Name: 控制宫颈裂伤损伤小鼠 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-05-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 28 s
Description: 学习使用振荡刀片和脊柱稳定装置在小鼠中创建精确的颈椎脊髓裂伤模型。该技术通过固定目标椎骨并实现0.75毫米深度的可控损伤，为神经科学研究提供了高准确性的实验方法。

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该设备的开发得到了肯塔基州路易斯维尔市LISA公司的支持。我们还感谢肯塔基州路易斯维尔市Norton Healthcare对CBS的持续支持，以及美国国立卫生研究院（NIH）基金NS050243、NS052290和NS059622对XMX的资助。

1. 动物准备及脊柱稳定器的应用
从小鼠的侧视图可见，其颈椎腹侧呈凹陷状。C3至T1节段的棘突较小且脆弱，因此不适合用于脊柱稳定，这与文献中常见的描述一致3,4。我们建议通过侧方关节突固定来实现脊柱稳定。固定装置由一个U形金属支架用于支撑小鼠，以及两个可调节的不锈钢臂组成，后者从侧方夹住每个关节突。该方法可对目标椎体实现良好的固定。脊柱固定后，轻微抬高脊柱以展平颈椎的生理弯曲，从而更好地暴露脊髓。
<ol>
	<li>对以下手术器械进行灭菌：2-3 把镊子、2 把显微剪刀、30 G 针头、缝合线与持针器、皮肤夹及施夹器。对脊柱稳定器进行消毒。使用氯胺酮/赛拉嗪（100 mg / 10 mg/kg）腹腔注射混合液对小鼠实施麻醉。剃除小鼠颈部的毛发。</li>
	<li>用聚维酮碘溶液和 70% 酒精清洁皮肤后，将小鼠移至带有加热垫的温控手术台。用眼用软膏覆盖动物的眼睛，以防止角膜干燥。</li>
	<li>麻醉诱导完成后（当小鼠对尾部夹捏无反应时即达到麻醉状态），从枕骨开始沿后颈部正中线切开皮肤，直至下颈椎皮下脂肪垫处。在放大条件下，于 C2 水平沿斜方肌正中切开，并分离头半棘肌。识别肌下脂肪垫有助于在正确层次进行解剖分离。</li>
	<li>将正中肌肉分离向尾侧延伸至 T2 棘突，该结构可作为可靠的解剖标志。切断附着于 T2 椎体的肌肉，并去除 T2 棘突的软骨部分。</li>
	<li>使用显微剪刀从 C2 至 T2 椎板水平剥离椎旁肌。肌肉分离起始于棘突旁侧，并向双侧关节突关节方向延伸。将紧邻棘突和椎板的肌肉（骨膜层）分离，以减少出血。暴露外侧关节突后，将小鼠置于 LISA 手术台的 U 形槽中。</li>
	<li>将不锈钢固定臂双侧置于暴露的关节突下方。固定臂就位后，拧紧其上的拇指螺钉以固定脊柱。此操作可牢固固定目标椎体并提供良好的术野暴露。可通过调节固定臂实现脊柱精确的水平定位。</li>
	<li>在 C5 与 C6 之间切开黄韧带，暴露其下方的硬脊膜。在椎板间隙处，使用 30 G 针头制造一个小的硬脊膜切口，随后插入显微剪刀扩大该切口。此时脊髓已准备就绪，可进行可控性切割损伤。</li>
</ol>
2. 使用 LISA 装置进行颈脊髓切割损伤
<ol>
	<li>颈段脊髓膨大部分的宽度在不同节段有所变化。使用2.3 mm的平刃刀片在C5-6节段进行脊髓背侧半切损伤，并调节振动幅度以覆盖整个脊髓的宽度。刀片购自Fine Science Tools Inc.（加利福尼亚州福斯特城），并针对脊髓切割损伤进行了改装。保持刀片振幅≥0.5 mm，较低的振幅会降低脊髓切割的顺畅性。</li>
	<li>将脊柱稳定器和小鼠放置于LISA平台上。刀片通过微驱动装置连接至LISA，可实现三个方向的运动控制。LISA的各组成部分及其功能详见图1。</li>
	<li>开启刀片振动开关。在显微放大条件下移动小鼠，使暴露的脊髓正位于振动刀片下方。</li>
	<li>通过提升支撑小鼠的平台使其接近振荡刀片。当刀片刚刚接触脊髓背侧静脉时，记录此时的“0”位置。脊髓切割损伤的深度以“0”位置为基准进行测量。</li>
	<li>通过微驱动装置控制平台上升：微驱动旋钮旋转360°可使平台升高0.25 mm。因此，旋转微驱动旋钮3圈即可形成0.75 mm深的背侧半切损伤。损伤深度的精度为±0.01 mm。当刀片开始切割脊髓时，使用生理盐水冲洗以润滑手术区域。脊髓切割深度由垂直方向的微驱动装置控制，无需依赖视觉引导。</li>
	<li>达到预定切割深度后，关闭振动开关。理想情况下，振荡刀片应停留在损伤间隙中，且无组织变形迹象。将平台从切割刀片下移开，并使用棉签清除手术区域的血液和生理盐水。止血通常在&lt;1分钟内自发完成。</li>
	<li>将小鼠从脊柱稳定器中取出。使用6-0丝线缝合椎旁肌，并用不锈钢Michel夹闭合皮肤切口。</li>
</ol>
3. 动物护理
<ol>
	<li>皮下注射总共 1–2 ml 生理盐水以维持充分的水合作用，并将小鼠置于加热垫上的恢复笼中，直至其恢复意识。</li>
	<li>术后自由提供水和软食，并持续 48 小时给予镇痛药物。脊髓背侧半切术后无需进行膀胱护理。</li>
</ol>

<ol><li>Blackmore, M., Letourneau, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+within+maturing+neurons+limit+axonal+regeneration+in+the+developing+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Changes within maturing neurons limit axonal regeneration in the developing spinal cord.</a> J. Neurobiol. 66 (4), 348(2006).</li>
<li>Blackmore, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kruppel-like+Factor+7+engineered+for+transcriptional+activation+promotes+axon+regeneration+in+the+adult+corticospinal+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Kruppel-like Factor 7 engineered for transcriptional activation promotes axon regeneration in the adult corticospinal tract.</a> Proc. Natl. Acad. Sci U.S.A. 109 (19), 7517(2012).</li>
<li>Carbajal, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+transplantation+of+mouse+neural+stem+cells+into+the+spinal+cords+of+mice+infected+with+neurotropic+mouse+hepatitis+virus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Surgical transplantation of mouse neural stem cells into the spinal cords of mice infected with neurotropic mouse hepatitis virus.</a> J. Vis. Exp. (53), e2834(2011).</li>
<li>Duhamel, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+lumbar+and+cervical+spinal+cord+blood+flow+measurements+by+arterial+spin+labeling%3A+sensitivity+optimization+and+first+application%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Mouse lumbar and cervical spinal cord blood flow measurements by arterial spin labeling: sensitivity optimization and first application.</a> Magn. Reson. Med. 62 (2), 430(2009).</li>
<li>Hermanns, S., Reiprich, P., Muller, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reliable+method+to+reduce+collagen+scar+formation+in+the+lesioned+rat+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A reliable method to reduce collagen scar formation in the lesioned rat spinal cord.</a> J. Neurosci. Methods. 110 (1-2), 141(2001).</li>
<li>Hill, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomic+and+functional+outcomes+following+a+precise%2C+graded%2C+dorsal+laceration+spinal+cord+injury+in+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Anatomic and functional outcomes following a precise, graded, dorsal laceration spinal cord injury in C57BL/6 mice.</a> J. Neurotrauma. 26 (1), 1(2009).</li>
<li>Iannotti, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dural+repair+reduces+connective+tissue+scar+invasion+and+cystic+cavity+formation+after+acute+spinal+cord+laceration+injury+in+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Dural repair reduces connective tissue scar invasion and cystic cavity formation after acute spinal cord laceration injury in adult rats.</a> J. Neurotrauma. 23 (6), 853(2006).</li>
<li>Inman, D., Guth, L., Steward, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+influences+on+secondary+degeneration+and+wound+healing+following+spinal+cord+injury+in+various+strains+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Genetic influences on secondary degeneration and wound healing following spinal cord injury in various strains of mice.</a> J. Comp Neurol. 451 (3), 225(2002).</li>
<li>Onifer, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+rat+forelimb+dysfunction+after+dorsal+cervical+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Adult rat forelimb dysfunction after dorsal cervical spinal cord injury.</a> Exp. Neurol. 192 (1), 25(2005).</li>
<li>Ramer, M. S., Harper, G. P., Bradbury, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progress+in+spinal+cord+research+-+a+refined+strategy+for+the+International+Spinal+Research+Trust%5BTitle%5D)+AND+%22Spinal+Cord%22%5BJournal%5D)">Progress in spinal cord research - a refined strategy for the International Spinal Research Trust.</a> Spinal Cord. 38 (8), 449(2000).</li>
<li>Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery+from+spinal+cord+injury%3A+a+new+transection+model+in+the+C57Bl%2F6+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Res%22%5BJournal%5D)">Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse.</a> J. Neurosci. Res. 67 (3), 337(2002).</li>
<li>Sivasankaran, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PKC+mediates+inhibitory+effects+of+myelin+and+chondroitin+sulfate+proteoglycans+on+axonal+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">PKC mediates inhibitory effects of myelin and chondroitin sulfate proteoglycans on axonal regeneration.</a> Nat. Neurosci. 7 (3), 261(2004).</li>
<li>Yu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibitor+of+DNA+binding+2+promotes+sensory+axonal+growth+after+SCI%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Inhibitor of DNA binding 2 promotes sensory axonal growth after SCI.</a> Exp. Neurol. 231 (1), 38(2011).</li>
<li>Zhang, Y. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dural+closure%2C+cord+approximation%2C+and+clot+removal%3A+enhancement+of+tissue+sparing+in+a+novel+laceration+spinal+cord+injury+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Dural closure, cord approximation, and clot removal: enhancement of tissue sparing in a novel laceration spinal cord injury model.</a> J. Neurosurg. 100, 343(2004).</li>
</ol>

<ol>
		<li>多位作者（YPZ、XMX、CBS）在 Louisville Impactor System, Inc. 拥有经济利益。</li>
	 <li>作者 Yi Ping Zhang、Lisa B. E. Shields 和 Christopher B. Shields 任职于肯塔基州路易斯维尔市的诺顿医疗保健公司。其他作者任职于印第安纳州印第安纳波利斯市的印第安纳大学。</li>
	 <li>作者未从任何生产本文所用试剂或仪器的公司获得资助。</li>
	</ol>

在对脊髓造成切割损伤之前，通常通过固定棘突来实现脊柱的稳定。然而，在小鼠中，颈椎的生理性前凸曲度以及将夹具连接到脆弱且较短的C3至T1节段棘突上，均会妨碍有效的脊柱固定。此外，在手动控制下使用剃刀刀片或显微剪刀会造成明显的组织变形，导致损伤深度不一致6。这可能引起数据的误读，尤其是在研究特定通路的轴突再生时。例如，如果背侧皮质脊髓束在损伤时未被完全横断，则残留的背侧皮质脊髓轴突可能被误判为再生的轴突。通过使用一种在单个节段关节突处固定的脊柱稳定装置，并结合对脊髓进行精确的损伤操作，可克服上述问题。此外，采用高频振荡刀片可在不压伤或挫伤邻近脊髓组织的情况下实现清晰的切割损伤。该方法此前已被用于在大鼠中制造脊髓切割损伤9,12,14，并经过后续改进后应用于小鼠胸段脊髓切割损伤的建模6。在本研究中，我们描述了在小鼠中建立可靠的颈段脊髓切割损伤的方法。
由于小鼠脊髓的前后直径&lt;2 mm，因此在建立可靠的实验模型时，切割损伤的深度必须精确。损伤深度的微小变异将显著影响评估轴突再生以及体积和行为学研究的实验结果。本方法的损伤深度精度为±0.01 mm，因为我们采用高精度微驱动器来控制切割刀片的位置。该方法减少了其他脊髓切割损伤模型中固有的不一致性。该技术在研究位于脊髓背侧半部的长脊髓通路（如皮质脊髓束、红核脊髓束和背侧上行束）的轴突再生方面尤为有用。利用该方法，这些纤维束可被完全且可靠地横断。因此，数据解读的误差被最小化，从而提高了脊髓损伤（SCI）实验研究报道的可靠性。
总之，我们介绍了一种可重复的新型技术 体内 小鼠颈椎脊髓切割损伤模型。该技术基于通过固定颈椎关节突来稳定脊柱，并使用振荡刀片对脊髓进行切割损伤。利用此方法建立小鼠胸段背部脊髓切割损伤模型 6我们证明了裂伤深度、组织学特征与行为恢复之间存在紧密的相关性。该技术也被其他多个实验室证实具有可靠性。 2,12.

基因修饰小鼠的可获得性是识别特定基因在脊髓损伤（SCI）机制中作用的强大工具。撕裂性SCI是研究可能在该损伤后提供有效治疗的治疗剂或分子的重要模型8。由于小鼠棘突细小且脆弱，难以抓握以维持脊柱固定，因此在制作撕裂损伤时对棘突进行固定的精度较低5,11。仅0.2 mm（相当于小鼠脊髓直径的10%）的损伤深度差异即可导致数据的误导性解读。脊髓撕裂损伤的性质和范围必须被精确定义10。为应对这一挑战，我们开发了一种新技术，包括椎体稳定化，并使用连接至路易斯维尔损伤系统装置（LISA）的定制刀片来制造撕裂性SCI7,14。该损伤通过锋利的振荡刀片实现，避免了撕裂过程中组织的变形。利用微驱动器控制撕裂深度，使损伤深度精确至0.01 mm。切割刀片根据特定形状和宽度定制，以形成所需的撕裂轮廓9。本文展示了：1）颈椎暴露的方法；2）使用双侧小关节固定装置进行椎体稳定的技巧；3）采用振动刀片制造颈椎撕裂损伤的过程。

<table><tbody><tr><td>小鼠脊柱稳定器 </td><td>路易斯维尔撞击器系统</td><td></td><td>固定并暴露颈椎椎体</td></tr><tr><td>LISA 振动刀 </td><td>路易斯维尔撞击器系统</td><td></td><td>制作颈段脊髓挫裂伤损伤模型</td></tr><tr><td>弹簧剪</td><td>Fine Science Tools（美国）</td><td>15013-12</td><td>皮肤和斜方肌切口</td></tr><tr><td>弹簧剪刀</td><td>Fine Science Tools（美国）</td><td>15023-10</td><td>将肌肉与椎板分离</td></tr><tr><td>弹簧剪</td><td>Fine Science Tools（美国）</td><td>15002-08</td><td>硬脑膜切开</td></tr><tr><td>格拉夫镊 </td><td>Fine Science Tools（美国）</td><td>11154-10</td><td>回缩皮肤</td></tr><tr><td>Dumont #7 镊子 </td><td>Fine Science Tools（美国）</td><td>11274-20</td><td>肌肉回缩（尖端改良）（图A）</td></tr><tr><td>Dumont SS 镊子 </td><td>Fine Science Tools（美国）</td><td>11203-25</td><td>脊椎固定（尖端改良）（图B）</td></tr><tr><td>30G针头 </td><td>Becton Dickinson</td><td>305106</td><td>制作硬脑膜切口 </td></tr><tr><td>6-0 缝合线 </td><td>Ethicon</td><td>8806H</td><td>缝合肌肉和筋膜层 </td></tr><tr><td>伤口夹 </td><td>Fine Science Tools（美国）</td><td>12031-07</td><td>皮肤闭合</td></tr><tr><td>三溴化物&amp;#8211;乙醇（Avertin）</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>90710-10G</td><td>麻醉剂</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;jove_content&quot;&gt;路易斯维尔冲击器系统公司，肯塔基州路易斯维尔市东格雷街210号1102室，邮编40202，电话：(502) 629-5510，电子邮件： &lt;a href=&quot;cbshields1@gmail.com&quot;&gt;cbshields1@gmail.com&lt;/a&gt;&lt;/p&gt; &lt;p class=&quot;jove_content&quot;&gt; Fine Science Tools (USA), Inc, 373-G Vintage Park Drive, Foster City, CA 94404-1139, (800) 521-2109, 电子邮件： &lt;a href=&quot;mailto:info@finescience.com&quot;&gt;info@finescience.com&lt;/a&gt; &lt;/p&gt; &lt;p class=&quot;jove_content&quot;&gt;美国新泽西州富兰克林湖贝克顿迪金森公司，贝克顿路1号，邮编07417，(201) 847-6800；爱惜康公司，新泽西州萨默维尔，西22号公路，邮编08876，1-877-ETHICON &lt;/p&gt; &lt;p class=&quot;jove_content&quot;&gt;Sigma-Aldrich 公司，美国密苏里州圣路易斯市，邮编 63178，电话：(314) 771-5765，电子邮件：cssorders@sial.com&lt;/p&gt;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;强&gt;图A&lt;/strong&gt; A 是改良的Dumont #7镊子；B 是改良的Dumont SS镊子。</td></tr></tbody></table>

小鼠可控性宫颈撕裂损伤模型

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

使用基因修饰小鼠可加深我们对多种神经系统疾病（如脊髓损伤，SCI）潜在分子机制的理解。传统手工自由操作建立的脊髓损伤切割模型往往造成不一致的损伤，且常伴随挤压或挫伤成分，因此，我们开发了一种新颖的技术。我们的颈段脊髓切割损伤模型通过以下三点改进，解决了传统手工方法的固有缺陷：1）通过椎小关节固定实现颈椎椎体的稳定；2）增强脊髓的暴露程度；3）利用振荡刀片精确至±0.01 mm深度，创建可重复的脊髓切割损伤，且不伴随挫伤。与传统的脊髓切割损伤方法（如徒手使用手术刀或剪刀）相比，本方法可产生一致的病灶。该方法适用于皮质脊髓束、红核脊髓束及背侧上行传导束的轴突再生研究。

在小鼠脊髓精确损伤造模过程中，目标椎体的固定至关重要。我们的脊柱稳定装置克服了小鼠颈椎棘突较短以及脊柱腹侧生理性前凸的解剖学难题。使用本研究的颈椎稳定器可充分暴露颈椎椎体（图2）。本小鼠脊柱稳定装置是一种可靠的颈椎脊髓手术准备技术。采用LISA进行损伤时，其深度精确至0.01 mm 6,13。这种精确的切割损伤在损伤边缘与周围组织交界处不会产生挫伤（图3）。在一项关于轴突再生的研究中，于C57BL/6小鼠中证实了背侧半横断损伤的精确性：每个样本的切割深度达0.9 mm，刚好超过中央管，且经脊髓病理切片确认 1。所有动物在经历该脊髓切割损伤后，运动功能均得到恢复。
<img alt="振动刀装置与脊髓损伤细节的动物实验设置；外科研究。" src="/files/ftp_upload/50030/50030fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 1"> 
图1. (A) 小鼠置于LISA平台上的脊柱稳定器中。振动刀朝向将要进行损伤的脊髓部位。显微驱动控制器位于平台下方，用于将小鼠准确定位于适当位置。垂直方向的显微驱动器控制损伤深度，倾斜旋钮用于调节脊髓的水平面，以避免损伤角度偏斜。电源开关控制振动电机的启停，另一旋钮用于调节振动幅度。(B) 在完整椎板弓下方造成的0.75 mm背侧半横断损伤切口。
<img alt="带有不锈钢臂和U型槽的神经科学实验装置；受试者脑部手术暴露示意图。" src="/files/ftp_upload/50030/50030fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 2"> 
图 2. (A) 小鼠脊柱稳定装置，由U型槽和两个臂及连接件组成。小鼠置于C型槽中用于颈段脊髓损伤（SCI）实验，置于T型槽中用于胸段SCI实验。(B) 通过将臂置于侧块下方并拧紧拇指螺钉来固定颈椎。在不切除任何骨组织的情况下，暴露C5-6、C6-7和C7-T1椎板间的硬脑膜。
<img alt="组织学分析，不同厚度的染色组织切片：细胞分布研究。" src="/files/ftp_upload/50030/50030fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 3"> 
图3. 在矢状面观察到的四个背侧脊髓切割损伤，深度分别为0.5、0.8、1.1和1.4 mm（焦油紫和伊红染色），显示了该技术具有高度精确性。

一种可重复的新型技术 体内 描述了一种小鼠颈段脊髓切割损伤模型。该技术基于通过固定颈椎关节突实现脊柱稳定，并使用振荡刀片对脊髓进行切割，切割精度为±0.01 mm。

使用基因修饰小鼠可加深我们对多种神经系统疾病（如脊髓……）相关分子机制的理解

本实验的总体目标是建立一种可重复的小鼠脊髓撕裂性损伤模型。首先，将动物置于路易斯维尔损伤系统装置中，从后方暴露颈椎椎板。第二步，使用专门设计的稳定装置固定小鼠脊柱的目标椎体。接下来，在末端切除黄韧带后，确定椎板弓之间的目标脊髓区域。使用振荡刀片和微型驱动器，精确制作深度为0.75毫米的颈段背侧半切损伤。我们在实验室开发的这一技术的主要优势在于，能够非常精确地制造出撕裂性脊髓损伤模型。这一点非常重要，因为迄今为止所使用的技术，即剪刀或手术刀，会导致脊髓损伤不完全且不准确。我们现在拥有了避免脊髓挫伤、防止脊髓在切割装置作用下发生移位，以及减少脊髓损伤过程中过度出血的方法。通过使用这一技术，我们能够建立一种非常精确的方法，避免依赖视觉估计来判断脊髓损伤深度的传统方式。通过使用该技术，我们认为能够革新在撕裂模型中应用的实验性脊髓损伤方法，这一方法可能在轴突再生以及寻找脊髓损伤治疗方法方面具有内在重要性。演示该操作的是神经外科医生、本实验室的神经外科研究科学家 eing Jang。首先对以下手术器械进行灭菌：两到三把镊子、三把显微剪刀、30 号针头、显微 URS 缝线、持针器、皮肤夹和夹子施加器。随后对脊柱稳定器进行消毒，接着使用氯胺酮、赛拉嗪或三乙醇腹腔注射混合物对小鼠实施麻醉。接下来，剃除小鼠颈部的毛发。使用聚维酮碘溶液和70%酒精清洁皮肤。然后将小鼠转移至带有预热加热垫的手术台。 涂抹眼膏以防止角膜干燥。麻醉诱导后，从枕部至下颈椎皮下脂肪垫处沿后颈部正中线做皮肤切口。在显微镜下，在C2水平的斜方肌之间做正中皮肤切口，并将头半棘肌向外侧牵开。接下来，将中线肌肉切口向上延伸至作为可靠解剖标志的第二胸椎棘突。分离附着于第二胸椎棘突的肌肉组织，随后去除第二胸椎棘突的软骨部分。随后，使用显微剪刀从 C4 至 T2 节段双侧剥离椎板弓上的椎旁肌肉。操作起始于棘突旁侧，延伸至双侧椎板弓直至关节突关节。暴露外侧关节突后，将小鼠置于小鼠脊柱稳定器的 U 形槽内。然后将小鼠固定器的不锈钢臂双侧置于暴露的关节突下方。不锈钢臂就位后，拧紧其上的拇指螺钉，以在显微镜下固定脊柱。切除第五颈椎（C5）与第六颈椎（C6）椎板弓之间的黄韧带，以暴露椎板间隙下方的硬脊膜。使用30号针头制造一个小的硬脊膜切口，并用显微剪扩大硬脊膜切口。此时脊髓已准备好接受可控的切割损伤。在此操作中，将脊柱稳定器和小鼠放置在路易斯维尔损伤系统装置的平台上，该平台装有一把由微驱动器控制位置的刀片。通过三个运动方向，使用连接在振荡器上的2.3毫米平刃，在C5至C6椎板之间完成背侧半横断损伤。将振荡刀片的振幅设置为0.5毫米，因为较低的振幅可能降低完全脊髓切割的便利性。然后在显微镜下打开刀片振动开关，将小鼠的脊髓直接置于振动刀片下方。接下来，使用微驱动控制装置将载物台向振荡刀片方向抬升。当刀片刚好接触脊髓背静脉时，记录零位位置，脊髓损伤的深度将相对于此零位进行测量。然后，使用微驱动控制装置进一步抬升载物台的位置。微驱动旋钮旋转360度可使载物台升高0.25毫米。因此，当刀片开始切割脊髓时，旋转微驱动旋钮三圈即可造成0.75毫米深的背侧半横断损伤，同时用生理盐水灌洗润滑手术区域。到达预定深度后，关闭振动开关，将支撑小鼠及夹具的载物台从切割刀片处降下。用生理盐水冲洗手术部位以清除血液。然后用棉签擦干该区域，因为通常在一分钟内即可实现止血。最后，将小鼠从脊柱稳定器中取出，并用不锈钢钉闭合皮肤。Michelle夹子。通过将手臂置于侧块下方，然后锁紧拇指螺钉来固定颈椎，如图所示，无需去除任何骨质，即可暴露C5至C6、C6至C7以及C7至T1节段椎板间的硬脊膜。此处显示了在深度分别为0.5、0.8、1.1和1.4毫米处的四条背侧脊髓裂伤的矢状面观。这表明该技术具有高度的精确性。脊髓损伤模型制备中存在一个固有问题，即颈椎缺乏稳定。通过使用我们团队开发的脊柱稳定装置，现在能够实现颈椎的完全固定。这将有助于利用脊髓挫伤、脊髓注射以及将细胞移植至脊髓等方法，促进所有脊髓研究技术对脊髓损伤的增强作用。

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控制宫颈裂伤损伤小鼠

在小鼠中诱导实验性心肌梗死的手术操作首先在第三和第四肋骨之间进行左侧开胸，以暴露心脏前表面和左肺。随后结扎左冠状动脉，关闭胸腔，小鼠可自行恢复。...

小鼠冠状动脉结扎术的改良技术

来源：Gao, Z., et al. 一种通过脊前通路进行神经跨接移植术直接吻合的小鼠模型。 J. Vis. Exp.

直接重建颈神经以恢复小鼠前肢运动功能

我们介绍一种外科手术方法，用于诱导实验性缺血/再灌注（I/R）损伤，以模拟小鼠模型中的心肌梗死（MI），该方法可更清晰地定位左前降支动脉（LAD）上的结扎位置，从而提高小鼠MI实验的可重复性。...

通过左前降支动脉结扎建立心肌缺血-再灌注损伤的小鼠模型

光化学血栓法是一种微创且高度可重复的操作，可用于在脊髓中诱导局灶性缺血，是小鼠脊髓损伤的模型。...

光血栓法诱导的局灶性缺血作为小鼠脊髓损伤模型

我们介绍一种基于组织位移的挫伤性脊髓损伤模型，可在成年小鼠中产生一致的挫伤性脊髓损伤。...

一种基于组织位移的挫伤性小鼠脊髓损伤模型

本方案描述了如何在小鼠模型中创建精确的椎板切除术，以诱导稳定的横断型脊髓损伤，同时最大限度地减少附带损伤，适用于脊髓损伤研究。...

小鼠完全横断型脊髓损伤的诱导

脑实质内出血和神经炎症伴随脑挫伤可引发严重的继发性脑损伤。本方案详细介绍了小鼠可控性皮质冲击（CCI）模型，使研究人员能够研究出血性挫伤及创伤后免疫反应，并探索潜在的治疗方法。...

一种用于创伤性出血性挫伤和神经炎症研究的临床前可控皮层冲击模型

本文介绍了一种通过暂时性双侧颈总动脉结扎并结合夹闭法建立的小鼠视网膜缺血模型。该模型有助于理解由心血管异常引发的视网膜缺血的病理机制。...

一种通过短暂双侧颈总动脉阻塞诱导的缺血性视网膜损伤小鼠模型

微创技术与简易实验装置通过减少对实验动物的手术损伤并维持解剖形态，提高了脊髓损伤模型的可重复性。该方法具有重要价值，因为可靠的结果和可重复的操作流程有助于深入研究疾病修复的机制。...

基于微创技术建立小鼠挫伤性脊髓损伤模型

本方案通过在小鼠中模拟中央束综合征（CCS），提高了实验的可重复性，并最大限度地减少了对实验动物的操作损伤，避免过度破坏解剖结构。本研究的策略具有优势，因其能够产生一致的结果，从而有利于对损伤机制的研究。...

C57BL/6J 小鼠中央束综合征模型的建立

本方案描述了一种在小鼠模型中诱导子宫损伤的方法，并在随后的妊娠过程中进行下游分析。...

小鼠手术性子宫损伤模型及其后续妊娠结局

学习使用振荡刀片和脊柱稳定装置在小鼠中创建精确的颈椎脊髓裂伤模型。该技术通过固定目标椎骨并实现0.75毫米深度的可控损伤，为神经科学研究提供了高准确性的实验方法。

小鼠可控性宫颈撕裂损伤模型

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