiature di monitoraggio della posizione (elettrocardiogramma, CO2 di fine espirazione, frequenza cardiaca, saturazione di ossigeno, pressione sanguigna e temperatura) sull'animale.
- Collegare il catetere endovenoso a una sacca di soluzione salina normale o di ringer del lattato per somministrare continuamente i liquidi di mantenimento.
- Preparare la pelle utilizzando una tecnica asettica con scrub allo iodio povidone e soluzione 3x per un'adeguata sterilità e per ridurre al minimo il rischio di infezione del sito chirurgico.
- Somministrare la lidocaina per via intravascolare (dose di carico di 2 mg/kg o infusione continua alla dose di 50 mcg/kg/min) per prevenire le aritmie.
- Posizionare l'animale dorsalmente e coprirlo con asciugamani sterili.
- Eseguire l'asportazione dell'arteria femorale sinistra o destra per il posizionamento della linea arteriosa con la tecnica Seldinger, quindi collegare il catetere al trasduttore per il monitoraggio continuo della pressione sanguigna al momento dell'intervento chirurgico.
- Utilizzare l'elettrocauterizzazione monopolare per eseguire un'incisione di 20 cm che si estende dalla tacca sternale prossimalmente fino al processo xifoide distalmente e per incidere strati di muscoli, grasso sottocutaneo e tessuto connettivo fino allo sterno.
- Eseguire la sternotomia mediana utilizzando una sega oscillante.
NOTA: La sega standard viene evitata per la sternotomia ripetuta in quanto comporta un rischio maggiore di lesioni miocardiche dovute a precedenti aderenze pericardiche dalla procedura di toracotomia sinistra eseguita per posizionare il costrittore LAD. - Dividere la placca sternale posteriore usando un paio di forbici. Utilizzare un divaricatore toracico specializzato per un'adeguata visualizzazione del mediastino.
- Sezionare le aderenze utilizzando l'elettrocauterizzazione monopolare o le forbici Metzenbaum. Sezionare con cura il muscolo peristernale e il grasso per esporre l'arteria mammaria interna sinistra (LIMA).
- Una volta che LIMA è esposto lateralmente al bordo sternale, separarlo delicatamente dalla parete toracica utilizzando una dissezione smussata con punta per elettrocauterizzazione. Utilizzare il LIMA come innesto scheletrato.
- Iniziare la dissezione a livello del 3° spazio intercostale. Sollevare delicatamente il bordo sternale sinistro per una visualizzazione ottimale.
- Utilizzare una trazione delicata sull'avventizia per esporre i rami arteriosi e venosi di LIMA. Tagliare il lato LIMA dei rami usando le emoclibi e cauterizzare il lato della parete toracica dei rami.
NOTA: Prestare attenzione a non cauterizzare la clip sul LIMA, poiché ciò potrebbe causare il restringimento del condotto. - Una volta che un segmento iniziale di LIMA è stato mobilizzato, continuare la dissezione prossimalmente verso il livello della vena succlavia e distalmente fino alla biforcazione LIMA.
- Una volta terminata la dissezione, somministrare eparina per via endovenosa alla dose di 100-300 U/kg. Attendere 3 minuti dopo la somministrazione dell'eparina.
- Dopo 3 minuti, tagliare l'estremità distale del LIMA, appena prima del livello della biforcazione del LIMA, e dividere il condotto. Cuci l'estremità distale con una fascetta di sutura in seta 2-0 gratuita.
- Preparare l'estremità prossimale per l'innesto. Ispezionare visivamente la qualità del flusso lasciando sanguinare l'innesto per alcuni secondi.
- Clamp delicatamente l'estremità distale del condotto LIMA con una pinza bulldog atraumatica per evitare sanguinamento. Aprire il pericardio con una T rovesciata praticando un'incisione di circa 5-6 cm. Posizionare le suture di misura 3-0 sul pericardio per la trazione su entrambi i lati della fessura.
- Stabilizzare il LAD con nastri di retrazione in silicone e stabilizzatore tissutale, che è fissato al divaricatore sternale. Eseguire un'arteriotomia nell'arteria LAD distale alla stenosi (causata dalla banda costrittrice) con una lama a 11 lame ed estendere con una forbice per iride.
- Posizionare uno shunt coronarico di dimensioni adeguate nel LAD. Eseguire l'anastomosi da LIMA a LAD con sutura non assorbibile 7-0 utilizzando una tecnica di bypass off-pump. Rilasciare l'occlusore bulldog sul LIMA e confermare l'emostasi.
- Preparazione di un cerotto esosomico derivato da cellule staminali mesenchimali (MSC)
- Dopo aver isolato con successo gli esosomi dalle MSC, sospendere circa 3 x 108 esosomi in 3 mL di soluzione fisiologica normale e aggiungerli alla spugna di collagene.
- Portare 3 mL di sospensione di esosomi a temperatura ambiente a circa 22 °C per 10 min. Metti 2 spugne collage riassorbibili (ciascuna 1,27 cm x 2,54 cm) in una capsula di Petri media.
- Utilizzare una siringa da 5 ml con un ago da 18 G per miscelare delicatamente la sospensione dell'esosoma. Pipettare lentamente 1,5 ml di sospensione su ciascuna spugna di collagene e attendere 5 minuti per il completo assorbimento.
- Posizionamento del cerotto dell'esosoma
- Posizionare la spugna carica di esosomi capovolta sulla regione di ibernazione del cuore, che è l'epicardio della regione del setto anteriore nella distribuzione della LAD.
- Posizionare delicatamente due spugne per coprire la regione di ibernazione del cuore. Usa una rete di polyglactin da 3,5 cm x 1,0 cm per coprire ogni spugna di collagene.
- Cuci la rete sull'epicardio con sottili suture interrotte 7-0.
- Posizionamento del tubo toracico
- Posizionare un tubo toracico attraverso un'incisione di pugnalata separata, vicino all'aspetto inferiore dell'incisione della sternotomia. Posizionare con cautela il tubo toracico sulla parte anteriore del cuore.
- Una volta che il tubo è in posizione, posizionare una sutura a corda di borsa con sutura 3-0 utilizzando un punto materasso orizzontale per consentire la chiusura della ferita al momento della rimozione del tubo.
- Il tubo toracico viene mantenuto fino alla completa chiusura del torace.
- Chiusura sul petto
- Approssimare lo sterno con punti di sutura non assorbibili utilizzando uno schema a forma di otto. Somministrare 1 mg/kg di bupivacaina per via intramuscolare lungo l'intera lunghezza dell'incisione.
NOTA: La sutura viene utilizzata al posto dei fili per evitare interferenze con l'imaging MRI. - Chiudere gli strati di muscoli e pelle nel modo standard utilizzando rispettivamente la sutura assorbibile 2-0 e 3-0.
- Eseguire l'apnea e l'aspirazione per evacuare tutta l'aria dalla cavità toracica. Monitorare con cautela la pressione delle vie aeree sul ventilatore e mantenere la pressione tra 15-22 mmHg e rilasciarla al termine.
- Una volta che tutta l'aria è stata evacuata, rimuovere il tubo toracico mentre si chiude la ferita utilizzando la sutura a corda della borsa. Applicare la colla adesiva localmente per coprire l'incisione sternale.
- Approssimare lo sterno con punti di sutura non assorbibili utilizzando uno schema a forma di otto. Somministrare 1 mg/kg di bupivacaina per via intramuscolare lungo l'intera lunghezza dell'incisione.
- Assistenza post-operatoria dopo l'intervento chirurgico
- Svezzare gradualmente l'animale dal ventilatore mentre l'incisione cutanea viene chiusa. Assicurarsi che l'animale sia in grado di respirare spontaneamente e proteggere i riflessi prima di scollegare l'animale dall'attrezzatura per anestesia.
- Rimuovere il tubo endotracheale dopo aver verificato che l'animale è in grado di proteggere le sue vie aeree. Coprire l'incisione cutanea con una medicazione sterile e non aderente incorporata con unguento antibiotico per ridurre al minimo l'infezione del sito chirurgico.
- Continuare a monitorare i segni vitali tra cui frequenza cardiaca, frequenza respiratoria, temperatura corporea ogni 15 minuti fino a quando l'animale non è in grado di mantenere la sua posizione senza assistenza.
- Assicurarsi che l'animale non venga lasciato incustodito fino a quando non è in grado di sollevare e tenere la testa alta e può stare in piedi senza assistenza. Somministrare meloxicam alla dose di 0,2 mg/kg per via sottocutanea prima di trasportare l'animale all'unità di recupero.
- Trasportare l'animale all'unità di recupero quando l'animale è stabile. Mantenere la medicazione del sito chirurgico sull'incisione fino al giorno 3 postoperatorio. Sostituire la medicazione se si sporca.
- Continuare a monitorare il livello del dolore, l'incisione cutanea e il benessere generale dell'animale per i primi 5 giorni dopo l'intervento. Somministrare mezza dose di meloxicam (0,1 mg/kg) al bisogno una volta al giorno per il dolore intenso.
- Alloggiare l'animale per i primi 5 giorni dopo l'intervento chirurgico mentre le incisioni guariscono per ridurre il rischio di infezione del sito chirurgico da parte di un altro animale. Rimettere l'animale in un alloggio di gruppo dopo 5 giorni.
- Segnalare eventuali complicazioni o cambiamenti nelle condizioni dell'animale (febbre, ascite, perdita di peso, inappetenza, ecc.) al veterinario o al personale competente.
3. Angiografia coronarica con accesso femorale
- Fissare l'animale sul tavolo operatorio in decubito dorsale. Iniziare la ventilazione meccanica a 10-15 respiri al minuto. Impostare l'ossigeno a 2-4 L/min, l'isoflurano all'1% e al 4%, secondo necessità per mantenere un piano di anestesia profondo.
- Posizionare gli elettrocateteri ECG sull'arto dell'animale per monitorare il ritmo cardiaco. Valutare l'animale per la profondità dell'anestesia. Considera l'animale profondamente anestetizzato quando il riflesso dell'occhio o della mandibola è assente.
- Pulisci la zona del torace e del collo con uno scrub allo iodio povidone e poi copri l'animale con degli asciugamani.
- Accedere all'arteria femorale tramite taglio chirurgico ed esporre l'arteria e la vena femorale. Praticare un'incisione longitudinale di 1-2 mm con una lama n. 11 nell'arteria femorale e incannulare l'arteria utilizzando una guaina introduttrice da 11 Fr nel lume del vaso.
- Dopo aver ottenuto l'accesso, far avanzare il catetere per eseguire l'angiografia coronarica per valutare la pervietà anatomica dell'innesto LIMA-LAD.
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Risultati
Dopo la rivascolarizzazione, viene eseguita un'angiografia coronarica per valutare la stenosi LAD (superiore all'80%) e la pervietà dell'innesto LIMA-LAD (Figura 1). Quattro settimane dopo l'intervento chirurgico di rivascolarizzazione e il posizionamento del cerotto di collagene carico di esosomi, viene eseguita la risonanza magnetica cardiaca per valutare la funzione sistolica e diastolica del cuore a riposo e sotto sforzo utilizzando un'infusione di dobutamina a basso dosaggio a 5 μg/kg/m...
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Discussione
Questo studio presenta il primo modello suino di miocardio cronicamente ischemico, in cui è stato dimostrato che il trattamento con un cerotto di collagene carico di esosomi derivato da MSC durante la rivascolarizzazione chirurgica recupera la funzione diastolica e sistolica dopo la stimolazione inotropa, potenzialmente mirando al recupero mitocondriale. In precedenza, è stato dimostrato che in un modello animale di HIB di grandi dimensioni la funzione diastolica e sistolica, misurata mediante risonanza magnetica cardiac...
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Dichiarazioni
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Ringraziamenti
Questo lavoro è stato sostenuto dal VA Merit Review #I01 BX000760 (RFK) degli Stati Uniti (U.S.) Dipartimento degli Affari dei Veterani BLR&D e Dipartimento degli Stati Uniti degli Affari dei Veterani #I01 BX004146 di sovvenzione (TAB). Riconosciamo inoltre con gratitudine il sostegno dell'Università del Minnesota Lillehei Heart Institute. Il contenuto di questo lavoro non rappresenta il punto di vista del Dipartimento degli Affari dei Veterani degli Stati Uniti del Governo degli Stati Uniti.
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| 5 Ethibond | Ethicon | MG46G | Suture |
| # 40 lama clipper | Oster | 078919-016-701 | Rimuovere i peli dai siti chirurgici |
| 0 Vicryl | Ethicon | J208H | Sutura |
| Siringa da 1 ml | Medtronic/Covidien | 1188100777 | Somministrare agenti iniettabili |
| Nastro medico da 1" | Medline | MMM15271Z | Ferita sicura medicazione e cateteri IV |
| 1000mL 0,9% Cloruro di sodio | Baxter | 2B1324X | Liquido di ricambio IV |
| 12 mL Siringa | Medtronic/Covidien | 8881512878 | Somministrare agenti iniettabili |
| aghi da 18 ga | BD | 305185 | Somministrazione di agenti iniettabili |
| aghi da 20 ga | BD | 305175 | Somministrazione di agenti iniettabili |
| 20 mL Siringa | Medtronic/Covidien | 8881520657 | Somministrare agenti iniettabili |
| 2-0 Vicryl | Ethicon | J317H | Sutura |
| 250 mL 0,9% soluzione salina | Baxter | UE1322D | Liquido IV di ricambio |
| 3 mL Syinge | Medtronic/Covidien | 1180300555 | Somministrare agenti iniettabili |
| 3-0 Vicryl | Ethicon | VCP824G | Sutura |
| 36" Tubo di monitoraggio della pressione | Smith' s Medical | MX563 | Connect art. Linea al trasduttore |
| endotracheale con diametro interno di 4,0 mm | Medline | DYND43040 | Stabilire le vie aeree per l'ibernazione |
| 4-0 Filamenti Tevdek II Sutura | Deknatel | 7-922 | per fissare il costrittore attorno a LAD |
| 48" Tubo di monitoraggio della pressione | Smith' s Medical | MX564 | Connect art. Linea al trasduttore |
| 500mL 0,9% Cloruro di sodio | Baxter | 2B1323Q | Somministrazione di farmaci, Fornire nebbia per il soffiatore |
| Mister 6 mL Siringa | Medtronic/Covidien Medtronic/Covidien | 1180600777 | Somministrare agenti iniettabili |
| 6,0 mm ID tubo endotracheale | Mallinckrodt | 86049 | Stabilire le vie aeree per Revasc, risonanza magnetica e terminazione |
| 6,5 mm ID tubo endotracheale | Medline | DYND43065 | Stabilire le vie aeree per Revasc, risonanza magnetica e terminazione |
| Linea di tubi a pressione da 6 pollici | Smith' s Medical | MX560 | Siringa da |
| 60 ml | Medtronic/Covidien | 8881560125 | Somministrare agenti iniettabili |
| Tubo endotracheale con ID di 7,0 mm | Medline | DYND43070 | Stabilire le vie aeree per Revasc, risonanza magnetica e terminazione |
| 7-0 Prolene | Ethicon | M8702 | Sutura |
| avanzata DMEM (1X) | ThermoFisher Scientific | 12491023 | |
| Tamponi per la preparazione dell'alcol | MedSource | MS-17402 | Disinfettante per la pelle |
| Unità di filtro centrifugo Amicon Ultra-15 | Millipore Sigma | UFC910024 | |
| Macchina per anestesia | Dräger | Fabious Trio | mantiene l'anestesia generale |
| Macchina per anestesia + ventilatore | DRE Dräger- Fabius Tiro | DRE0603FT | Fornire ossigeno e inalante al paziente |
| Monitor per anestesia | Phillips Intellivue | MP70 | Multiparametro per la sicurezza del paziente |
| Kit linea arteriosa | Arrow | ASK-04510-HF | Catetere femorale per il monitoraggio della pressione sanguigna |
| Lacrime artificiali | Rugby | 0536-1086-91 | Lubrificare gli occhi per prevenire l'essiccazione corneale |
| Bair Hugger | 3M | Modello 505 | Sistema di riscaldamento del paziente |
| Confezione base | Medline | DYNJP1000 | Teli sterili e copritavolo |
| Provette per la raccolta del sangue - piano verde | Fisher Scientific | 02-689-7 | Raccogli campioni di sangue a microsfere |
| Soffiatore Kit Mister | Medtronic/Covidien | 22120 | Libera il campo chirurgico per l'anastomosi dei vasi |
| BODIPY TR Ceramide | ThermoFisher Scientific | D7540 | |
| Ago per midollo osseo - Ago IO da 25 mm 15 ga | Vidacare | 9001- VC-005 | Raccogli midollo osseo |
| Cera per ossa | Medline | ETHW31G | Emostasi dell'osso tagliato |
| Bovie Cautery manipolo | Covidien | E2516 | Emostasi |
| Bupivicaina | Pfizer | 00409-1161-01 | Anestetico locale |
| Buprenorfina 0,3 mg/mL | Sigma Aldrich | B9275 | Analgesico preoperatorio per procedure surviviali |
| Cell Raschietti | Corning | 353085 | |
| Cephazolin 1 gr | Pfizer | 00409-0805-01 | Antibiotico |
| Tubo toracico | Covidien | 8888561043 | Evacua l'aria dalla cavità toracica |
| Cloroprep | Becton Dickenson | 260815 | Preparazione chirurgica della pelle |
| Tubo CPT | BD | 362753 | Isolamento MSC dal midollo osseo |
| Delrin Constrictor | U di MN | Su misura | Crea stenosi di LAD |
| Dermabond | Ethicon | DNX12 | Adesivo per la pelle |
| DMEM (1X) Dulbecco's Modified Eagle Medium, HEPES | ThermoFisher Scientific 12430062 | ||
| Dobutamina 12,5 mg/mL | Pfizer | 00409-2344-01 | Aumenta la pressione sanguigna e la frequenza cardiaca durante la seconda microsfera di raccolta del sangue |
| Elettrodi ECG | DRE | 1496 | Monitoraggio del ritmo cardiaco |
| FBS depleso di esosomi | ThermoFisher Scientific | A2720801 | |
| Falcon Pipette sierologiche monouso in polistirene, sterili, 10mL | Fisher Scientific | 13-675-20 | |
| Introduttore femorale e carotideo | Cordis- J& J | 504606P | cannule femorali e carotiche |
| Siero fetale bovino, inattivato a caldo, Gibco FBS | ThermoFisher Scientific | 16140089 | |
| Flo-thru 1.0 | Baxter | FT-12100 | utilizzato per anastomos LIMA a L |
| Flo-thru 1.25 | Baxter | FT-12125 | FT-12125 |
| Flo-thru 1.5 | Baxter | FT-12150 | FT-12150 |
| Flo-thru 2.0 | Baxter | FT-12200 | FT-12200 |
| GlutaMAX Integratore | ThermoFisher Scientific | 35050061 | |
| Tagliacapelli | Oster | 078566-011-002 | Rimuovere i peli dai siti chirurgici |
| Spugna di collagene Helistat | McKesson | 570973 1690ZZ | Spugna per incorporare esosomi |
| Eparina | Pfizer | 0409-2720-03 | |
| barattoli istologici | Fisher Scientific | 316-154 | Formalina per campioni di tessuto |
| Siero fetale bovino caratterizzato da clone HyClone (FBS) | Cytiva | SH30071.03 | |
| Hypafix | BSN Medical | 4210 | Medicazione sicura per ferite e cateteri IV |
| Isoflurano | Sigma Aldrich | CDS019936 | Anestetico generale - Inalante |
| Tubo IV per soffiatore Mister | Carefusion | 42493E | si adatta ai fluidi IV per Blower/Mister |
| Jelco Catetere IV da 18 ga | Smiths medical | 4054 | Accesso IV in Revasc, risonanza magnetica e |
| termine Lidocaina 2% | Pfizer | 00409-4277-01 | Anestetico locale/antiastemico |
| Ligaclip | Ethicon | MSC20 | Graffette chirurgiche per smontaggio LIMA |
| Lama lunga per laringoscopio | DRE | 12521 | Consente la visualizzazione della trachea per l'intubazione |
| Meloxicam 5 mg/mL | Boehringer Ingelheim | 141-219 | Pompa |
| microsfere | Raccolta di campioni di sangue dall'introduttore femorale | ||
| Cauteria monopolare | Covidien | Valleylab™ FT10 | Emostasi |
| Nanosight NS 300 | Malvern Panalytical | MAN0541-03-EN | |
| NTA 3.1.54 software | Malvern Panalytical | MAN0520-01-EN-00 | |
| OPVAC Synergy II | Terumo Cardiovascular System | 401-230 | Posizionatore cardiaco e stabilizzatore |
| Serbatoio di ossigeno E cilindro | vari | variUtilizzato per il soffiatore Mister se la macchina per anestesia non dispone di flussometro ausiliario | |
| PBS, pH 7,2 | ThermoFisher Scientific | 20012050 | |
| Miscela di antibiotici Penicillina-Streptomicina-Neomicina (PSN) | ThermoFisher Scientific | 15640055 | |
| Catetere Pigtail 145 6 French | Boston Scientific | 08641-41 | Misura le pressioni LV |
| Trasduttore di pressione | vari | Deve adattarsi al monitor dell'anestesia | Monitorare la pressione arteriosa diretta |
| Propofol | Diprivan | 269-29 | Agente di induzione |
| Roncuronium | Mylan | 67457-228-05 | Agente bloccante neuromuscolare |
| SR Buprenorfina 10 mg/mL | Abbott Labs | NADA 141-434 | Post operatorio Analgesico |
| Soluzione salina sterile 20 mL | Fisher Scientific | 20T700220 | Flush per cateteri IV |
| Sega sternale / sega per necroscopia | Thermo Fisher | 812822 | Utilizzato per aprire la cavità toracica |
| Rubinetti di arresto | Smith Medical | MX5311L | 2 per il collegamento alla coda di maiale |
| Succinilcolina 20 mg / mL | Pfizer | 00409-6629-02 | Agente bloccante neuromuscolare |
| Tubo di aspirazione | Medline | DYND50223 | |
| Contenitore di aspirazione | Medline | ||
| Pacchetto chirurgico con divaricatore toracico | Vedi | l'elenco dei pacchetti | Taglio femorale e sternotomia mediana |
| Strumenti chirurgici | vari | Vedi elenco dei pacchi | Tagli femorali e carotidei e sternotomia |
| Clip a molla chirurgica | Applied Medical | A1801 | Clamp end di LIMA dopo lo smontaggio |
| Pompa a siringa | Harvard | Deliver IV Infusione di dobutamina | |
| SYTO RNAS Elect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Soluzione in DMSO | Millipore Sigma | S32703 | |
| Telazol 100 mg/mL | Fort Dodge | 01L60030 | Sedativo preoperatorio |
| Telpha pad | Covidien | 2132 | Medicazione sterile per ferite |
| Timer | Tempo di raccolta dei campioni di sangue | ||
| Reagente di isolamento dell'esosoma totale ( da terreni di coltura cellulare) | ThermoFisher Scientific | 4478359 | |
| TPP Flask per colture tissutali, T75, tappo filtrante con PTFE 0,22uM | ThermoFisher Scientific | TP90076 | |
| unguento antibiotico triplo | Johnson & Johnson | 23734 | Rete Vicryl topica su ferita |
| Ethicon | VKML | Cerotto per applicazione su cellule epicardiche | |
| Vortex | Mix microsfere | ||
| Xilazina 100 mg/mL | Vedco | 468RX | Pre operatorio Sedativo/analgesico |
Riferimenti
- Dai, H., et al. Global, regional, and burden of ischaemic heart disease and its attributable risk factors, 1990-2017: results from the Global Burden of Disease Study 2017. European heart journal. Quality of care & clinical outcomes. 8 (1), 50-60 (2022).
- Tsao, C. W., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2022 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 145 (8), e153-e639 (2022).
- Rahimtoola, S. H. The hibernating myocardium. American Heart Journal. 117 (1), 211-221 (1989).
- Canty, J. M. Jr, Fallavollita, J. A. Hibernating myocardium. Journal of Nuclear Cardiology. 12 (1), 104-119 (2005).
- Page, B. J., et al. Revascularization of chronic hibernating myocardium stimulates myocyte proliferation and partially reverses chronic adaptations to ischemia. Journal of the American College of Cardiology. 65 (7), 684-697 (2015).
- Aggarwal, R., et al. Persistent diastolic dysfunction in chronically ischemic hearts following coronary artery bypass graft. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 165 (6), e269-e279 (2023).
- Olsen, F. J., et al. Prognostic Value and Interplay Between Myocardial Tissue Velocities in Patients Undergoing Coronary Artery Bypass Grafting. The American Journal of Cardiology. 144, 37-45 (2021).
- Virani, S. S. Heart Disease and Stroke Statistics-2021 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 143 (8), e254-e743 (2021).
- Hocum Stone, L., et al. Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery. Journal of Visualized Experiments:JoVE. (133), e57229(2018).
- White, F. C., Carroll, S. M., Magnet, A., Bloor, C. M. Coronary collateral development in swine after coronary artery occlusion. Circulation Research. 71 (6), 1490-1500 (1992).
- Righetti, A., et al. Interventricular septal motion and left ventricular function after coronary bypass surgery: evaluation with echocardiography and radionuclide angiography. The American Journal of Cardiology. 39 (3), 372-377 (1977).
- Hocum Stone, L. L., et al. Recovery of hibernating myocardium using stem cell patch with coronary bypass surgery. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (1), e3-e16 (2021).
- Puigserver, P., Spiegelman, B. M. Peroxisome proliferator-activated receptor-gamma coactivator 1 alpha (PGC-1 alpha): transcriptional coactivator and metabolic regulator. Endocrine Reviews. 24 (1), 78-90 (2003).
- Henning, R. J. Cardiovascular Exosomes and MicroRNAs in Cardiovascular Physiology and Pathophysiology. Journal of Cardiovascular Translational Research. 14 (2), 195-212 (2021).
- Chen, Y., Liu, Y., Dorn, G. W. 2nd. Mitochondrial fusion is essential for organelle function and cardiac homeostasis. Circulation Research. 109 (12), 1327-1331 (2011).
- Pittenger, M. F., Martin, B. J. Mesenchymal stem cells and their potential as cardiac therapeutics. Circulation Research. 95 (1), 9-20 (2004).
- Campos-Silva, C., et al. High sensitivity detection of extracellular vesicles immune-captured from urine by conventional flow cytometry. Scientific Reports. 9 (1), 2042(2019).
- Hocum Stone, L. L., et al. Magnetic resonance imaging assessment of cardiac function in a swine model of hibernating myocardium 3 months following bypass surgery. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 153 (3), 582-590 (2017).
- Stone, L. L. H., et al. Mitochondrial Respiratory Capacity is Restored in Hibernating Cardiomyocytes Following Co-Culture with Mesenchymal Stem Cells. Cell Medicine. 11, 2155179019834938(2019).
- Lamy, A., et al. Skeletonized vs Pedicled Internal Mammary Artery Graft Harvesting in Coronary Artery Bypass Surgery: A Post Hoc Analysis From the COMPASS Trial. JAMA Cardiology. 6 (9), 1042-1049 (2021).
- Shim, J. K., Choi, Y. S., Yoo, K. J., Kwak, Y. L. Carbon dioxide embolism induced right coronary artery ischaemia during off-pump obtuse marginalis artery grafting. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 36 (3), 598-599 (2009).
- Aklog, L. Future technology for off-pump coronary artery bypass (OPCAB). Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 15 (1), 92-102 (2003).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112 (9 Suppl), I150-I156 (2005).
- Gallet, R., et al. Exosomes secreted by cardiosphere-derived cells reduce scarring, attenuate adverse remodelling, and improve function in acute and chronic porcine myocardial infarction. European Heart Journal. 38 (3), 201-211 (2017).
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Ristampe e permessi
