Summary

Isolering, kultur og adipogen induktion af stromale vaskulære fraktionsafledte præadipocytter fra museperiatortisk fedtvæv

Published: July 21, 2023
doi:

Summary

Her beskriver vi isolering, kultur og adipogen induktion af stromale vaskulære fraktionsafledte preadipocytter fra museperiaortisk fedtvæv, hvilket muliggør undersøgelse af perivaskulær fedtvævsfunktion og dets forhold til vaskulære celler.

Abstract

Perivaskulært fedtvæv (PVAT) er et fedtvævsdepot, der omgiver blodkar og udviser fænotyperne af hvide, beige og brune adipocytter. Nylige opdagelser har kastet lys over PVAT’s centrale rolle i reguleringen af vaskulær homeostase og deltagelse i patogenesen af hjerte-kar-sygdomme. En omfattende forståelse af PVAT’s egenskaber og regulering er af stor betydning for udviklingen af fremtidige behandlinger. Primære kulturer af periaorta-adipocytter er værdifulde til at studere PVAT-funktion og krydstale mellem periaorta-adipocytter og vaskulære celler. Dette papir præsenterer en økonomisk og gennemførlig protokol til isolering, dyrkning og adipogen induktion af stromale vaskulære fraktionafledte preadipocytter fra museperiaortafedtvæv, hvilket kan være nyttigt til modellering af adipogenese eller lipogenese in vitro. Protokollen skitserer vævsbehandling og celledifferentiering til dyrkning af periaorta-adipocytter fra unge mus. Denne protokol vil udgøre den teknologiske hjørnesten på bænksiden til undersøgelse af PVAT-funktionen.

Introduction

Perivaskulært fedtvæv (PVAT), en perivaskulær struktur sammensat af en blanding af modne adipocytter og en stromal vaskulær fraktion (SVF), menes at interagere med den tilstødende karvæg via dens sekretom parakrinalt1. Som en kritisk regulator af vaskulær homeostase er PVAT-dysfunktion impliceret i patogenesen af hjerte-kar-sygdomme 2,3,4. SVF for adipocytvæv består af flere forventede cellepopulationer, herunder endotelceller, immunceller, mesothelceller, neuronale celler og fedtstamceller og stamceller (ASPC’er)5,6. Det er velkendt, at ASPC’er, der er bosiddende i fedtvævets SVF, kan give anledning til modne adipocytter5. SVF antages at være en kritisk kilde til modne adipocytter i PVAT. Flere undersøgelser har vist, at PVAT-SVF kan differentiere sig til modne adipocytter under specifikke induktionsbetingelser 6,7,8.

I øjeblikket er der to isolationssystemer til isolering af SVF fra fedtvæv, den ene er enzymatisk fordøjelse og den anden er ikke-enzymatisk9. Enzymatiske metoder resulterer typisk i et højere udbytte af nukleerede stamceller10. Til dato er fordelene ved SVF til fremme af vaskulær regenerering og neovaskularisering i sårheling, urogenitale og hjerte-kar-sygdomme blevet bredt demonstreret11, især inden for dermatologi og plastikkirurgi12,13. Imidlertid er de kliniske anvendelsesmuligheder for PVAT-afledt SVF ikke blevet undersøgt godt, hvilket kan tilskrives manglen på en standardiseret metode til isolering af SVF fra PVAT. Formålet med denne protokol er at etablere en standardiseret tilgang til isolering, dyrkning og adipogen induktion af SVF-afledte preadipocytter fra muse-PVAT, der omgiver thorax aorta, hvilket muliggør yderligere undersøgelse af PVAT-funktionen. Denne protokol optimerer vævsbehandling og celledifferentieringsteknikker til dyrkning af periaorta-adipocytter opnået fra unge mus.

Protocol

Dyreprotokollerne blev godkendt af Institutional Animal Care and Use Committee på Shanghai Chest Hospital tilknyttet Shanghai Jiao Tong University School of Medicine (godkendelsesnummer: KS23010) og var i overensstemmelse med relevante etiske regler. C57BL/6-han- og hunmus i alderen 4-8 uger er at foretrække til dette forsøg. 1. Forberedelse af kirurgiske værktøjer, buffere og kulturmedier Autoklave kirurgiske værktøjer (f.eks. kirurgisk saks og standard tang)…

Representative Results

Ved hjælp af denne protokol beskrevet ovenfor isolerede vi omhyggeligt PVAT’er omkring thoraxaortas hos mus (figur 1A-D). Efter vask og hakning af PVAT’erne i små stykker med en steril saks (figur 1E, F) blev vævsfragmenter fordøjet i en fordøjelsesopløsning indeholdende type 1-collagenase (1 mg/ml) og dispase II (4 mg/ml) og inkuberet ved 37 °C på en ryster i 30-45 minutter (figur 1…

Discussion

Vi foreslår en praktisk og gennemførlig tilgang til isolering og adipogen induktion af SVF-afledte preadipocytter fra museperiaortafedtvæv. Fordelene ved denne protokol er, at den er enkel og økonomisk. Et tilstrækkeligt antal mus er afgørende for en vellykket isolering, da utilstrækkeligt væv kan resultere i lav SVF-tæthed og dårlig væksttilstand, hvilket i sidste ende påvirker lipogen effektivitet. Derudover er musenes alder en vigtig faktor at overveje, da SVF’s adipogene potentiale falder med alderen. Hur…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbejde blev støttet af National Natural Science Foundation of China (82130012 og 81830010) og Nurture-projekterne for grundforskning på Shanghai Chest Hospital (bevillingsnummer: 2022YNJCQ03).

Materials

0.2 μm syringe filters PALL 4612
12-well plate  Labselect 11210
15 mL centrifuge tube Labserv 310109003
3,3',5-triiodo-L-thyronine (T3) Sigma-Aldrich T-2877 1 nM
50 mL centrifuge tube Labselect CT-002-50A
anti-adiponectin Abcam ab22554 1:1,000 working concentration
anti-COX IV CST 4850 1:1,000 working concentration
anti-FABP4 CST 2120 1:1,000 working concentration
anti-PGC1α Abcam ab191838 1:1,000 working concentration
anti-PPARγ Invitrogen MA5-14889 1:1,000 working concentration
anti-UCP1 Abcam ab10983 1:1,000 working concentration
anti-α-Actinin CST 6487 1:1,000 working concentration
BSA Beyotime ST023-200g 1%
C57BL/6 mice aged 4-8 weeks of both sexes Shanghai Model Organisms Center, Inc.
Cell Strainer 70 µm, nylon Falcon 352350
Collagen from calf skin Sigma-Aldrich C8919
Collagenase, Type 1 Worthington LS004196 1 mg/mL
Dexamethasone Sigma-Aldrich D1756 1 μM
Dispase II Sigma-Aldrich D4693-1G 4 mg/mL
Fetal bovine serum  Gibco 16000-044 10%
HEPES Sigma-Aldrich H4034-25G 20 mM
High glucose DMEM Hyclone SH30022.01
IBMX  Sigma-Aldrich I7018 0.5 mM
Incubator with orbital shaker Shanghai longyue Instrument Eruipment Co.,Ltd. LYZ-103B
Insulin (cattle)  Sigma-Aldrich 11070-73-8 1 μM
Isoflurane RWD R510-22-10
Krebs-Ringer's Solution Pricella  PB180347 protect from light 
Microsurgical forceps Beyotime FS233
Microsurgical scissor Beyotime FS217
Oil Red O  Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd A600395-0050
PBS (Phosphate-buffered saline) Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd B548117-0500
Penicillin-Streptomycin Gibco 15140122
Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG (H+L) Jackson ImmunoResearch  115-035-146 1:5,000 working concentration
Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) Jackson ImmunoResearch  111-035-144 1:5,000 working concentration
Rosiglitazone Sigma-Aldrich R2408 1 μM
Standard forceps Beyotime FS225
Surgical scissor Beyotime FS001

Riferimenti

  1. Akoumianakis, I., Antoniades, C. The interplay between adipose tissue and the cardiovascular system: is fat always bad. Cardiovascular Research. 113 (9), 999-1008 (2017).
  2. Huang, C. L., et al. Thoracic perivascular adipose tissue inhibits VSMC apoptosis and aortic aneurysm formation in mice via the secretome of browning adipocytes. Acta Pharmacologica Sinica. 44 (2), 345-355 (2023).
  3. Xia, N., Li, H. The role of perivascular adipose tissue in obesity-induced vascular dysfunction. British Journal of Pharmacology. 174 (20), 3425-3442 (2017).
  4. Brown, N. K., et al. Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (8), 1621-1630 (2014).
  5. Ferrero, R., Rainer, P., Deplancke, B. Toward a consensus view of mammalian adipocyte stem and progenitor cell heterogeneity. Trends in Cell Biology. 30 (12), 937-950 (2020).
  6. Angueira, A. R., et al. Defining the lineage of thermogenic perivascular adipose tissue. Nature Metabolism. 3 (4), 469-484 (2021).
  7. Boucher, J. M., et al. Rab27a regulates human perivascular adipose progenitor cell differentiation. Cardiovascular Drugs and Therapy. 32 (5), 519-530 (2018).
  8. Saxton, S. N., Withers, S. B., Heagerty, A. M. Emerging roles of sympathetic nerves and inflammation in perivascular adipose tissue. Cardiovascular Drugs and Therapy. 33 (2), 245-259 (2019).
  9. Ferroni, L., De Francesco, F., Pinton, P., Gardin, C., Zavan, B. Methods to isolate adipose tissue-derived stem cells. Methods in Cell Biology. 171, 215-228 (2022).
  10. Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 88 (2019).
  11. Andia, I., Maffulli, N., Burgos-Alonso, N. Stromal vascular fraction technologies and clinical applications. Expert Opinion on Biological Therapy. 19 (12), 1289-1305 (2019).
  12. Suh, A., et al. Adipose-derived cellular and cell-derived regenerative therapies in dermatology and aesthetic rejuvenation. Ageing Research Reviews. 54, 100933 (2019).
  13. Bellei, B., Migliano, E., Picardo, M. Therapeutic potential of adipose tissue-derivatives in modern dermatology. Experimental Dermatology. 31 (12), 1837-1852 (2022).
  14. Kraus, N. A., et al. Quantitative assessment of adipocyte differentiation in cell culture. Adipocyte. 5 (4), 351-358 (2016).
  15. Figueroa, A. M., Stolzenbach, F., Tapia, P., Cortés, V. Differentiation and imaging of brown adipocytes from the stromal vascular fraction of interscapular adipose tissue from newborn mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (192), (2023).
  16. Ma, Y., et al. Methotrexate improves perivascular adipose tissue/endothelial dysfunction via activation of AMPK/eNOS pathway. Molecular Medicine Reports. 15 (4), 2353-2359 (2017).
  17. Li, X., Ballantyne, L. L., Yu, Y., Funk, C. D. Perivascular adipose tissue-derived extracellular vesicle miR-221-3p mediates vascular remodeling. FASEB Journal. 33 (11), 12704-12722 (2019).
  18. Ruan, C. C., et al. Perivascular adipose tissue-derived complement 3 is required for adventitial fibroblast functions and adventitial remodeling in deoxycorticosterone acetate-salt hypertensive rats. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 30 (12), 2568-2574 (2010).
  19. Adachi, Y., et al. Beiging of perivascular adipose tissue regulates its inflammation and vascular remodeling. Nature Communications. 13 (1), 5117 (2022).
  20. Ye, M., et al. Developmental and functional characteristics of the thoracic aorta perivascular adipocyte. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (4), 777-789 (2019).
  21. Stanek, A., Brożyna-Tkaczyk, K., Myśliński, W. The role of obesity-induced perivascular adipose tissue (PVAT) dysfunction in vascular homeostasis. Nutrients. 13 (11), 3843 (2021).
  22. Queiroz, M., Sena, C. M. Perivascular adipose tissue in age-related vascular disease. Ageing Research Reviews. 59, 101040 (2020).
  23. Fitzgibbons, T. P., et al. Similarity of mouse perivascular and brown adipose tissues and their resistance to diet-induced inflammation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301 (4), H1425-H1437 (2011).
  24. Chang, L., et al. Loss of perivascular adipose tissue on peroxisome proliferator-activated receptor-γ deletion in smooth muscle cells impairs intravascular thermoregulation and enhances atherosclerosis. Circulation. 126 (9), 1067-1078 (2012).
  25. Piacentini, L., et al. Genome-wide expression profiling unveils autoimmune response signatures in the perivascular adipose tissue of abdominal aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (2), 237-249 (2019).
  26. Wang, Z., et al. RNA sequencing reveals perivascular adipose tissue plasticity in response to angiotensin II. Pharmacological Research. 178, 106183 (2022).
  27. Shi, K., et al. Ascending aortic perivascular adipose tissue inflammation associates with aortic valve disease. Journal of Cardiology. 80 (3), 240-248 (2022).
  28. Fu, M., et al. Neural crest cells differentiate into brown adipocytes and contribute to periaortic arch adipose tissue formation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (8), 1629-1644 (2019).
  29. Gil-Ortega, M., Somoza, B., Huang, Y., Gollasch, M., Fernández-Alfonso, M. S. Regional differences in perivascular adipose tissue impacting vascular homeostasis. Trends in Endocrinology & Metabolism. 26 (7), 367-375 (2015).
  30. Bar, A., et al. In vivo magnetic resonance imaging-based detection of heterogeneous endothelial response in thoracic and abdominal aorta to short-term high-fat diet ascribed to differences in perivascular adipose tissue in mice. Journal of the American Heart Association. 9 (21), e016929 (2020).

Play Video

Citazione di questo articolo
Liang, M., Huang, Y., Jiang, Y., Hu, Y., Cai, Z., He, B. Isolation, Culture, and Adipogenic Induction of Stromal Vascular Fraction-derived Preadipocytes from Mouse Periaortic Adipose Tissue. J. Vis. Exp. (197), e65703, doi:10.3791/65703 (2023).

View Video