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Articolo metodologico

In Vivo Imaging del calcio dei neuroni sensoriali nel ganglio trigeminale del ratto

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DOI:

10.3791/65978

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9 febbraio 2024

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In questo articolo

Sommario

Gli indicatori di calcio geneticamente codificati (GECI) consentono una solida analisi a livello di popolazione della segnalazione sensoriale dei neuroni. Qui, abbiamo sviluppato un nuovo approccio che consente la visualizzazione GECI in vivo dell'attività dei neuroni dei gangli trigeminali del ratto.

Abstract

Gli indicatori di calcio geneticamente codificati (GECI) consentono alle tecniche di imaging di monitorare i cambiamenti nel calcio intracellulare nelle popolazioni cellulari bersaglio. Il loro elevato rapporto segnale/rumore rende i GECI un potente strumento per rilevare l'attività evocata dallo stimolo nei neuroni sensoriali. I GECI facilitano l'analisi a livello di popolazione della codifica dello stimolo con il numero di neuroni che possono essere studiati contemporaneamente. Questa codifica di popolazione viene eseguita in modo più appropriato in vivo. I gangli delle radici dorsali (DRG), che ospitano il soma dei neuroni sensoriali che innervano le strutture somatiche e viscerali sotto il collo, sono utilizzati più ampiamente per l'imaging in vivo perché queste strutture sono accessibili in modo relativamente semplice. Più recentemente, questa tecnica è stata utilizzata nei topi per studiare i neuroni sensoriali nel ganglio trigemino (TG) che innervano le strutture orali e craniofacciali. Ci sono molte ragioni per studiare la TG oltre alla DRG, inclusa la lunga lista di sindromi dolorose specifiche per le strutture orali e craniofacciali che sembrano riflettere cambiamenti nell'attività dei neuroni sensoriali, come la nevralgia del trigemino. I topi sono utilizzati più ampiamente nello studio dei neuroni DRG e TG a causa della disponibilità di strumenti genetici. Tuttavia, con le differenze nelle dimensioni, nella facilità di manipolazione e nelle differenze di specie potenzialmente importanti, ci sono ragioni per studiare i neuroni TG dei ratti piuttosto che quelli dei topi. Pertanto, abbiamo sviluppato un approccio per l'imaging dei neuroni TG di ratto in vivo. Abbiamo iniettato cuccioli neonatali (p2) per via intraperitoneale con un AAV codificante GCaMP6s, con conseguente infezione del >90% di entrambi i neuroni TG e DRG. La TG è stata visualizzata nell'adulto dopo craniotomia e decorticazione e i cambiamenti nella fluorescenza di GCaMP6s sono stati monitorati nei neuroni TG dopo la stimolazione delle regioni mandibolari e mascellari del viso. Abbiamo confermato che gli aumenti di fluorescenza sono stati stimolati con il blocco del nervo periferico. Sebbene questo approccio abbia molti usi potenziali, lo stiamo usando per caratterizzare le sottopopolazioni di neuroni TG modificati a seguito di lesioni dei nervi periferici.

Introduzione

La somatosensazione, la codifica neurale di stimoli meccanici, termici e chimici che colpiscono la pelle o altre strutture corporee, inclusi muscoli, ossa e visceri, inizia con l'attività nei neuroni afferenti primari che innervano queste strutture1. Gli approcci elettrofisiologici basati su singole unità hanno fornito una grande quantità di informazioni sui sottotipi afferenti coinvolti in questo processo e su come le loro proprietà stimolo-risposta possono cambiare nel tempo 1,2,3. Tuttavia, mentre rimangono forti prove a sostegno della teoria della ....

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Protocollo

Tutti gli esperimenti che prevedono l'uso di animali nella ricerca sono stati eseguiti in conformità con gli standard stabiliti dal National Institutes of Health e dall'International Association for the Study of Pain e sono stati approvati dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali dell'Università di Pittsburgh (protocollo #22051100). Alla fine di ogni esperimento, i ratti sono stati sottoposti a eutanasia tramite eutanasia con perfusione cardiaca di soluzione salina tamponata con fosfato ghiacciato (PBS), un approccio approvato dall'American Veterinary Medical Association e dall'Università di Pittsburgh IACUC.

1. In....

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Risultati

Poiché in precedenza abbiamo avuto successo con il sierotipo AAV9 per l'infezione dei neuroni sensoriali di ratto15, abbiamo usato questo sierotipo per l'espressione di GCaMP6 nei neuroni TG di ratto. Abbiamo quindi cercato di valutare l'efficienza dell'infezione da neuroni sensoriali di AAV9-CAG-GCaMP6s-WPRE-SV40 (AAV9-GCaMP) quando questo virus è stato somministrato a cuccioli di rattoneonatale 20. Questo virus utilizza il promotore CAG, che guida e mantiene alti livelli .......

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Discussione

Qui, dimostriamo un modo rapido e non invasivo di generare un ratto GECI per l'imaging del TG. Abbiamo scelto un promotore CAG per guidare e mantenere alti livelli di espressione genica. Mentre studi precedenti suggeriscono che altri sierotipi AAV possono guidare in modo efficiente l'espressione genica nei neuroni DRG39, i nostri risultati sono coerenti con un recente studio che coinvolge l'iniezione intraperitoneale di AAV nei neonati32, indicando che il sierotipo AAV9 è a.......

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Dichiarazioni

Il Dr. Gold stava ricevendo sovvenzioni da Grunenthal durante lo sviluppo di questa preparazione. Non c'è stata alcuna sovrapposizione tra il focus dello studio di Grunenthal e la preparazione descritta in questo manoscritto. Nessuno degli altri autori ha altri potenziali conflitti di interesse da rivelare.

Ringraziamenti

Vorremmo ringraziare i dottori Kathy Albers e Brian Davis per l'uso del loro microscopio Leica e del programma Metamorph, Charles Warwick per aver contribuito a costruire il nostro dispositivo termico Peltier e il dottor Raymond Sekula per aver contribuito alla risoluzione dei problemi della preparazione chirurgica. Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni del National Institutes of Health: F31NS125993 (JYG), T32NS073548 (JYG) e R01NS122784 (MSG e RS).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
AAV9-CAG-WPRE-GCaMP6s-SV40 Addgene100844-AAV9AAV9-GCaMP6s virus
ACEpromazina maleatoCovetrus11695-0095-510 mg/mL
AnaSed (xilazina) iniezioneAKORN Salute animale23076-35-920 mg/mL
CTR5500 Scatola elettronicaLeica11 888 820Alimentatore
Cutwell fresa punta da trapanoRiscatto & Randolph¼ rotondo
DM 6000 FSLeica11 888 928Base Stand
EL6000LeicaEL6000Sorgente luminosa con lampadina al mercurio da 120 W
PinzeFST11252-00Dumont No. 05
Friedman rongeursFST16000-142,5 mm tazza
Friedman-Pearson rongeursFST16021-141 mm dimensione della tazza
Termoforo (tampone per terapia della temperatura)STRYKER8002-062-022
Ketamina cloridratoCovetrus1695-0703-1100 mg/mL
Plan Fluor 20x/0,40LeicaMRH0010520x obiettivo, 0,4 NA10,8 mm WD
Power handle penna cauterica per alte temperatureBovieHIT1penna cauterica portatile Change-A-Tip
Prime 95BFotometriaPrime 95BCMOS Camera
SalineFisher ScientificNC02917990,9% Sterile Soluzione salina
Lama per bisturiFisher Scientific22-079-701Lama monouso misura 15
SpatolaBRI48-1460Spatola per il cervello
Forbici a mollaFST91500-09Student Vannas, tagliente da 5 mm
Forbici a mollaFST15012-12Noyes, tagliente da 14 mm
STP6000 Smart touch panelLeica11 501 255da pannello di controllo
Hamilton8020125 μ L Modello 1702 Luer Tip siringa
ScaldabagnoAdroitHTP-1500
Siringa

Riferimenti

  1. Gold, M. S., Gebhart, G. F. Nociceptor sensitization in pain pathogenesis. Nat Med. 16 (11), 1248-1257 (2010).
  2. Gold, M. S., Caterina, M. J. The Senses: A Comprehensive Reference. , Academic Press. (2008).
  3. Lawson, S. N., Fang, X., Djouhri, L.

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Ristampe e permessi

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