JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biochimica

Arterioveneuze metabolomics om in vivo metabolietuitwisseling in bruin vetweefsel te meten

Published: October 06, 2023
doi:
10.3791/66012
, , , , , , ,
1Department of Biological Sciences,Sungkyunkwan University (SKKU), 2Department of Biochemistry, College of Natural Sciences,Chungnam National University, 3Department of Biotechnology, College of Life Sciences and Biotechnology,Korea University

Summary

In dit protocol worden methoden geschetst die relevant zijn voor BAT-geoptimaliseerde arterioveneuze metabolomics met behulp van GC-MS in een muismodel. Deze methoden maken het mogelijk om waardevolle inzichten te verwerven in de uitwisseling van BBT-gemedieerde metabolieten op organismaal niveau.

Abstract

Bruin vetweefsel (BAT) speelt een cruciale rol bij het reguleren van metabole homeostase door middel van een uniek energieverbruiksproces dat bekend staat als niet-rillende thermogenese. Om dit te bereiken, maakt BAT gebruik van een gevarieerd menu van circulerende voedingsstoffen om de hoge metabolische vraag te ondersteunen. Bovendien scheidt BAT van metabolieten afgeleide bioactieve factoren af die kunnen dienen als metabole brandstoffen of signaalmoleculen, waardoor BAT-gemedieerde communicatie tussen weefsels en/of tussen weefsels wordt vergemakkelijkt. Dit suggereert dat BAT actief deelneemt aan de uitwisseling van systemische metabolieten, een interessant kenmerk dat begint te worden onderzocht. Hier introduceren we een protocol voor in vivo geoptimaliseerde BAT-arterioveneuze metabolomics op muisniveau. Het protocol richt zich op relevante methoden voor thermogene stimulaties en een arterioveneuze bloedafnametechniek met behulp van de ader van Sulzer, die selectief interscapulier BAT-afgeleid veneus bloed en systemisch arterieel bloed afvoert. Vervolgens wordt een op gaschromatografie gebaseerd metabolomics-protocol gedemonstreerd met behulp van die bloedmonsters. Het gebruik van deze techniek zou het inzicht in de uitwisseling van BBT-gereguleerde metabolieten op het niveau tussen organen moeten vergroten door de netto-opname en afgifte van metabolieten door BBT te meten.

Introduction

Bruin vetweefsel (BAT) bezit een unieke eigenschap van energieverbruik die bekend staat als niet-rillende thermogenese (NST), waarbij zowel mitochondriale ontkoppelingsproteïne 1 (UCP1)-afhankelijke als UCP1-onafhankelijke mechanismenbetrokken zijn 1,2,3,4,5. Deze onderscheidende kenmerken impliceren BAT bij de regulatie van het systemische metabolisme en de pathogenese van stofwisselingsziekten, waaronder obesitas, diabetes type 2, hart- en vaatziekten en kankercachexie 6,7,8. Recente retrospectieve studies hebben een omgekeerd verband aangetoond tussen BAT-massa en/of de metabole activiteit ervan met obesitas, hyperglykemie en cardiometabole gezondheid bij mensen 9,10,11.

Onlangs is BBT voorgesteld als een metabolische put die verantwoordelijk is voor het in stand houden van NST, aangezien het aanzienlijke hoeveelheden circulerende voedingsstoffen vereist als thermogene brandstof 6,7. Bovendien kan BAT bioactieve factoren genereren en afgeven, bruine adipokines of BATokines genoemd, die fungeren als endocriene en/of paracriene signalen, wat wijst op zijn actieve betrokkenheid bij metabole homeostase op systeemniveau 12,13,14,15. Daarom zou het begrijpen van het nutriëntenmetabolisme van BBT ons begrip van de pathofysiologische betekenis ervan bij mensen moeten vergroten, naast zijn conventionele rol als thermoregulerend orgaan.

Metabolomische studies waarbij gebruik wordt gemaakt van stabiele isotopentracers, in combinatie met klassieke nutriëntenopnamestudies met niet-metaboliseerbare radiotracers, hebben ons begrip van welke nutriënten bij voorkeur door BBT worden opgenomen en hoe ze worden gebruikt aanzienlijk verbeterd 16,17,18,19,20,21,22,23,24,2526,27. Radioactieve tracerstudies hebben bijvoorbeeld aangetoond dat koud geactiveerde BAT glucose, lipoproteïne-gebonden vetzuren en vertakte aminozuren opneemt 16,17,18,19,20,21,22,23,27. Recente isotopentracering in combinatie met metabolomische studies heeft ons in staat gesteld om het metabole lot en de flux van deze voedingsstoffen in weefsels en gekweekte cellen te meten 24,25,26,28,29,30. Deze analyses richten zich echter voornamelijk op het individuele gebruik van voedingsstoffen, waardoor we beperkte kennis hebben van de rol van BAT op systeemniveau bij de uitwisseling van orgaanmetabolieten. Vragen over de specifieke reeks circulerende nutriënten die door BBT worden geconsumeerd en hun kwantitatieve bijdragen in termen van koolstof en stikstof blijven ongrijpbaar. Bovendien is het onderzoek naar de vraag of BAT metaboliet-afgeleide BATokines (bijv. lipokines) kan genereren en vrijgeven met behulp van voedingsstoffen nog maar net begonnen 12,13,14,15,31,32.

Arterioveneuze bloedanalyse is een klassieke fysiologische benadering die wordt gebruikt om de specifieke opname of afgifte van circulerende moleculen in organen/weefsels te beoordelen. Deze techniek is eerder toegepast op de interscapulaire BAT van ratten om zuurstof en verschillende metabolieten te meten, waardoor BAT de belangrijkste plaats van adaptieve thermogenese is geworden met zijn katabole potentieel 33,34,35,36,37. Onlangs werd een arterioveneuze studie met behulp van interscapulaire BAT bij ratten gekoppeld aan een trans-omics-benadering, wat leidde tot de identificatie van onontdekte BATokines die vrijkomen door thermogeen gestimuleerde BAT38.

Recente ontwikkelingen op het gebied van hooggevoelige gaschromatografie en vloeistofchromatografie-massaspectrometrie (GC-MS en LC-MS) gebaseerde metabolomics hebben de belangstelling voor arterioveneuze studies voor de kwantitatieve analyse van orgaanspecifieke metabolietuitwisseling opnieuw aangewakkerd 39,40,41. Deze technieken, met hun hoge oplossend vermogen en massanauwkeurigheid, maken de uitgebreide analyse van een breed scala aan metabolieten mogelijk met behulp van kleine monsterhoeveelheden.

In overeenstemming met deze vooruitgang heeft een recente studie met succes arterioveneuze metabolomics aangepast voor het bestuderen van BAT op muisniveau, waardoor de kwantitatieve analyse van metabolietuitwisselingsactiviteiten in BBT onder verschillende omstandigheden mogelijk is42. Dit artikel presenteert een BAT-gericht arterioveneuze metabolomics-protocol met behulp van GC-MS in een C57BL/6J-muismodel.

Protocol

Alle experimenten werden uitgevoerd met goedkeuring van de Sungkyunkwan University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). De muizen werden gehuisvest in een door de IACUC goedgekeurde dierenfaciliteit in een cleanroom met een temperatuur van 22 °C en een luchtvochtigheid van 45%, volgens een dagelijkse licht/donkercyclus van 12 uur. Ze werden gehouden in geventileerde rekken en hadden toegang tot een standaard chow-dieet ad libitum (bestaande uit 60% koolhydraten, 16% eiwit en 3% vet). Strooisel en nestmat…

Representative Results

Figuur 1 illustreert het experimentele schema van BAT-geoptimaliseerde AV-metabolomics. Zoals vermeld in de sectie Protocol, ondergaan muizen temperatuuracclimatisatie met behulp van knaagdierincubators om differentieel gestimuleerd bruin vetweefsel te verkrijgen of krijgen ze farmacologische toediening zoals β-adrenerge receptoragonisten. Vervolgens worden muizen verdoofd en worden bloedmonsters verzameld voor metabolomische analyse (Figuur 1A). Voor bloedafna…

Discussion

Een cruciale stap in het begrijpen van het metabolische potentieel van BAT in de energiebalans van het hele lichaam is om te bepalen welke voedingsstoffen het verbruikt, hoe ze metabolisch worden verwerkt en welke metabolieten in de bloedsomloop vrijkomen. Dit protocol introduceert een gespecialiseerde arterioveneuze bemonsteringstechniek die toegang geeft tot het veneuze vaatstelsel van interscapulaire BAT en systemische arteriële vasculatuur in C57BL/6J-muizen, die onlangs is ontwikkeld en gevalideerd door Park et al<…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We danken alle leden van de laboratoria van Choi en Jung voor de methodologische discussie. Wij danken C. Jang en D. Guertin voor hun advies en feedback. We danken M.S. Choi voor het kritisch lezen van het manuscript. Dit werk werd gefinancierd door NRF-2022R1C1C1012034 aan S.M.J.; NRF-2022R1C1C1007023 aan D.W.C; NRF-2022R1A4A3024551 aan S.M.J. en D.W.C. Dit werk werd ondersteund door Chungnam National University voor W.T.K. Figuur 1 en Figuur 2 zijn gemaakt met behulp van BioRender (http://biorender.com/).

Materials

0.5-20 µL Filter Tips Axygen AX.TF-20-R-S
1 mL Syringe with attached needle – 26 G 5/8" BD Biosciences 309597
Agilent 5977B GC/MSD (mass selective detector) Agilent G7077B
Agilent 7693A Autosampler Agilent G4513A
Agilent 8890 GC System Agilent G3542A
Agilent J&W GC column (Capilary column) HP-5MS UI Agilent 19091S-433UI
Agilent MassHunter Workstation software_MS Quantitative analysis(Quant-My-way) Agilent G3335-90240
C57BL/6J mouse DBL C57BL/6JBomTac
CentriVap -50 °C Cold Trap (with Stainless steel Lid) LABCONCO  7811041
DL-Norvaline Sigma-Aldrich N7502-25G
Eppendorf centrifuge 5430R Eppendorf 5428000210
Eppendorf Safe-Lock Tubes 1.5 mL Eppendorf 30120086
Glass insert 250 μL  Agilent 5181-1270
Methanol (LC-MS grade) Sigma-Aldrich Q34966-1L
Methoxyamine hydrochloride Sigma-Aldrich 226904-5G
Microvette 200 Serum, 200 µL, cap red, flat base Sarstedt 20.1290.100
MTBSTFA Sigma-Aldrich 394882-100ML
Pyridine(anhydrous, 99.8%) Sigma-Aldrich 270970-100ML
Refrigerated CentriVap Complete Vaccum Concentrators LABCONCO  7310041
Rodent diet SAFE SAFE R+40-10
Rodent incubator Power scientific RIT33SD
Ultra-Fine Pen Needles – 29 G 1/2" BD Biosciences 328203
Vial Cap 9 mm Agilent 5190-9067
Vial, ambr scrw wrtn 2 mL Agilent 5190-9063
Vial, ambr scrw wrtn 2 mL+A2:C40 Axygen PCR-02-C
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Cannon, B., Nedergaard, J. Brown adipose tissue: function and physiological significance. Physiol Rev. 84 (1), 277-359 (2004).
  2. Ikeda, K., et al. UCP1-independent signaling involving SERCA2b-mediated calcium cycling regulates beige fat thermogenesis and systemic glucose homeostasis. Nat Med. 23 (12), 1454-1465 (2017).
  3. Kazak, L., et al. A creatine-driven substrate cycle enhances energy expenditure and thermogenesis in beige fat. Cell. 163 (3), 643-655 (2015).
  4. Rahbani, J. F., et al. Creatine kinase B controls futile creatine cycling in thermogenic fat. Nature. 590 (7846), 480-485 (2021).
  5. Ukropec, J., Anunciado, R. P., Ravussin, Y., Hulver, M. W., Kozak, L. P. UCP1-independent thermogenesis in white adipose tissue of cold-acclimated Ucp1-/- mice. J Biol Chem. 281 (42), 31894-31908 (2006).
  6. Chen, K. Y., et al. Opportunities and challenges in the therapeutic activation of human energy expenditure and thermogenesis to manage obesity. J Biol Chem. 295 (7), 1926-1942 (2020).
  7. Wolfrum, C., Gerhart-Hines, Z. Fueling the fire of adipose thermogenesis. Science. 375 (6586), 1229-1231 (2022).
  8. Seki, T., et al. Brown-fat-mediated tumour suppression by cold-altered global metabolism. Nature. 608 (7922), 421-428 (2022).
  9. Becher, T., et al. Brown adipose tissue is associated with cardiometabolic health. Nat Med. 27 (1), 58-65 (2021).
  10. Chondronikola, M., et al. Brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis and insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (12), 4089-4099 (2014).
  11. Yoneshiro, T., et al. Recruited brown adipose tissue as an antiobesity agent in humans. J Clin Invest. 123 (8), 3404-3408 (2013).
  12. Villarroya, F., Cereijo, R., Villarroya, J., Giralt, M. Brown adipose tissue as a secretory organ. Nat Rev Endocrinol. 13 (1), 26-35 (2017).
  13. Villarroya, J., et al. New insights into the secretory functions of brown adipose tissue. J Endocrinol. 243 (2), R19-R27 (2019).
  14. Scheele, C., Wolfrum, C. Brown adipose crosstalk in tissue plasticity and human metabolism. Endocr Rev. 41 (1), 53-65 (2020).
  15. Scheja, L., Heeren, J. The endocrine function of adipose tissues in health and cardiometabolic disease. Nat Rev Endocrinol. 15 (9), 507-524 (2019).
  16. Nedergaard, J., Bengtsson, T., Cannon, B. Unexpected evidence for active brown adipose tissue in adult humans. Am J Physiol Endocrinol Metab. 293 (2), E444-E452 (2007).
  17. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. N Engl J Med. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  18. Virtanen, K. A., et al. Functional brown adipose tissue in healthy adults. N Engl J Med. 360 (15), 1518-1525 (2009).
  19. van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. N Engl J Med. 360 (15), 1500-1508 (2009).
  20. Saito, M., et al. High incidence of metabolically active brown adipose tissue in healthy adult humans: effects of cold exposure and adiposity. Diabetes. 58 (7), 1526-1531 (2009).
  21. Labbe, S. M., et al. In vivo measurement of energy substrate contribution to cold-induced brown adipose tissue thermogenesis. FASEB J. 29 (5), 2046-2058 (2015).
  22. Yoneshiro, T., et al. BCAA catabolism in brown fat controls energy homeostasis through SLC25A44. Nature. 572 (7771), 614-619 (2019).
  23. Ouellet, V., et al. Brown adipose tissue oxidative metabolism contributes to energy expenditure during acute cold exposure in humans. J Clin Invest. 122 (2), 545-552 (2012).
  24. Jung, S. M., et al. In vivo isotope tracing reveals the versatility of glucose as a brown adipose tissue substrate. Cell Rep. 36 (4), 109459 (2021).
  25. Wang, Z., et al. Chronic cold exposure enhances glucose oxidation in brown adipose tissue. EMBO Rep. 21 (11), e50085 (2020).
  26. Hui, S., et al. Quantitative fluxomics of circulating metabolites. Cell Metab. 32 (4), 676-688 (2020).
  27. Bartelt, A., et al. Brown adipose tissue activity controls triglyceride clearance. Nat Med. 17 (2), 200-205 (2011).
  28. Held, N. M., et al. Pyruvate dehydrogenase complex plays a central role in brown adipocyte energy expenditure and fuel utilization during short-term beta-adrenergic activation. Sci Rep. 8 (1), 9562 (2018).
  29. Panic, V., et al. Mitochondrial pyruvate carrier is required for optimal brown fat thermogenesis. Elife. 9, e52558 (2020).
  30. Winther, S., et al. Restricting glycolysis impairs brown adipocyte glucose and oxygen consumption. Am J Physiol Endocrinol Metab. 314 (3), E214-E223 (2018).
  31. Lynes, M. D., et al. The cold-induced lipokine 12,13-diHOME promotes fatty acid transport into brown adipose tissue. Nat Med. 23 (5), 631-637 (2017).
  32. Shamsi, F., Wang, C. H., Tseng, Y. H. The evolving view of thermogenic adipocytes – ontogeny, niche and function. Nat Rev Endocrinol. 17 (12), 726-744 (2021).
  33. Trayhurn, P. Fatty acid synthesis in vivo in brown adipose tissue, liver and white adipose tissue of the cold-acclimated rat. FEBS Lett. 104 (1), 13-16 (1979).
  34. Foster, D. O., Frydman, M. L., Usher, J. R. Nonshivering thermogenesis in the rat. I. The relation between drug-induced changes in thermogenesis and changes in the concentration of plasma cyclic AMP. Can J Physiol Pharmacol. 55 (1), 52-64 (1977).
  35. Foster, D. O., Frydman, M. L. Nonshivering thermogenesis in the rat. II. Measurements of blood flow with microspheres point to brown adipose tissue as the dominant site of the calorigenesis induced by noradrenaline. Can J Physiol Pharmacol. 56 (1), 110-122 (1978).
  36. Foster, D. O., Frydman, M. L. Tissue distribution of cold-induced thermogenesis in conscious warm- or cold-acclimated rats reevaluated from changes in tissue blood flow: the dominant role of brown adipose tissue in the replacement of shivering by nonshivering thermogenesis. Can J Physiol Pharmacol. 57 (3), 257-270 (1979).
  37. Lopez-Soriano, F. J., Alemany, M. Effect of cold-temperature exposure and acclimation on amino acid pool changes and enzyme activities of rat brown adipose tissue. Biochim Biophys Acta. 925 (3), 265-271 (1987).
  38. Cereijo, R., et al. CXCL14, a brown adipokine that mediates brown-fat-to-macrophage communication in thermogenic adaptation. Cell Metab. 28 (5), 750-763 (2018).
  39. Jang, C., Chen, L., Rabinowitz, J. D. Metabolomics and Isotope Tracing. Cell. 173 (4), 822-837 (2018).
  40. Murashige, D., et al. Comprehensive quantification of fuel use by the failing and nonfailing human heart. Science. 370 (6514), 364-368 (2020).
  41. Jang, C., et al. Metabolite exchange between mammalian organs quantified in pigs. Cell Metab. 30 (3), 594-606 (2019).
  42. Park, G., et al. Quantitative analysis of metabolic fluxes in brown fat and skeletal muscle during thermogenesis. Nat Metab. 5 (7), 1204-1220 (2023).
  43. Skop, V., Xiao, C., Liu, N., Gavrilova, O., Reitman, M. L. The effects of housing density on mouse thermal physiology depend on sex and ambient temperature. Mol Metab. 53, 101332 (2021).
  44. Himms-Hagen, J., et al. Effect of CL-316,243, a thermogenic beta 3-agonist, on energy balance and brown and white adipose tissues in rats. Am J Physiol. 266 (4 Pt 2), R1371-R1382 (1994).
  45. Mottillo, E. P., et al. Coupling of lipolysis and de novo lipogenesis in brown, beige, and white adipose tissues during chronic beta3-adrenergic receptor activation. J Lipid Res. 55 (11), 2276-2286 (2014).
  46. Smith, R. E., Roberts, J. C. Thermogenesis of brown adipose tissue in cold-acclimated rats. Am J Physiol. 206, 143-148 (1964).
  47. Mestres-Arenas, A., Cairo, M., Peyrou, M., Villarroya, F. Blood sampling for arteriovenous difference measurements across interscapular brown adipose tissue in rat. Methods Mol Biol. 2448, 273-282 (2022).
  48. Yu, Z., et al. Differences between human plasma and serum metabolite profiles. PLoS One. 6 (7), e21230 (2011).
  49. Kaluarachchi, M., et al. A comparison of human serum and plasma metabolites using untargeted (1)H NMR spectroscopy and UPLC-MS. Metabolomics. 14 (3), 32 (2018).
  50. Beckonert, O., et al. Metabolic profiling, metabolomic and metabonomic procedures for NMR spectroscopy of urine, plasma, serum and tissue extracts. Nat Protoc. 2 (11), 2692-2703 (2007).
  51. Gonzalez-Dominguez, R., Gonzalez-Dominguez, A., Sayago, A., Fernandez-Recamales, A. Recommendations and best practices for standardizing the pre-analytical processing of blood and urine samples in metabolomics. Metabolites. 10 (6), 229 (2020).
  52. Jung, S. M., et al. Stable isotope tracing and metabolomics to study in vivo brown adipose tissue metabolic fluxes. Methods Mol Biol. 2448, 119-130 (2022).
  53. Ngo, J., et al. Mitochondrial morphology controls fatty acid utilization by changing CPT1 sensitivity to malonyl-CoA. EMBO J. 42 (11), e111901 (2023).
  54. Yoo, H. J., et al. MsrB1-regulated GAPDH oxidation plays programmatic roles in shaping metabolic and inflammatory signatures during macrophage activation. Cell Rep. 41 (6), 111598 (2022).
  55. Straw, J. A., Fregly, M. J. Evaluation of thyroid and adrenal-pituitary function during cold acclimation. J Appl Physiol. 23 (6), 825-830 (1967).
  56. Silva, J. E., Larsen, P. R. Potential of brown adipose tissue type II thyroxine 5′-deiodinase as a local and systemic source of triiodothyronine in rats. J Clin Invest. 76 (6), 2296-2305 (1985).
  57. Wilkerson, J. E., Raven, P. B., Bolduan, N. W., Horvath, S. M. Adaptations in man’s adrenal function in response to acute cold stress. J Appl Physiol. 36 (2), 183-189 (1974).
  58. Wagner, J. A., Horvath, S. M., Kitagawa, K., Bolduan, N. W. Comparisons of blood and urinary responses to cold exposures in young and older men and women. J Gerontol. 42 (2), 173-179 (1987).
  59. Lee, P., et al. Mild cold exposure modulates fibroblast growth factor 21 (FGF21) diurnal rhythm in humans: relationship between FGF21 levels, lipolysis, and cold-induced thermogenesis. J Clin Endocrinol Metab. 98 (1), E98-E102 (2013).
  60. Ameka, M., et al. Liver derived FGF21 maintains core body temperature during acute cold exposure. Sci Rep. 9 (1), 630 (2019).
  61. Shimano, M., Ouchi, N., Walsh, K. Cardiokines: recent progress in elucidating the cardiac secretome. Circulation. 126 (21), e327-e332 (2012).
  62. Planavila, A., Fernandez-Sola, J., Villarroya, F. Cardiokines as modulators of stress-induced cardiac disorders. Adv Protein Chem Struct Biol. 108, 227-256 (2017).
  63. Dettmer, K., Aronov, P. A., Hammock, B. D. Mass spectrometry-based metabolomics. Mass Spectrom Rev. 26 (1), 51-78 (2007).
  64. Lu, W., et al. Metabolite measurement: pitfalls to avoid and practices to follow. Annu Rev Biochem. 86, 277-304 (2017).
  65. Collins, S. L., Koo, I., Peters, J. M., Smith, P. B., Patterson, A. D. Current challenges and recent developments in mass spectrometry-based metabolomics. Annu Rev Anal Chem (Palo Alto Calif). 14 (1), 467-487 (2021).
  66. Beale, D. J., et al. Review of recent developments in GC-MS approaches to metabolomics-based research). Metabolomics. 14 (11), 152 (2018).
  67. Bae, H., Lam, K., Jang, C. Metabolic flux between organs measured by arteriovenous metabolite gradients. Exp Mol Med. 54 (9), 1354-1366 (2022).
  68. Paulus, A., Drude, N., van Marken Lichtenbelt, W., Mottaghy, F. M., Bauwens, M. Brown adipose tissue uptake of triglyceride-rich lipoprotein-derived fatty acids in diabetic or obese mice under different temperature conditions. EJNMMI Res. 10 (1), 127 (2020).
  69. Ohlson, K. B., Mohell, N., Cannon, B., Lindahl, S. G., Nedergaard, J. Thermogenesis in brown adipocytes is inhibited by volatile anesthetic agents. A factor contributing to hypothermia in infants. Anesthesiology. 81 (1), 176-183 (1994).
  70. Ohlson, K. B., et al. Inhibitory effects of halothane on the thermogenic pathway in brown adipocytes: localization to adenylyl cyclase and mitochondrial fatty acid oxidation. Biochem Pharmacol. 68 (3), 463-477 (2004).
  71. Ohlson, K. B., Lindahl, S. G., Cannon, B., Nedergaard, J. Thermogenesis inhibition in brown adipocytes is a specific property of volatile anesthetics. Anesthesiology. 98 (2), 437-448 (2003).

Tags

Keywords: Arteriovenous MetabolomicsMetabolite ExchangeEnergy ExpenditureThermogenesisMouse ModelGas Chromatography-based Metabolomics
check_url/it/66012?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Lee, S., Lim, G., Kim, S., Kim, H., Roh, Y. J., Kim, W., Choi, D. W., Jung, S. M. Arteriovenous Metabolomics to Measure In Vivo Metabolite Exchange in Brown Adipose Tissue. J. Vis. Exp. (200), e66012, doi:10.3791/66012 (2023).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image