Fixed Volume oder Feste Druck: einem Mausmodell des hämorrhagischen Schocks

Um die immunologischen Reaktionen auf einen hypovolämischen Schock zu charakterisieren, wird ein chirurgischer Eingriff durchgeführt, bei dem die Gefäße einer Maus präpariert und katheterisiert werden. Bei der Überwachung der Physiologie des Tieres durch digitale Aufzeichnung und physische Beobachtung wird der hämorrhagische Schock induziert, um eine traumatische Erfahrung nach einem induzierten Schock nachzuahmen. Die Maus wird wiederbelebt, der Katheter wird entfernt und das Tier kann sich erholen.

Die Maus kann dann untersucht werden, um Veränderungen der Organfunktion, der zellulären Kommunikationsmuster und der genetischen Expression durch eine Reihe von Techniken wie Durchflusszytometrie, Hämatologie, Immun-Blots, Immunhistochemie oder Genchip-Microarray-Array zu beurteilen. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden besteht darin, dass dieses Modell des hämorrhagischen Schocks mit festem Volumen oder festem Druck dem Forscher die Möglichkeit gibt, den Grad des Schocks zu kontrollieren und gleichzeitig physiologische Schwankungen kontinuierlich zu überwachen und genau aufzuzeichnen. Diese spezielle Methode des hämorrhagischen Schocks verbessert die Fähigkeit des Forschers, die immunologische Funktion zur Vorbereitung auf die Operation zu untersuchen und zu verstehen.

Stellen Sie sicher, dass die folgenden sterilen Geräte und Verbrauchsmaterialien zur Hand sind. Sechs Nullnähte, Baumwoll- und Spitzenapplikatoren für Gaze, männlich, Dreiwege-Absperrhähne, Schallköpfe, 18-Zoll-Stücke PE, 50-Schläuche und Fünf-Zoll-Stücke PE-10-Schläuche. Chirurgische Werkzeuge, die Sie benötigen, sind Drei-Wege-Stopphähne, eine Ein-cm³-Spritze, eine 10-cm³-Spritze, eine 23-Gauge-Nadel, eine 30,5-Gauge-Nadel, eine Mikroschere, eine feine Pinzette, ein chirurgisches Paket, eine Pinzette, Hämostaten und eine chirurgische Schere.

Zusätzliche Verbrauchsmaterialien sind Laktat-Ringerlösung und Alkohol Prep. Ein Metallbrett, ein steriles Feld, sterile Handschuhe, Betadine, sterile Kochsalzlösung, heparinisierte Kochsalzlösung und Anästhesie. Legen Sie am Tag der Operation den rechten Beinspiegelkatheter an, der zur Messung des Blutdrucks verwendet wird, und tragen Sie sterile Handschuhe.

Fassen Sie mit beiden Händen die Mitte eines fünf Zoll langen sterilen PE 10-Schlauchs und dehnen Sie ihn etwa einen Zoll, um das Einführen des Katheters zu erleichtern. Schneiden Sie den Schlauch mit der sterilen Schere in zwei Hälften und faden Sie das gedehnte Ende ab. Führen Sie dann eine 30er Nadel in das stumpfe Ende des ungedehnten PE 10-Schlauchs ein.

Sterilisieren Sie mit einem Alkoholtupfer die Oberseite eines sterilen 10-ml-Fläschchens, das die heparinisierte Kochsalzlösung enthält. Füllen Sie eine 1-cm³-Spritze mit 0,6 bis 0,7 Kubikzentimetern der Heparinlösung. Befestigen Sie eine 30-Gauge-Nadel und einen Katheter an das Ende eines Dreiwege, der sich direkt gegenüber dem männlichen Ende befindet.

Füllen Sie die 30-Gauge-Nadel und den PE-Schlauch mit der Heparinlösung und achten Sie darauf, dass keine Luftblasen vorhanden sind. Entfernen Sie Luftblasen, indem Sie schnippen, entfernen Sie dann die 30-Gauge-Nadel aus dem Dreiwege-Spritzen und ziehen Sie die Flüssigkeit in der Drei-Wege-Spritze zurück in die eine CC-Spritze, um alle Blasen zu entfernen, die in der Drei-Wege-Spritze eingeschlossen sind, und befestigen Sie die Nadel wieder mit dem angeschlossenen Schlauch. Etwa 0,1 Kubikzentimeter der Mischung sollten in der Spritze verbleiben.

Um den linken Beinspiegelkatheter einzurichten, befolgen Sie das gerade beschriebene Verfahren und lassen Sie den Drei-Wege-Stopphahn weg. Wischen Sie zuerst den Laktationsbeutel mit Alkohol ab. Schließen Sie dann einen sterilen Schallkopf an ein Blutdruck- und Herzfrequenzgerät gemäß den Spezifikationen von micro me an.

Befestigen Sie anschließend einen Drei-Wege-Absperrhahn an beiden Enden des Wandlers und legen Sie ihn flach auf die Tischplatte. Füllen Sie eine 10-ml-Spritze mit Laktat-Ringerlösung und befestigen Sie sie an der Dreiwege. Führen Sie eine 23-Gauge-Nadel in beide Enden eines 18-Zoll-Stücks sterilen PE 50-Schlauchs ein.

Befestigen Sie ein Ende des PE-Schlauchs mit der angebrachten 10-cm³-Spritze an der Dreiwege-Spritze. Anschließend das Drei-Wege- und PE 50-Setup mit Laktat-Ringerlösung befüllen. Achten Sie darauf, alle Luftblasen wie zuvor zu entfernen.

Befestigen Sie dann den Drei-Wege-Wandler wieder an und füllen Sie ihn. Und ein zweiter Dreier mit stillierten Ringern. Befestigen Sie zum Schluss den Ködersperrhahn aus Metall an der 23-Gauge-Nadel des PE 50-Schlauchs, um ihn am Spiegelkatheter des rechten Beins zu befestigen.

Die Instrumente sind nun bereit für den Einsatz in den chirurgischen und experimentellen Verfahren zur Präparierung und Katheterisierung der Gefäße der Maus zur Vorbereitung auf die Schockinduktion. Beginnen Sie damit, eine mit Natrium-Penta barbital betäubte Maus auf die chirurgische Metallplatte zu legen. In Rückenlage immobilisieren Sie das Tier mit einer losen Schlaufenbandtechnik, bei der dünne Klebebandstreifen locker um jedes der porenunteren Gliedmaßen gewickelt und mit einer Osteo a fünf Schermaschinen mit der Klinge der Größe 40 auf das Brett geklebt werden, um den Bauch- und Leistenbereich des Tieres zu rasieren.

Wischen Sie dann mit Gaze den Bereich mit Betadin und Alkohol ab, um ihn zu sterilisieren. Platzieren Sie einen Nasenkegel mit einem Kubikzentimeter Fluor über der Nase der Maus. Sobald sich die Atmung des Tieres zu verlangsamen beginnt, testen Sie die Tiefe der Anästhesie mit dem Rückzugsreflex der Gliedmaßenstreckung.

Legen Sie während des gesamten Eingriffs einen sterilen Feldverband über das Tier, um die Sterilität zu erhalten. Machen Sie dann einen kleinen vier bis fünf Millimeter großen Schnitt in der Haut parallel zum linken inneren schrägen Muskel des Bauches und dem linken quer verlaufenden Bauchmuskel. Achten Sie darauf, die umgebenden Muskeln nicht zu beschädigen oder Nerven zu berühren.

Greifen Sie mit dumont das Gewebe an der Bauchverbindung und trennen Sie das Fettgewebe von den schrägen und queren Bauchmuskeln. Mit dem anderen Paar von Als stumpf entlang der Bauchmuskulatur sezieren und Faszien und Fettgewebe wegkitzeln. Direkt unter diesem Fettgewebe, wie der Oberschenkelvene und der Arterie, zusammen mit dem Nervus femoralis, ohne ihn zu berühren, präparieren Sie den Nervus femoralis, indem Sie das daneben liegende Fettgewebe greifen.

Ziehen Sie dieses Gewebe seitlich aus der Vene und der Arterie. Der Nerv, der in dieses Gewebe eingebettet ist, wird folgen, wenn der Nerv seitlich gezogen wird. Platzieren Sie die andere Dumont-Spitze nach unten gegen die Arterie und öffnen und schließen Sie sie.

Um die Fassade stumpf zu machen, sezieren. Die Gefäße sind sehr oberflächlich, also achten Sie darauf, dass Sie sich nicht in die darunter liegenden Muskeln eingraben. Nachdem der Nerv durchtrennt wurde, halten Sie die Dumont geschlossen und schieben Sie sie dorsal zu den Gefäßen.

Wenn die Spitze des Dumonts auf der anderen Seite der Vene erscheint, öffne sie, um die Faszie stumpf zu zerlegen. Halten Sie den Dumont dorsal am Gefäß und nehmen Sie die erste Naht. Ziehen Sie dann die Naht durch die Öffnung zwischen den Gefäßen und den darunter liegenden Muskeln zurück.

Legen Sie insgesamt 3 6 0 Nähte um die Venen- und Arteriennaht. Einer ist der am weitesten proximale Knoten des Bauchmuskelknotens, aber lassen Sie ihn locker und klemmen Sie ihn mit einem Hämostaten fest. Der konkave Rand des Hämostaten sollte auf der Bauchhöhle des Tieres aufliegen.

Die zweite Naht ist am distalsten lokalisiert. Binden Sie diese Naht sofort ab, um die Gefäße zu ligatisieren, und klemmen Sie sie mit einer blutstillen, konkaven Seite nach unten, die distalen und proximalen Nähte werden verwendet, um die Gefäße zu ziehen, um Blutverlust zu verhindern, und sie ein wenig anzuheben, um das Einführen des Katheters zu erleichtern. Die dritte Naht sollte zwischen der distalen und der proximalen Naht platziert werden.

Binden Sie zur Unterstützung des Katheters einen losen Knoten, mit dem der Katheter nach dem Einführen im Gefäß befestigt wird. Nachdem die Nähte gesichert sind, identifiziere die Arterie an der dicken Gefäßwand und der weißen Farbe. Machen Sie mit der Mikroschere einen kleinen Schnitt an der Oberseite der Arterie in der Nähe der distalen Naht, so dass genügend Arterie für das erste Kathetereinführen vorhanden ist.

Platzieren Sie ein Ende des Dumonts in das Lumen des arteriellen Gefäßes und schließen Sie es über der Gefäßwand, um das Loch zu öffnen, während Sie die Arterienwand halten. Schieben Sie den Katheter in das Lumen, während Sie das Gefäß über den Katheter ziehen. Binden Sie die mittlere Stütznaht leicht fest, um den Katheter an Ort und Stelle zu halten.

Lassen Sie dann das proximale Blutstillmittel los, um die proximale Naht zu lockern und die Naht um die Gefäße herum wieder zu öffnen. Zu diesem Zeitpunkt sollte der arterielle Druck das Blut zurück in den Katheter drücken. Pulsierendes Blut sollte im Katheter sichtbar sein.

Halten Sie die Gefäße mit einem al um den Katheter und schieben Sie den Katheter mit dem anderen in das Gefäß. Vier bis fünf Millimeter. Die Spitze des Katheters sollte direkt unter den inneren schrägen und queren Bauchmuskeln aufliegen.

Schließen Sie das Tier an ein BPA 400-Analysegerät an und spülen Sie die arteriellen Leitungen. Geben Sie ein oder zwei Tropfen sterile Kochsalzlösung in die Operationsöffnung, um das umgebende Gewebe während des hämorrhagischen Schocks und der Wiederbelebungsverfahren feucht zu halten, um einen hämorrhagischen Schock auszulösen. Beginnen Sie damit, die betäubte Maus unter eine Lampe und auf ein zirkulierendes Wärmekissen zu legen, um die Temperatur von 36 bis 37 Grad Celsius zu halten.

Anschließend entnehmen Sie der Maus mit einer Spritze über einen Zeitraum von 15 Minuten etwa die Hälfte des Blutvolumens, um einen mittleren arteriellen Druck von 28 bis 32 Millimetern Quecksilbersäule zu erreichen. Nach 1,5 bis drei Stunden reanimieren Sie das Tier mit einer Spritzenpumpe, um die Laktatlösung mit dem Dreifachen des ausgeschiedenen Volumens mit einer konstanten Geschwindigkeit über 15 Minuten abzugeben. Sobald das Tier wiederbelebt wurde, entfernen Sie den Katheter und ligieren Sie die Gefäße.

Ziehen Sie den Katheter mit drei Nähten knapp über die proximale Naht hinaus und binden Sie diese Naht dann vollständig ab, um Blutverlust zu vermeiden. Der Kollateralfluss verhindert, dass die Hintergliedmaßen ischämisch werden. Zum Schluss nähen Sie beide Öffnungen der hinteren Gliedmaßen mit einem sterilen PDSI mit vier Nullen zusammen.

Ich nähe. Entfernen Sie das lose Schlaufenband und setzen Sie das Tier in einen sauberen Käfig, der mehrere Stunden lang auf einem zirkulierenden Heizkissen aufbewahrt wird. Nach der Genesung.

Dieses Diagramm gibt einen Überblick über das Verfahren des hämorrhagischen Schocks. Nach beidseitiger Kanülierung und dem ersten Anschluss an das Blutdruckmessgerät wird ein fünfminütiger Ausgangswert des Blutdrucks erreicht. Sobald ein zuverlässiger Blutdruck aufgezeichnet wurde, erfolgt die Induktion eines Schocks, bei dem Blut aus dem Femurkatheter entnommen wird, um einen Blutdruck von 28 plus oder minus zwei Millimetern Quecksilbersäule zu erhalten, die Blutentnahme sollte über einen Zeitraum von 15 Minuten erfolgen.

Nach der Induktion des Schocks kommt es zu einer zweieinhalbstündigen Schockperiode, in der der Blutdruck in Schuhen ständig überwacht wird. Nach der Schockphase erfolgt eine kontrollierte Wiederbelebung mit einer Spritzenpumpe, die dem Tier das Dreifache des abgegebenen Blutvolumens wieder zuführt. Schließlich wird das Tier wieder an die Blutdruckmessgeräte angeschlossen, um eine weitere Ausgangsbewertung zu erhalten.

Dies geschieht für etwa fünf bis 10 Minuten. Diese Zahl bezeichnet die pro- und antiinflammatorischen Reaktionen, die mit einem hämorrhagischen Schock verbunden sind. Ein Zytokinsturm tritt auf, bei dem pro- und entzündungshemmende Zytokine zusammen mit Makrophagen, T-Zellen und einer Vielzahl anderer physiologischer Reaktionen in einer Rückkopplungsschleife interagieren, um den Körper wieder in einen homöostatischen Zustand zu versetzen und sauerstoffarme Organe zu reparieren.

Diese grafische Darstellung zeigt die Leberfunktion bei Wildtyp-Mäusen, die im Vergleich zu Scheinmäusen zwei hämorrhagischen Schockzeitpunkten ausgesetzt waren, wobei die Alaninaminotransferase oder ein LT-Spiegel in Grafik A und die Aspartat-Aminotransferase oder ein ST-Spiegel dargestellt ist. In Grafik B.Leberenzyme wurden mit einem blutchemischen Analysator aus Blutplasma gemessen. Diese Fluoreszenzmikroskopie-Bilder zeigen Lungengewebe in Wildtyp-Mäusen, die einem hämorrhagischen Schock und einer hämorrhagischen Kontrolle ausgesetzt waren. Mäuse.

Foid im Fleck in einem Aktin ist grün und dappy dargestellt. Die Färbung des Zellkerns ist blau dargestellt. Der iNOS-Ausdruck ist rot dargestellt, wie hier zu sehen ist.

Hämorrhagische Schockmäuse weisen eine ausgeprägte Infiltration von iNOS auf, die in Rot in das Bronchialepithel und das Gefäßendothel des Lungengewebes eingeblendet ist. Diese Färbung fehlt und kontrolliert Mäuse, die sich einem Scheinverfahren unterzogen haben. Diese pictormikroskopischen Aufnahmen zeigen Schnitte von Lebergewebe von Mäusen, die einem hämorrhagischen Schock ausgesetzt waren, oder von Kontrollmäusen, die in para-Formaldehyd fixiert und mit Hämatin oder Eoin gefärbt wurden.

Der Gewebeschnitt der Mäuse, die einem hämorrhagischen Schock ausgesetzt waren, zeigte nekrotisches Gewebe als Folge einer erschöpften Durchblutung und Sauerstoffversorgung, das bei Mäusen, die sich dem Scheinverfahren unterzogen, nicht beobachtet wurde. Wenn Sie diese Technik ausprobieren, ist es sehr wichtig, daran zu denken, sehr geduldig und überlegt mit Ihrer Operationstechnik und Blutung umzugehen. Und denken Sie daran, dass dieses Modell mit anderen traumatischen Modellen wie bilateralen Femurfrakturen, Pseudofrakturen und Weichteiltraumata kombiniert werden kann, um Fragen zur Immunologie multipler Traumata zu beantworten.