Name: Die Erzeugung von iPS-derived Human Brain Organoide auf Modell Frühe Störungen der neurologischen Entwicklung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-04-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: Erfahren Sie die Erzeugung von iPSC-basierten menschlichen Gehirnorganoiden zur Modellierung früher neurologischer Entwicklungsstörungen. Diese Methode liefert reproduzierbare Ergebnisse für die Erforschung von Mikrozephalie und Neurogenese.

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Diese Arbeit wurde von der Fritz-Thyssen-Stiftung (Az.10.14.2.152) unterstützt. Wir sind dankbar, dass die Gewebeeinbettung Anlage und das Mikroskop Core Facility des ZMMK. Wir sind dankbar für die Diskussionen und technische von den Mitgliedern des Labors für Zentrosom und Zytoskelett Biologie unterstützt. Wir danken Li Ming Gooi das Manuskript für das Korrekturlesen.

1. Erzeugung von Brain Organoide (23 Tage) <ol><li> Initiierung von Neuroektoderms (5 Tage) HINWEIS: Die folgenden Punkte sollten vor dem Beginn der Differenzierung in Betracht gezogen werden. Die Umprogrammierung Methode (lentiviral-, Sendai-Virus-, Episomen oder microRNA-Basis etc.) menschlichen iPSCs erhalten sollte idealerweise die gleiche für alle Patienten und iPSC Leitungen steuern. Verschiedene Umprogrammierung Kits und Anweisungen auf der Grundlage veröffentlichter Protokolle sind 15, 16, 17, 18. Die Qualität der menschlichen iPSC Linien ist der Schlüssel für eine optimale Differenzierung zu erreichen. Überwachen Kolonie und der Zellmorphologie mit einem Mikroskop und validieren Pluripotenz durch Testen der Expression von Markern wie Oct3 / 4, Nanog oder TRA-1-60. <ol><li> Kultur menschlicher iPSCs unter feeder freien Bedingungen in Medium A auf einem Teller beschichtet mit Engelbreth-Holm-Swarm(EHS) Matrix. HINWEIS: Wachsen menschliche iPSCs feeder freie und serumfreien Kultur mit einem definierten Zustand zu erhalten und einen zusätzlichen Schritt zur Entfernung von embryonalen Maus-Feeder-Zellen (MEFs) vor Beginn der Differenzierung zu vermeiden. Die optimale Durchgangszahl für die menschlichen iPSCs zur Differenzierung im Bereich von Kanal 15 bei Neuprogrammierung zu Durchgang 70 insgesamt zu starten. Wenn Passagierung lösen hiPSC Kolonien als Zellen, die mit geringer mechanischer Belastung eine geeignete Zellentfernungslösung aggregate verwendet und eine 2-ml serologische Pipette Aggregate auf eine neue Schale zu übertragen. Vermeiden Sie Dissoziation auf einzelne Zellen, wie diese Differenzierung induzieren könnte und Apoptose in den meisten iPSC Linien. Es wurde berichtet , dass eine langfristige, Single-Cell - Passagierung genomische Veränderungen in der menschlichen 19 iPSCs erhöhen könnte, 20. Vermeiden Zellablösung Verfahren, die einen Zentrifugationsschritt erforderlich Entfernungslösung zu entfernen, da dies die Gesamtfähigkeit der iPSCs reduziert. Testalle Kulturen für mikrobielle Kontaminationen, insbesondere Mykoplasmen, auf einer regelmäßigen Basis, denn dies könnte die Qualität der iPS-Zellen und deren Differenzierungsfähigkeit verändern. <ol><li> Mantel eine 60 mm-Gewebekulturschale mit EHS-Matrix gemäß den Anweisungen des Herstellers. </li><li> Auftauen eines Aliquots von 1 × 10 6 menschlichen iPSCs. Same ist das iPSCs in einer 60-mm - Gewebekulturschale in beschichtet EHS - Matrix und die 5 ml Medium A (siehe Materialien Tabelle). Ändern Sie das Medium täglich und Durchgang nach 5 bis 7 Tagen, wenn die Zellen erreichen ~ 80% Konfluenz. HINWEIS: Die Passage die aufgetaute iPSCs bei 80% Konfluenz unter Verwendung von Standardverfahren, wie beispielsweise die enzymfreie Ablösung von Kolonien 21, mindestens einmal , bevor die Differenzierung beginnt. Kurz gesagt, entfernen Sie das iPSC Medium, waschen Sie die einmal Zellen mit vorgewärmten 37 ° C Dulbecco modifiziertem Eagle-Medium: Nährsalzgemisch F12 (DMEM / F12) und inkubieren Sie die iPS-Zellen nach Angaben des HerstellersReagenz A Anweisungen (siehe die Material Tabelle). Überschreiten Sie die empfohlene Inkubationszeit nicht um Dissoziation zu einzelnen Zellen zu vermeiden. Menschliche iPS sollte abgelöst und variabel als Aggregate werden, nicht als einzelne Zellen. Sie können dann auf neue EHS-Matrix-beschichteten Schalen übertragen werden; iPSC beispielsweise Aggregate, die aus einer 60-mm-Schale zu 4 neuen Schalen mit 60 mm verteilt werden kann. </li><li> Überprüfen Sie für Mykoplasmen mit einem Mycoplasma Detection Kit nach den Anweisungen des Herstellers. Verwenden Sie nur Mycoplasma frei iPSCs, wie Mykoplasmen die Differenzierungsfähigkeit von iPS-Zellen verändern können. </li></ol></li><li> Dissoziieren iPSCs (80% konfluent) und bereite Reagenz B. eine Einzelzellsuspension unter Verwendung von <ol><li> Waschen Sie die iPSCs einmal mit vorgewärmten (37 ° C) DMEM / F12. </li><li> Fügen vorgewärmten Reagens B ( zum Beispiel 1 ml in einer 60 mm - Schale) und inkubiere die iPSCs für 5 min bei 37 ° C und 5% CO 2. </li><li> Flick 20 mal mit einer Fingerspitze auf den Seiten und am Boden vondie Schale, die die iPSCs abzulösen. Überprüfen Sie für die Ablösung von Zellen unter dem Mikroskop. </li><li> Pipette, um die Zellsuspension nach oben und unten in der Schüssel 5 mal mit einer 1-ml-Mikropipette. </li><li> 3 ml Medium A 1 ml Reagens B zu verdünnen und die Zellsuspension in eine 15-ml-Zentrifugenröhrchen zu sammeln. </li><li> Spin-down vorsichtig die iPS-Zellen (500 × g) für 4 min bei Raumtemperatur. </li><li> Resuspendieren des Zellpellets in 1 ml Medium B, und die Zellzahl mit einem Hämozytometer zählen. Hinweis: Beachten Sie nur Medium B für Aufwirbelung mit. Vermeiden Medium A verwendet wird, da sie eine zu hohe Konzentration an bFGF enthält, die die Differenzierung inhibieren könnten. </li></ol></li><li> Verdünne die Zellsuspension auf 4,5 x 10 5 Zellen pro ml in Medium B , ergänzt mit 10 &amp; mgr; M rho-assoziiertes Protein - Kinase - Inhibitor (Y-27632). </li><li> Je 100 &amp; mgr; l pro Vertiefung in einer nicht-haftenden, V-Boden, 96-Well-Platte. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Zellen gleichmäßig im sus verteiltpension von der Röhre ausgeschüttelt, bevor 100 ul-Portionen Entnahme. Es ist wichtig, dass jede Vertiefung eine äquivalente Anzahl von Zellen, um Neurosphären enthalten sollte homogen in der Größe und Form (rund, definierten Oberflächen) zu erhalten. </li><li> Spin sanft die Platte mit den Zellen nach unten bei 500 xg und Raumtemperatur für 3 min und Inkubation bei 37 ° C und 5% CO 2. </li><li> Ändern Sie das Medium täglich um 50 &amp; mgr; l Entfernen und Hinzufügen von 50 &amp; mgr; l frischem Medium B in jede Vertiefung für die nächsten 5 Tage. </li></ol></li></ol> 2. Embedding Neurosphären in EHS-Matrix (4 Tage) <ol><li> Bereiten Neurosphäre Medium durch Vermischen der folgenden Bestandteile: 1: 1-Mischung aus DMEM / F12 und Medium C (v / v), 1: 200 (v / v) Supplement 1, 1: 100 (v / v) Ergänzung 2 ohne (w / o) Vitamin A, 1: 100, L-Glutamin, 0,05 mM nicht-essentielle Aminosäuren (MEM), 100 U / ml Penicillin, 100 ug / ml Streptomycin, 1,6 g / L insulin, und 0,05 mM β-Mercaptoethanol. </li><li> Sammeln Sie die Neurosphären witha 200 &amp; mgr; l Mikropipette eine ~ 2 mm Spitze zuvor geschnitten mit einer sterilen Schere verwenden. </li><li> Platzieren Sie die Neurosphären etwa 5 mm voneinander entfernt auf Paraffinfilm (3 x 3 cm 2) in einer leeren 100 - mm - Schale und vorsichtig entfernen , so viel des verbleibenden Mediums wie möglich. </li><li> Einen Tropfen (7 &amp; mgr; l) von EHS Matrix auf jeden einzelnen Neurosphäre. </li><li> Inkubieren der Matrix mit den EHS Neurosphären für 15 min in einem Inkubator abfällt. </li><li> Waschen Sie die Neurosphären vorsichtig aus dem Paraffinfilm, indem sie mit Neurosphere Spülmedium. Zu spülen, verwenden, um eine 1 ml-Mikropipette und 100 mm-Petrischale, die 10 ml Medium Neurosphäre. </li><li> Inkubiere die Neurosphären für die nächsten 4 Tage und mit 2 ml frischem Neurosphere Medium am Tag 2. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Regale in dem Inkubator flach sind, so dass die EHS-Matrix eingebettete Neurosphären nicht zusammen auf einer Seite des Tellers verklumpen werden. </li></ol> 3. Organoide in einem Rotations SuspensionKultur (14 Tage) <ol><li> Bereiten brain organoiden Medium durch Vermischen der folgenden Bestandteile: 1: 1-Mischung aus DMEM / F12 und Medium C (v / v), 1: 200 (v / v) Supplement 1, 1: 100 (v / v) Ergänzung 2 w / o Vitamin A, 1: 100, L-Glutamin, 0,05 mM MEM, 100 U / ml Penicillin, 100 ug / ml Streptomycin, 1,6 g / l Insulin, 0,5 uM Dorsomorphin, 5 &amp; mgr; M SB431542 und 0,05 mM β-Mercaptoethanol. </li><li> 100 ml Gehirn organoiden Medium zu jedem Zentrifugenkolben durch seine Seitenarme und sie in einem Inkubator für die Vorwärmung für mindestens 20 min. </li><li> Stellen Sie ein mitreißendes Programm bei 25 Umdrehungen pro Minute auf, nach dem Anweisungen des Herstellers. HINWEIS: Bevor Sie die EHS-Matrix eingebettete Neurosphären in Rotationskolben übertragen, stellen Sie sicher, dass sie alle voneinander getrennt sind. Wenn zwei oder mehr durch EHS-Matrix verbunden sind, trennen sie von der Verbindungsmatrix mit einem Skalpell geschnitten wird. </li><li> übertragen sorgfältig die EHS-Matrix eingebettet Neurosphären in Rotationskolben, enthaltend 100 ml Medium organoiden using eine 2 ml serologische Pipette. Verwenden, um die Seitenarme des Spinner-Flasche, die Neurosphären in den Kolben zu übertragen. </li><li> Platzieren Sie die spinner flasks auf einem Magnetrührstab Plattform in einem Inkubator bei 37 ° C und 5% CO 2; dies ist Tag 0 der organoiden Kultur. </li><li> Ändern Sie das Medium einmal pro Woche (oder öfter, wenn es eine Farbänderung) um die Hälfte des Mediums entfernt und Zugabe der gleichen Menge an frischem Medium. HINWEIS: aus dem Inkubator Wenn die Spinnerflaschen nehmen, warten 3-5 min die Organoide sinken bis auf den Boden des Kolbens zu lassen. Entfernen des Mediums durch die Glaspipettenspitze Platzierung (mit einer Pumpe) auf der Oberfläche der Flüssigkeit; anzusaugen, das Medium vorsichtig durch eine Seitenöffnung / Arm des Kolbens. Diese Manipulationen müssen unter der laminaren Haube erfolgen. </li></ol> 4. Analyse von Brain Organoide <ol><li> Fixierung von Organoiden <ol><li> Sammeln Sie die Organoide am Tag 14 der Rührflasche Kultur with einen Schnitt 1 mL Mikropipette (cut ~ 5 mm). Legen Sie alle von ihnen in einer 60-mm-Schale und waschen Sie sie einmal mit 5 ml warmem DMEM / F12 für 3 min. </li><li> Vorbereiten ein 1,5-ml-Röhrchen mit 500 &amp; mgr; l warm 4% Paraformaldehyd (PFA). Achtung: Tragen Sie Haut- und Augenschutz und das Arbeiten unter der Schutzhaube bei PFA Fixativ Handhabung. </li><li> Platzieren jeder organoiden separat in jedem Röhrchen und fixieren sie für mindestens 30 min bei Raumtemperatur. Sie nicht die Organoide länger als 60 min beheben. Um die Organoide zu bewegen, eine Impföse oder andere devise verwenden, die bequem ist. </li><li> Entfernen Sie die PFA und wäscht die Fest Organoide zweimal für jeweils 10 min mit 1 ml PBS. </li><li> Lagern Sie die Organoide in 1 ml PBS bei 4 ° C für bis zu 7 Tage, bis zur weiteren Verwendung. </li></ol></li><li> Das Einbetten der Organoide für Kryoschneiden <ol><li> Entfernen Sie die PBS und füge 1 ml 30% Saccharose in destilliertem Wasser Lösung pro Röhrchen der Organoiden zu entwässern, bevor sie cryofreezing; nach der Zugabe von Sucrose Lösung sollte die Organoide an der Oberfläche schwimmen. Lagern Sie die Organoide über Nacht in Saccharose-Lösung bei 4 ° C; am nächsten Tag haben die Organoide sollten den Boden des Röhrchens herabgesunken. HINWEIS: Organoide kann für bis zu 3-5 Tage bei 4 ° C in einer Zuckerlösung bei Bedarf gespeichert werden. </li><li> Füllen eine Vinylprobenform mit 400 ul optimaler Schnitttemperatur (OAT) -Verbindung und die Verwendung eine Impföse eine organoiden in der Mitte der Form zu platzieren. Beschriften den Rand der Form mit dem Probennamen. </li><li> Einfrieren die organoiden haltigen Form bei -80 ° C bis Kryoschneiden. </li><li> Coat Glas cryoslides mit 0,1% Poly-L-Lysin-Lösung (PLL) in PBS für 5 min bei Raumtemperatur und ließ die Objektträger trocknen 3 Stunden. Lagern Sie die Folien bei 4 ° C und erwärmen sie vor dem Gebrauch auf Raum gemäßigten bis. HINWEIS: Die PLL-Beschichtung ist ein wichtiger Schritt, da er die organoiden Scheiben aus davonzuschweben zu verhindern. Sammeln und Speichern von PLL-Lösung bei 4 ° C für bis zu 3Monate. Vor der Wiederverwendung filtert es mit einer 0,22-um-Spritze und lassen Sie es auf Raumtemperatur warm. </li><li> Abschnitt cryofrozen Organoiden in 20-50 um dicke Scheiben auf PLL-beschichtete Glas cryoslides 22. Lassen Sie die Folien mit den Abschnitten 1 h bei Raumtemperatur trocknen. Speichern der Abschnitte bei -80 ° C bis zur Weiterverarbeitung. </li></ol></li></ol> 5. Immunfluoreszenzanfärbung von organoiden Sections HINWEIS: Für die allgemeine Charakterisierung von Organoiden, mit nestin Färbung, ein neuralen Vorläufer Marker und TuJ1, ein pan-neuronalen Marker, wird empfohlen. Als weitere Beispiele, Immunofluoreszenzfärbung mit phospho-Vimentin (p-VIM), die mitotische apikalen radialen Gliazellen Etiketten und Arl13b, für Flimmer, werden beschrieben. Um zu testen, die Apoptose, verwenden Sie die Desoxyribonukleotidyltransferase (TdT) dUTP Nick-End Labeling (TUNEL) -Test. Legen Sie die Folien in einer Kunststoff-Box während der Inkubationen sie vor Staub zu schützen, Licht,und auszutrocknen. <ol><li> Tauen Sie die Folien für 30 Minuten bei Raumtemperatur. </li><li> Waschen des Objektträgers zweimal mit 200 ul PBS-Glycin (0,225 g Glycin in PBS) für 3 min, um die PFA-induzierte Autofluoreszenz zu löschen. </li><li> Permeabilisieren die Abschnitte mit 200 ul 0,5% Triton X100 / 0,1% Tween in PBS-Lösung für 10 min bei Raumtemperatur. </li><li> Waschen Sie sie zweimal mit 200 ul PBS-Glycin-Lösung für 3 min. </li><li> Inkubieren sie mit 200 ul 0,5% Fischgelatine / 0,1% Triton X100 in PBS für 1 h bei Raumtemperatur oder über Nacht bei 4 ° C Bindung unspezifischer Antigen zu blockieren. HINWEIS: Wenn ein TUNEL-Test erforderlich ist, führen Sie den Test gemäß dem Protokoll des Herstellers. Beginnen Sie mit dem TUNEL-Test vor der Immunfärbung durchgeführt wird, wie es mit sekundären Antikörpern stören könnten und Fluorophore löschen, wenn danach verwendet. </li><li> Verdünne die Antikörper in Blocking-Lösung in den folgenden Konzentrationen: Nestin, 1: 200; p-Vim, 1: 500; TuJ1, 1: 200;Arl13b, 01.20; und sekundärer Antikörper, 1: 1000. </li><li> Inkubieren mit 200 &amp; mgr; l der ersten primären Antikörpern (zB Nestin) für 1-2 h bei Raumtemperatur oder über Nacht bei 4 ° C. </li><li> Waschen 3 x 3 min mit 200 ul Blockierungslösung. </li><li> Verdünne die erste (anti-Maus 488) Sekundärer Antikörper: 1: 1000 in Blocking-Lösung und den Objektträgers in 200 &amp; mgr; L für 1-2 h bei Raumtemperatur inkubieren. Von nun an schützt immer die Folien aus Licht. </li><li> Waschen 3 x 3 min mit 200 ul Blockierungslösung. </li><li> Inkubieren mit 200 &amp; mgr; l des nächsten primären Antikörper (zB TuJ1) für 1-2 h bei Raumtemperatur oder über Nacht bei 4 ° C. </li><li> Waschen 3 x 3 min mit 200 ul Blockierungslösung. </li><li> Füge 200 &amp; mgr; L des nächsten sekundären Antikörpers (Anti-Kaninchen-647) für 1-2 h bei Raumtemperatur. </li><li> Waschen 3 x 3 min. mit 200 ul Blockierungslösung. </li><li> Füge 200 &amp; mgr; l von 4&#39; , 6-Diamidino-2-phenylindol (DAPI) in einer 30 nM concentration in PBS für 15 min bei Raumtemperatur für die Kernfärbung. </li><li> Waschen 2 x 3 min mit 200 ul Blockierungslösung. </li><li> Wäsche 1 x 1 min mit 200 ul destilliertem Wasser und lassen die Abschnitte für 10-20 min trocknen, bis kein offensichtlicher Wassertropfen mehr sichtbar ist. </li><li> Montieren der Schnitte mit Medium einbettet. Lagern Sie sie von Licht bei 4 ° C geschützt bis zu mehreren Wochen. </li><li> Fahren Sie mit der mikroskopischen Analyse zu Bild einen Überblick über die organoiden, ventrikulären Zone, primitive Kortikalplatte und andere Bereiche von Interesse. </li><li> Verwenden , um ein konfokales Mikroskop mit einem Objektiv und 63X Ölfluoreszenzfilter, ausgewählt gemäß dem Fluoreszenzfarbstoff-markierten Sekundärantikörper 1 verwendet wird , 10. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

MCPH ist eine komplexe menschliche Erkrankung des Nervensystems , die nicht in Tiermodellen in vivo oder in einfachen menschlichen Zellkulturansätze in vitro rekapituliert werden kann. Die klinische Manifestation der MCPH beginnt während des ersten Trimesters zu erscheinen, wenn sie früh beginnt die Neurogenese. Somit stellen die 3D Gehirn Organoide ein zuverlässiges experimentelles System MCPH Entwicklung zu modellieren. Darüber hinaus 3D menschliches Gehirn Organoide ist ein idealer Ansatz, da i) sie...

Menschliche Entwicklung des Nervenstörungen, wie Mikrozephalie, nur schlecht in Tiermodellen untersucht werden, aufgrund der Tatsache, dass das menschliche Gehirn haben eine erweiterte kortikalen Oberfläche, ein einzigartiges Merkmal der sich von nicht-menschlichen Tieren. Dieser Aspekt macht die menschliche Entwicklung des Gehirns einen komplexen Prozess, der nicht ausreichend in einem 2D untersucht werden, in vitro Zellkultursystem. Schwellen 3D-Kulturtechniken ermöglichen die Erzeugung von gewebeähnlichen Organoide aus induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS). Die in - vitro - Differenzierung von pluripotenten Stammzellen in einer 3D - Suspensionskultur ermöglicht die Bildung von verschiedenen Zelltypen in einer angemessenen und regionsspezifische Weise, was zu einem organisierten, geschichteten Gewebe 1, 2, 3. Dank Laboratorien, die 3D-Kulturtechnologien Pionierarbeit geleistet und die Komplexität der Organbildung entmystifiziert, aus Stammzellen beginnen,entwickeln wir eine robuste Methode Gehirn Organoide der Erzeugung frühe Ereignisse der menschlichen Gehirn Entwicklung zu beschreiben und Mikrozephalie in vitro 1, 2, 3 zu modellieren. Es ist bemerkenswert , dass wir die ursprüngliche Methode , entwickelt von Lancaster et al angepasst. zerebrale Organoide 1 zu erzeugen. Diese Methode wurde nach unseren experimentellen Anforderungen modifiziert. Das Ziel einer Studie von Gabriel et al. war die zellulären und molekularen Mechanismen der neuronalen Stammzell Wartung während der Entwicklung des Gehirns zu untersuchen. Um dies zu tun, wurde eine mechanistische Studie durch die Analyse von neuralen Vorläuferzellen (NSC) in 3D durchgeführt Gehirn Organoide von einem Patienten stammte Mikrocephalie 4. Dieser Patient trug eine Mutation in CPAP, ein konserviertes Protein zentrosomalen für Zentrosom Biogenese 5 erforderlich. Eine weithin akzeptierte hypoThese ist , dass Mikrocephalie das Ergebnis einer Erschöpfung des NPC - Pools ist, und dies könnte entweder zum Zelltod oder zu einem vorzeitigen Differenzierung 1, 6, 7, 8, 9 liegt. Durch die Analyse der ventrikulären Zonen (VZs) von Mikrocephalie brain Organoiden, wurde gezeigt , dass eine beträchtliche Anzahl von NSC asymmetrischer Zellteilung zu unterziehen, im Gegensatz zu Gehirn Organoide von einem gesunden Spender stamm 4. Umfangreiche mikroskopische und biochemische Analysen von microcephalic Gehirn Organoide ergab eine unerwartete Rolle für CPAP in rechtzeitige Zilien Demontage 4. Insbesondere mutierte CPAP mit retardierten cilium Demontage- und verzögerte Zellzyklus - Wiedereintritt verbunden ist , auf die Differenzierung von vorzeitiger NSC führenden 4. Diese Ergebnisse legen nahe, eine Rolle für Zilien in Mikrozephalie und thEIR Beteiligung während der Neurogenese und Gehirngröße Kontrolle 10. Der erste Teil dieses Protokolls ist eine Beschreibung eines dreistufigen Verfahrens homogene brain Organoiden zu erzeugen. Wie bereits erwähnt, wurde das ursprüngliche Lancaster Protokoll angepasst und modifiziert unser Ziel 1 zu entsprechen. Erstens sind menschliche iPSCs Kultur in einem definierten feeder freien Zustand auf Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) Matrix. Dieser Schritt vermeidet die Variationen von Feeder-abhängigen pluripotenten Stammzellkulturen. In diesem Protokoll zur Induktion neuronaler Differenzierung zu bilden direkt von iPSCs neuralen Epithel beginnt. Durch den Embryoidkörper (EB) Bildungsschritt übersprungen, die neurale Differenzierung erfolgt in einer kontrollierteren und Weise gerichtet. Dieser Ansatz begrenzt die spontane und ungerichteten Bildung anderer Keimzellschichten, wie Mesoderm und Endoderm. Durch dieses Protokoll anwenden, können Neurosphären neuronale Rosetten enthalten am Tag geerntet werden 5 für EHS-Matrix und Einbettung stationäre Suspensionskultur. Das organoiden Medium für den dritten Schritt unseres Protokolls verwendet wird mit Dorsomorphin und SB431542 ergänzt. Dorsomorphin ist ein niedermolekularer Inhibitor von knochenmorphogenes Protein (BMP) und SB431542 hemmt die TGF &amp; bgr; / Activin / Knoten Signalweg. Die Kombination dieser Faktoren könnte neuronale Differenzierung mehr fördert effizienter als Retinsäure allein 11, 12, 13, 14. Insgesamt ermöglichen diese Modifikationen die reproduzierbare Erzeugung von brain Organoide mit minimalen Variationen in Organoiden. Wichtig ist, dass diese Methode microcephalic Gehirn Organoide von Patienten zu iPSCs robust erzeugt aufgebracht, die Mutationen in Genen tragen, die Zentrosomen und Zellzyklusdynamik beeinflussen. Der zweite Teil dieses Protokolls gibt Anweisungen br vorzubereitenain Organoide für die Analyse und Interpretation von zellulären Defekte in Mikrozephalie. Dazu gehören Fixierung, Kryoschneiden, Immunofluoreszenzfärbung und konfokale mikroskopische Analyse. Dieses Protokoll wird dem Leser eine detaillierte Beschreibung der erwarteten Ergebnisse liefern und mit Anleitung zur Interpretation.

<table><tbody><tr><td>Anti-Maus 488</td><td>Invitrogen</td><td>A-11001</td><td>Ziege Anti-Maus IgG (H+L) Sekundärer Antikörper, Alexa Fluor 488</td></tr><tr><td>Anti-Kaninchen 647</td><td>Invitrogen</td><td>A-21245</td><td>Ziege Anti-Kaninchen IgG (H+L) Sekundärer Antikörper, Alexa Fluor 647</td></tr><tr><td>Arl13b</td><td>proteintech</td><td>17711-1-AP</td><td>ARL13B Kaninchen polyklonaler Antikörper</td></tr><tr><td>CELLSPIN System</td><td>IBS Integra Bioscience</td><td>183001</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Sigma-Aldrich, US</td><td>32670</td><td>4&prime;,6-Diamidino-2-phenylindol-dihydrochlorid; mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>DMEM/F-12</td><td>Gibco, USA</td><td>31331093</td><td>Dulbecco's Modified Eagle Medium: Nährstoffmischung F-12&nbsp;</td></tr><tr><td>Dorsomorphin</td><td>Sigma-Aldrich, US</td><td>P5499</td><td>Verbindung C; mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>Einbettmedium</td><td>AppliChem</td><td>A9011, 0100</td><td>Mowiol; Einbettungsmedium; mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) Matrix</td><td>Corning</td><td>354277</td><td>Matrigel hESC-qualifizierte Matrix; wichtig: hESC-qualifiziert</td></tr><tr><td>Fischgelatine&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, US</td><td>G7765-250ML</td><td>Gelatine aus Kaltwasserfischhaut; mehrere Lieferanten; Autoklav nach Zugabe zu PBS zum Auflösen und Sterilisieren, lagern bei 4 & Grad; C</td></tr><tr><td>Glycine</td><td>AppliChem</td><td>A1067,1000</td><td>Glycin für die Molekularbiologie; mehrere Anbieter&nbsp;</td></tr><tr><td>Impfschlaufe mit Nadel, Einweg (1 & Mikro; L)</td><td>Sigma Aldrich, US</td><td>BR452201-1000EA</td><td>mehrere Lieferanten&nbsp;</td></tr><tr><td>Insulin</td><td>Sigma-Aldrich, US</td><td>I3536-100MG</td><td>mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>L-Glutamin</td><td>Gibco, USA</td><td>25030081</td><td>L-Glutamin (200 mM)</td></tr><tr><td>Medium A</td><td>Stammzelltechnologien</td><td>#05850</td><td>mTeSR1 (hiPSC medium)</td></tr><tr><td>Medium B</td><td>Stammzelltechnologien</td><td>#05835</td><td>Neuronales Induktionsmedium (NIM); neuronales Differenzierungsmedium</td></tr><tr><td>Medium C</td><td>Gibco, US</td><td>21103049</td><td>Neuronales Basalmedium</td></tr><tr><td>MEM</td><td>Gibco, USA</td><td>11140035</td><td>MEM-Lösung für nicht-essentielle Aminosäuren (100x)</td></tr><tr><td>MycoAlert Mycoplasma-Nachweiskit</td><td>Lonza, Schweiz</td><td>#LT07-218</td><td>Mykoplasmen-Nachweiskit; mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>Nestin</td><td>Novus Biologika</td><td>NBP1-92717</td><td>Monoklonaler Nestin-Maus-Antikörper (4D11)</td></tr><tr><td>Paraformaldehyd (PFA)</td><td>AppliChem</td><td>A3813, 0500</td><td>4% in PBS, Lösung bei -20 &° lagern; C; Achtung: Haut- und Augenschutz tragen und unter der Motorhaube arbeiten&nbsp;</td></tr><tr><td>PBS Tabletten</td><td>Gibco, US</td><td>18912014</td><td>Hersteller anzeigen&akut; s Anweisungen; mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin (10.000 U/ml)</td><td>Gibco, USA</td><td>15140122</td><td>Mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>Poly-L-Lysin-Lösung (PLL)</td><td>Sigma-Aldrich, US</td><td>P8920-100ML</td><td>Mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>pVim</td><td>MBL</td><td>D076-3S</td><td>Phospho-Vimentin (Ser55) mAb</td></tr><tr><td>Reagenz A&nbsp;</td><td>Stammzelltechnologien</td><td># 05872</td><td>Anmerkung zu Protokoll 1.1.1.2; ReLSR (Enzymfreies humanes ES- und iPS-Zellselektions- und Passage-Reagenz); Bitte folgen Sie dem Hersteller&Akut; S-Protokoll; alternative Produkte von mehreren Lieferanten verfügbar</td></tr><tr><td>Reagenz B&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, US</td><td>A6964-100ML</td><td>Accutase-Lösung ist eine enzymatische Lösung für die Einzelzelldissoziation; mehrere Lieferanten; Protokoll 1.1.2 "enzymatische Zelldissoziationslösung" &nbsp;</td></tr><tr><td>Forschung Kryostat Leica CM3050 S</td><td>Leica biosystems</td><td>CM3050 S</td><td>Mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>SB431542</td><td>Selleckchem.com</td><td>S1067</td><td>Mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>Spinnerkolben 250 mL</td><td>IBS Integra Bioscience</td><td>182026</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>AppliChem</td><td>A4734, 1000</td><td>Mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>Superfrost ultra plus Objektträger</td><td>Thermo scientific, US</td><td>J3800AMNZ</td><td>Objektträger sollten mit einem "+" gekennzeichnet und positiv geladen sein</td></tr><tr><td>Beilage 1</td><td>Gibco, US</td><td>17502048</td><td>N-2 Ergänzung (100x)</td></tr><tr><td>Beilage 2 ohne Vitamin A</td><td>Gibco, US</td><td>12587010</td><td>B-27 Ergänzung (50x), abzüglich Vitamin A; mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>Tissue-Tek Cryomold</td><td>Sakura, NL</td><td>4565</td><td>Mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>Tissue-Tek O.C.T. Compound</td><td>Sakura, NL</td><td>4583</td><td>Mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>AppliChem</td><td>A1388,0500</td><td>Mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>TUJ1</td><td>Sigma-Aldrich, US</td><td>T2200</td><td>&beta;-Tubulin III (Kaninchen polyklonal)</td></tr><tr><td>TUNEL-Assay</td><td>Promega, US</td><td>G3250</td><td>DeadEnd Fluorometrisches TUNEL-System; mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>Tween 20 für die Molekularbiologie</td><td>AppliChem</td><td>A4974,0500</td><td>Mehrere Lieferanten</td></tr><tr><td>wasserdichte Folie</td><td>BEMIS Company, Inc.</td><td>PM996</td><td>Parafilm " M&rdquo;; mehrere Anbieter</td></tr><tr><td>Y-27632&nbsp;</td><td>Selleckchem.com</td><td>S1049</td><td>ROCK-Inhibitor (Y-27632 2HCL);</td></tr> <tr><td>mehrere Lieferanten&beta;-Mercaptoethanol</td><td>Gibco, US</td><td>31350010</td><td>2-Mercaptoethanol (50 mM); mehrere Lieferanten</td></tr></tbody></table>

die erzeugung von ips-derived human brain organoide auf modell frühe störungen der neurologischen entwicklung

Generation of iPSC-derived Human Brain Organoids to Model Early Neurodevelopmental Disorders

Die eingeschränkte Verfügbarkeit geeigneter In-vitro-Modelle, die die komplexe Entwicklung des menschlichen Gehirns zuverlässig darstellen können, ist ein erheblicher Engpass, der die Umsetzung der Hirngrundlagenforschung in die klinische Anwendung einschränkt. Während induzierte pluripotente Stammzellen (iPSCs) die ethisch fragwürdigen humanen embryonalen Stammzellen ersetzt haben, bleiben iPSC-basierte neuronale Differenzierungsstudien auf zellulärer Ebene deskriptiv, liefern aber nicht adäquat die Details, die aus einem komplexen, menschlichen 3D-Hirngewebe abgeleitet werden könnten. 
Diese Lücke wird nun durch die Anwendung von iPSC-abgeleiteten 3D-Gehirn-Organoiden gefüllt, "Gehirne in einer Schale", die viele Merkmale der komplexen menschlichen Gehirnentwicklung modellieren. Hier wird eine Methode zur Erzeugung von iPSC-abgeleiteten 3D-Hirn-Organoiden beschrieben. Die Organoide können bei der Modellierung der autosomal-rezessiven primären Mikrozephalie (MCPH) helfen, einer seltenen neurologischen Entwicklungsstörung beim Menschen. Eine weithin akzeptierte Erklärung für die Hirnfehlbildung bei MCPH ist eine Erschöpfung des neuralen Stammzellpools in den frühen Stadien der menschlichen Gehirnentwicklung, ein Entwicklungsdefekt, der in vitro schwer nachzustellen oder zu beweisen ist.
Um MCPH zu untersuchen, haben wir iPSCs aus patienteneigenen Fibroblasten erzeugt, die eine Mutation im zentrosomalen Protein CPAP tragen. Durch die Analyse der ventrikulären Zone von Mikrozephalie-3D-Hirnorganoiden konnten wir die vorzeitige Differenzierung der neuralen Vorläuferzellen zeigen. Diese 3D-Gehirnorganoide sind ein leistungsfähiges In-vitro-System, das bei der Modellierung angeborener Hirnstörungen hilfreich sein wird, die durch neurotoxische Chemikalien, neurotrophe Virusinfektionen oder vererbte genetische Mutationen induziert werden.

Die Erzeugung von brain Organoide erfordert mindestens drei Wochen ununterbrochener Kultivierung (1A). Um reproduzierbare Ergebnisse zu erreichen, empfehlen wir, dass die Forscher jeden Schritt dokumentiert und, was wichtig ist, vermeidet jegliche Änderungen in Bezug auf Medienkomponenten, Zeitpunkte und die Handhabung von Zellen. Hier geben wir einen Überblick darüber, wie zu beurteilen, ob kritische Meilensteine ​​erreicht, um sich Organoide von ausreichender Qualität ...

Die Modellierung der menschlichen Gehirnentwicklung wurde aufgrund der beispiellosen Komplexität des neuronalen Epithelgewebes behindert. In dieser Arbeit wird eine Methode zur robusten Generierung von Hirnorganoiden beschrieben, um frühe Ereignisse der menschlichen Gehirnentwicklung abzugrenzen und Mikrozephalie in vitro zu modellieren.

Die Erzeugung von iPS-derived Human Brain Organoide auf Modell Frühe Störungen der neurologischen Entwicklung

The restricted availability of suitable in vitro models that can reliably represent complex human brain development is a significant bottleneck that ...

Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls zur Erzeugung von aus iPSCs abgeleiteten menschlichen Gehirnorganoiden besteht darin, frühe menschliche neurodevelopmentale Störungen zu modellieren. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der menschlichen Gehirnentwicklung zu beantworten, beispielsweise welche Rolle Synthesomen und Zilien bei der neuartigen Neurogenese und der primären Mikrozephalie spielen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie ein robustes und schnelles Modell darstellt, um reproduzierbare Ergebnisse aus aus Patienten-iPSCs abgeleiteten Gehirnorganoiden zu erhalten.Die Prozedur wird Elke Gabriel, eine Postdoktorandin aus meinem Labor am Zentrum für Molekulare Medizin in Köln, demonstrieren. Beginnen Sie das Verfahren, indem Sie die Neurosphären mit einer 200-Mikroliter-Mikropipette und einer zuvor mit sterilen Scheren abgeschnittenen 2-Millimeter-Spitze aufsammeln. Anschließend platzieren Sie die Neurosphären etwa fünf Millimeter voneinander entfernt auf einer Paraffinfolie in einer 100-Milliliter-Schale.Und entfernen Sie vorsichtig so viel wie möglich vom verbleibenden Medium. Geben Sie dann einen Tropfen EHS-Matrix auf jede einzelne Neurosphäre. Inkubieren Sie die Tropfen mit der EHS-Matrix und den Neurosphären 15 Minuten lang bei 37 Grad Celsius.Anschließend spülen Sie die Neurosphären vorsichtig vom Paraffinfilm ab, indem Sie sie mit Neurosphärenmedium überspülen. Danach inkubieren Sie die Neurosphären für die folgenden vier Tage und geben am zweiten Tag zwei Millimeter frisches Neurosphärenmedium hinzu. Fügen Sie in diesem Verfahren über die Seitenarme jeweils 100 Milliliter Gehirnorganoid-Medium zu jedem Rührkolben hinzu.Und erwärmen Sie das Medium im Inkubator auf 37 Grad Celsius für mindestens 20 Minuten vor. Stellen Sie dann sicher, dass alle Neurosphären getrennt sind. Falls zwei oder mehr über die EHS-Matrix verbunden sind, trennen Sie sie, indem Sie die verbindende Matrix mit einem Skalpell durchschneiden.Richten Sie ein Rührprogramm mit 25 U/min ein. Überführen Sie die in der EHS-Matrix eingebetteten Neurosphären vorsichtig in die Rundkolben mit 100 Milliliter Organoid-Medium. Danach platzieren Sie die Rundkolben gleichmäßig auf einer magnetischen Rührplattform im Inkubator für 14 Tage bei 37 Grad Celsius.Dies ist der Tag null der Organoidkultur. Wechseln Sie das Medium einmal pro Woche, indem Sie die Hälfte des Mediums entfernen und die gleiche Menge frisches Medium hinzufügen. In diesem Schritt sammeln Sie die Organoiden am Tag 14 aus der Rührtöpfchenkultur mit einer vorgeschnittenen Ein-Milliliter-Mikropipette.Geben Sie alle in eine 60 Millimeter große Petrischale und waschen Sie sie einmal mit fünf Milliliter warmem DMEM F12 für drei Minuten. Danach bereiten Sie ein 1,5-Milliliter-Röhrchen mit 500 Mikrolitern warmem, 4 %igem PFA vor. Legen Sie jedes Organoid einzeln in ein separates Röhrchen und fixieren Sie sie 30–60 Minuten bei Raumtemperatur.Anschließend die Organoiden mit einem Inokulationsloop entnehmen. Danach PFA entfernen und die fixierten Organoiden zweimal für jeweils 10 Minuten mit einem Milliliter PBS waschen. Im Anschluss die Organoiden für bis zu 7 Tage bei vier Grad Celsius in einem Milliliter PBS zur weiteren Verwendung lagern.Um die Organoiden für die Kryoschnittpräparation einzubetten, entfernen Sie das PBS und geben Sie 1 Milliliter einer 30%igen Saccharoslösung in jedes Röhrchen, um die Organoiden vor dem Einfrieren zu dehydrieren. Nach Zugabe der Saccharoslösung sollten die Organoiden an der Oberfläche schwimmen. Lagern Sie die Organoiden über Nacht in der Saccharoslösung bei vier Grad Celsius.Am nächsten Tag sollten die Organoide auf den Boden des Röhrchens gesunken sein. Danach füllen Sie eine Vinyl-Form mit 400 Milliliter OCT-Verbindung und verwenden eine Inokulationsnadel, um ein Organoid in die Mitte der Form zu legen.Beschriften Sie den Rand der Form mit dem Probennamen. Anschließend gefrieren Sie die organoidhaltige Form bei minus 80 Grad Celsius bis zur Kryoschnittechnik. Danach beschichten Sie die Glas-Kryoschnitte mit 0,1 % PLL und PBS für fünf Minuten bei Raumtemperatur. Anschließend die Objektträger drei Stunden lang trocknen lassen. Die Objektträger bei vier Grad Celsius lagern und vor der Verwendung auf Raumtemperatur erwärmen. Danach die kryo-gefrorenen Organoiden in 20 bis 50 Mikrometer dicke Schnitte auf den PLL-beschichteten Glas-Cryoträgern schneiden.Lassen Sie die Schnitte eine Stunde lang bei Raumtemperatur trocknen und lagern Sie die Schnitte bis zur weiteren Verarbeitung bei minus 80 Grad Celsius. Immunfluoreszenz-Aufnahmen von kryoseziierten Organoiden, die ein typisches VZ und die primitive kortikale Platte zeigen. Das VZ erstreckt sich von der apikalen Seite bis zur basalen Seite.Beachten Sie, dass die Zellen innerhalb der VZ palisadenartige Kerne aufweisen, was darauf hindeutet, dass es sich um radiale gliale Zellen handelt. Das rechte Panel zeigt die immunfluoreszenzfarbliche Markierung von nestinpositiven NPCs innerhalb der VZ sowie TUJ1-positiver Neuronen in der primitiven kortikalen Platte. Hier sind zwei Beispiele von VZs dargestellt, die mit PVIM und ARL 13B gefärbt wurden.Die Bereiche, die durch weiße Quadrate markiert sind, werden vergrößert dargestellt. Apikale radiale Gliazellen, die sich an der apikalen Seite der VZ teilen, sind PVIM-positiv. Die Teilungsebene einer Zelle in der Anaphase verläuft horizontal zur Lumenoberflächenlinie, die durch die ARL-13B-Färbung markiert ist.Wenn die Technik einmal beherrscht ist, kann sie bei korrekter Durchführung innerhalb von 23 Tagen durchgeführt werden. Bei der Anwendung dieses Verfahrens ist es wichtig, regelmäßige Qualitätskontrollen und Mikroplasmakontrollen an den Kulturen durchzuführen. Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik den Forschern auf dem Gebiet der neurobiologischen Entwicklung den Weg, die Mechanismen der Neuroentwicklung in menschlichen Gehirnorganoiden zu untersuchen.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie menschliche Gehirnorganoiden aus verschiedenen iPSC-Zelllinien erzeugt werden können, einschließlich Patientenzelllinien mit beeinträchtigten zellulären Funktionen.

generation-ipsc-derived-human-brain-organoids-to-model-early

Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Das Video demonstriert eine Methode zur Erzeugung menschlicher Gehirnorganoide aus induzierten pluripotenten Stammzellen. Es wird gezeigt, wie die Neurosphäre eine neuroektodermale Schicht bildet, die die Bildung anderer Keimblätter unterdrückt. Die Neurosphären sind in eine 3D-Gelmatrix eingebettet und bilden neuroepitheliale Knospen. Wenn diese neuroepithelialen Knospen mit Organoidmedien inkubiert werden, differenzieren sie sich in spezifische Hirnregionen, was zur Bildung reifer...

Eine In-vitro-Methode zur Erzeugung von Organoiden des menschlichen Gehirns

Dieses Video zeigt einen Assay zur Erzeugung von zerebralen Organoiden aus induzierten pluripotenten Stammzellen (iPSCs). Humane iPSCs werden dazu angeregt, Embryoidkörper (EBs) zu bilden. Die EBs werden unter Verwendung eines Induktionsmediums über einem Polymergerüst kultiviert, wodurch die Differenzierung in neurale Stammzellen, Vorläuferzellen und unreife Neuronen gefördert wird. Schließlich werden die EBs in eine Matrix eingebettet und in ein Erhaltungsmedium für die Bildung von zerebralen...

Generierung von induzierten pluripotenten Stammzell-abgeleiteten zerebralen Organoiden

Zerebrale Organellen repräsentieren eine neue Modellsystem, frühe menschliche Gehirn Entwicklung in Vitrozu untersuchen. Dieser Artikel enthält die detaillierte Methodik um homogene dorsalen Vorderhirn-Typ Organellen aus menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen einschließlich kritische Charakterisierung und Validierung Schritte effizient zu generieren.

Generation von standardisierten und reproduzierbaren Vorderhirn-Typ zerebralen Organellen aus menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen

Dieses Protokoll wurde als Mittel zur Herstellung von Gehirnorganoiden in einer vereinfachten, kostengünstigen Weise ohne exogene Wachstumsfaktoren oder Kellermembranmatrix unter Beibehaltung der Vielfalt der Gehirnzelltypen und vieler Merkmale der zellulären Organisation erzeugt.

Eine statische selbstgesteuerte Methode zur Generierung von Hirnorganoiden aus menschlichen embryonalen Stammzellen

Wir präsentieren detaillierte Protokolle für die Erzeugung und Charakterisierung von 2D- und 3D-Modellen für humane induzierte pluripotente Stammzellen (hIPSC) der neokortikalen Entwicklung sowie ergänzende Methoden, die eine qualitative und quantitative Analyse der primären Cilium (PC) -Biogenese und -Funktion ermöglichen.

2D- und 3D-humaninduzierte pluripotente Stammzell-basierte Modelle zur Sezierung der primären Ciliumbeteiligung während der neokortikalen Entwicklung

Wir beschreiben ein detailliertes Protokoll für die Erzeugung von humaninduzierten pluripotenten Stammzell-abgeleiteten Hirnorganoiden und deren Verwendung bei der Modellierung mitochondrialer Erkrankungen.

Generierung menschlicher Gehirnorganoide für die mitochondriale Krankheitsmodellierung

Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Erzeugung von Hirnorganoiden aus humanen induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen). Um Gehirnorganoide in großen Mengen und von hoher Qualität zu erhalten, verwenden wir hausgemachte Mini-Bioreaktoren.

Gehirnorganoid-Erzeugung aus induzierten pluripotenten Stammzellen in hausgemachten Mini-Bioreaktoren

In dieser Studie stellen wir eine detaillierte Technik für ein einfaches, aber robustes kortikales Organoid-Kultursystem unter Verwendung von standardmäßigen feederfreien hPSC-Kulturen zur Verfügung. Dies ist ein schnelles, effizientes und reproduzierbares Protokoll zur Erzeugung von Organoiden, die Aspekte der Hirnseneszenz in vitro modellieren.

Robuste und hochreproduzierbare Erzeugung kortikaler Hirnorganoide zur Modellierung der neuronalen Seneszenz des Gehirns in vitro

Wir stellen ein Protokoll zur Generierung eines menschlichen Gehirnorganoids mit residenten Mikroglia vor, indem von induzierten pluripotenten Stammzellen (iPSC) abgeleitete hämatopoetische Vorläuferzellen (HPCs) in die Organoidentwicklung integriert werden.

Ableitung eines Organoids des menschlichen Gehirns mit Mikroglia-Entwicklung

Neurodevelopmental Prozesse wie Proliferation, Migration und Neurit Auswuchs bei neuropsychiatrischen Erkrankungen oft gestört sind. So präsentieren wir Protokolle, um schnell und reproduzierbar Diese Entwicklungsstörungen Prozesse im menschlichen iPSC-abgeleitete NPCs zu beurteilen. Diese Protokolle ermöglichen auch die Bewertung der Auswirkungen der relevanten Wachstumsfaktoren und Therapeutika auf NPC-Entwicklung.

Schnelle Erkennung von Entwicklungsstörungen Phänotypen in menschlichen neuronalen Vorläuferzellen (NPCs)

Erfahren Sie die Erzeugung von iPSC-basierten menschlichen Gehirnorganoiden zur Modellierung früher neurologischer Entwicklungsstörungen. Diese Methode liefert reproduzierbare Ergebnisse für die Erforschung von Mikrozephalie und Neurogenese.

Die Erzeugung von iPS-derived Human Brain Organoide auf Modell Frühe Störungen der neurologischen Entwicklung

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