Name: Minimamente invasiva muscolo incorporamento (MIME) - una nuova tecnica sperimentale per facilitare la miogenesi donatore-cellulo-mediata (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-08-24T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Impara la tecnica MIME per incorporare tessuto muscolare donatore in muscoli ospite e facilitare la miogenesi mediata da cellule donatore. Questo metodo minimamente invasivo offre nuove prospettive per la terapia delle distrofie muscolari.

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Quest'opera è stata permessa da una sovvenzione di pilota dall'Alleanza per rigenerativa riabilitazione ricerca e formazione (AR3T) e un pacchetto di avvio di facoltà presso la Wayne State University a vaso. AR3T è supportato da Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health e Human Development (NICHD), Istituto nazionale dei disordini neurologici e colpo (NINDS) e Istituto nazionale di Imaging biomedico e Bioingegneria (NIBIB ) degli istituti nazionali di salute sotto Premio numero P2CHD086843. Il contenuto è di esclusiva responsabilità degli autori e non rappresentano necessariamente il punto di vista ufficiale del National Institutes of Health.

tutti gli studi che coinvolgono animali vivi sono approvati dall'istituzione Animal Care e uso Committee (IACUC) alla Wayne State University, Detroit, Michigan, USA e sono in conformità con la guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio ( 8a edizione, 2011, pubblicato da National Academies Press, 500 Fifth Street, NW, Lockbox 285, Washington, DC 20055, USA). Secondo i protocolli approvati IACUC, procedure che comportano dolore e/o afflizione sono state eseguite in anestesia generale, che è indotto e mantenuto da inalazione isoflurane (1.5-5% di effetto). L'anestesia è stata verificata da mancanza di recesso alla punta pizzico e di palpebrale o risposte di vibrisse (la percentuale di isoflurane è stata aumentata come necessario per mantenere l'effetto). A causa della natura mini-invasiva dei protocolli, un &#34; sterile suggerimenti &#34; tecnica è stata seguita. Mentre gli animali erano sotto anestesia, gelatina di petrolio è stato applicato agli occhi per prevenire la secchezza. Senza trattamenti speciali sono stati richiesto; Tuttavia, gel di dieta è stato fornito agli animali per 24 h seguendo le procedure che ha coinvolto l'anestesia generale. lo sperimentatore è approvato da IACUC di trattenere l'analgesia dopo MIME, poiché la procedura non comporta chirurgicamente esponendo l'host muscolare, perché è limitata ad un arto posteriore e non pregiudica la funzione normale, e perché molti farmaci analgesici comuni sono noti per influenzare la rigenerazione muscolare normale. 1. Modelli animali <ol><li>topi Host per MIME <ol><li>topi uso NSG-GFP (8-10 settimane, maschio) come host per il muscolo innesti studi. 
		Nota: Questi topi sono padroni ideali per innesti allogeneic muscolo perché mancano di linfociti T e B maturi e funzionali le cellule natural killer, sono carenti di cytokine signaling e sono stati utilizzati da altri per le celle non muscolo-allografting o trapianto xenogenico 14. Espressione di GFP ubiquitaria permette per una facile identificazione dell'host (GFP +) e donatore-cellula-derivati di fibre muscolari (GFP-).</li>
	</ol></li> <li>Topi donatore per MIME <ol><li>uso C57BL/6J topi (12-16 settimana) come topi donatore. 
		Nota: Questi topi sono topi donatore adatto perché hanno un genoma completamente connessa, non sono noti per avere qualsiasi patologia del muscolo scheletrico, sono facilmente disponibili ed economici e non esprimono GFP.</li>
	</ol></li></ol> 2. Preparazione tessuto muscolare donatore <ol><li>legatura guida suture e raccolta donatore EDL muscoli <ol><li>eutanasia i topi di donatore di dislocazione cervicale ed il thoracotomy eseguita in anestesia generale, amministrato da un tavolo vaporizzatore di isoflurane guidato da ossigeno medicale (isoflurano inalato; 2-5% di effetto).</li>
		<li>Per accedere i muscoli EDL, usare un paio di forbici chirurgiche per aprire la pelle sopra la superficie anteriore della gamba. Individuare il muscolo TA alla gamba anteriore e rimuoverlo per visualizzare il muscolo EDL che si trova dietro il muscolo di TA. Far scorrere la punta di un paio di pinze dietro il muscolo EDL e applicare la trazione delicata per vedere se estende le dita dei piedi (questo conferma che il muscolo è l'EDL). &#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#160; &#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Nota: zona del tessuto donatore dovrebbe essere chirurgicamente, asetticamente preparato prima della vendemmia.</li>
		<li>Uso ~ segmenti di 10 cm di seta 4-0, sutura intrecciata, non riassorbibile, sterile e fare due doppi nodi per applicare le suture Guida ai tendini prossimali e distali del muscolo EDL. ( Figura 1A).</li>
		<li>Tagliare il tendine distale di EDL, riflettono il muscolo EDL e tagliare il tendine prossimale.</li>
		<li>Posto il donatore EDL muscoli in una capsula Petri riempito con soluzione di Ringer mouse.</li>
	</ol></li></ol> 3. Preparazione Host topi per MIME <ol><li>anestesia <ol><li>posizionare il mouse host in anestesia generale (isoflurano inalato; 1,5-5% per effetto) amministrato da un vaporizzatore da tavolo isoflurano guidato da ossigeno medicale.</li>
		<li>Inducono anestesia in un'aula di induzione e poi trasferire il mouse di un cono di naso per mantenere l'anestesia durante l'esecuzione di altre procedure sull'animale. Fornire supporto termico con un gel isotermico, rilievo di riscaldamento, mentre l'animale è sotto anestesia.</li>
	</ol></li> <li>La preparazione della pelle <ol><li>per rimuovere l'animale &#39; s pelliccia, applicare una crema depilatoria sopra la funzione anteriore della gamba posteriore sinistra. La gamba destra serve come una gamba di controllo per le procedure successive.</li>
		Pelliccia <li>lasciare la crema depilatoria su per 2 min pulite fuori la crema depilatoria insieme la staccata con panni imbevuti di fosfato tampone salino (PBS). Dopo la rimozione di pelliccia, strofinare la pelle con tre salviette alternati di povidone-iodio sfregatura soluzione 70% etanolo e.</li>
	</ol></li> <li>Creazione di una pista dell'ago nel muscolo TA host <ol><li>passare un ago chirurgico di calibro 18 (1 in lungo) attraverso il centro dell'ospite del muscolo TA lungo il muscolo &#39; asse lungo di s ( Figura 1B). Passare l'ago in senso cefalo-caudale, lungo la lunghezza del muscolo TA e attraverso il centro del ventre muscolare ( Figura 1B). 
		Nota: Lo scopo di questo passaggio è quello di creare una traccia di ferro, in cui può essere incorporato un pezzo di muscolo di donatore. L'incorporamento del tessuto donatore al centro del muscolo TA potenzialmente permetterebbe la SCs dal tessuto del donatore per migrare e facilitare la miogenesi attraverso l'intero host muscolo TA.</li>
	</ol></li> <li>Tessuto erogatore Embedding nella pista dell'ago dell'host del muscolo TA <ol><li>una volta che l'ago chirurgico è all'interno dell'host del muscolo TA, passare le suture guida ad una estremità del tessuto donatore attraverso il lume dell'ago chirurgico in un direzione caudo-cefalico ( Figura 1).</li>
		<li>Disegnare il tessuto donatore attraverso la pista dell'ago come l'ago è ritirato dal muscolo host TA in senso caudo-cefalico.</li>
		<li>Utilizzare le suture di guida alle estremità cefalica e caudale del tessuto donatore per regolare il posizionamento del tessuto donatore. Assicurarsi che il tessuto del donatore è sistemato all'interno dell'host muscolo TA ( Figura 1).</li>
		<li>Una volta che il posizionamento del tessuto donatore è ottimizzato, tagliare le suture guida, apportare regolazioni finale il posizionamento del tessuto donatore con una pinza appuntita.</li>
		<li>Guarnizione cutanei dell'ago ferite ( Figura 1E -F) approssimando il bordo della ferita con il forcipe e applicando adesivo veterinario del tessuto con la punta di un ago chirurgico calibro 27.</li>
	</ol></li></ol> 4. Iniezione intramuscolare di Myotoxin per indurre la degenerazione muscolare concertata e rigenerazione <ol><li>dopo MIME, iniettare 50-60 µ l di 1,2% BaCl 2 (myotoxin) per l'host del muscolo TA per indurre il danno della fibra di muscolo vasto nel muscolo host e il tessuto erogatore incorporato all'interno di esso 15.
	<ol><li>Iniettare BaCl 2 in 3 siti lungo la lunghezza dell'host TA muscolare (prossimali e distali, un terzo del ventre muscolare). 
		Nota: Iniettando myotoxins come BaCl 2, cardiotossine e notexin nel muscolo scheletrico induce il danno concertata della fibra di muscolo seguita da rigenerazione 16.</li>
	</ol></li></ol> 5. Post-procedurale Animal Care <ol><li>dopo MIME e BaCl 2 iniezione, pulire il mouse host &#39; s sinistra posteriore gamba con etanolo e applicare un sottile strato di vaselina per proteggere la pelle.</li>
	<li>Dopo la cura post-operatoria della pelle, rimuovere il mouse host dal cono di naso.</li>
	<li>Posizionare il mouse in una gabbia di recupero solitario senza biancheria da letto. Fornire supporto termico all'animale recupero attraverso un rilievo di riscaldamento gel isotermici assoggettati a metà della gabbia recupero. 
	Nota: Una metà non è riscaldata e quindi quell'animale può allontanarsi il rilievo di riscaldamento se necessario.</li>
	<li>Dopo il mouse host completamente ha recuperato dall'anestesia, restituire l'animale alla sua gabbia originale. Posto sul retro degli animali nella struttura animale fino a quando non vengono eseguiti esperimenti di follow-up. Monitorare quotidianamente il mouse host fino a quando è pronto per il follow-up &#8211; esempio: alle 3 o 14 giorni post-MIME. Dopo MIME, gli animali sono monitorati da personale di laboratorio nonché di personale veterinario &#8211; principalmente si tratta di valutare se gli animali sono luminose, vigile e reattivo; e anche valutare se gli animali mostrano evidenti segni di dolore o hanno difficoltà a muoversi, alimentazione, bere e toelettatura.</li>
</ol> 6. Raccolta di tessuto <ol><li>muscolo host raccolta <ol><li>eutanasia i topi di host di dislocazione cervicale ed il thoracotomy eseguita in anestesia generale, amministrato da un vaporizzatore da tavolo isoflurano guidato da ossigeno medicale ( isoflurano inalato; 2-5% di effetto). lo sperimentatore ha anche IACUC approvazione ai muscoli TA raccolto in anestesia generale prima dell'eutanasia.</li> <li>per accedere i muscoli di host TA, utilizzare un paio di forbici chirurgiche per aprire la pelle sopra la superficie anteriore della gamba. Individuare il muscolo TA alla gamba anteriore, tagliare il tendine distale, riflettono il muscolo e tagliare gli allegati di muscolo prossimale (Vedi sezione 2.1).</li>
		<li>Raccogliere TA (controllo) destro e sinistro (sperimentale) muscoli.</li>
	</ol></li> <li>Snap congelamento muscoli raccolti <ol><li>pesare i muscoli raccolti mettendo su carta di pesare e bilancia.</li>
		<li>Immergere brevemente i muscoli in olio minerale per crioprotezione. Asciugare l'olio in eccesso.</li>
		Muscoli <li>posto sul foglio di alluminio e snap congelare i muscoli da rapidamente immergendole in azoto liquido riempito in un Dewar. Trasferire i campioni per cryovials etichettati e conservare i campioni in un congelatore-80 ° C per gli studi successivi.</li>
	</ol></li></ol> 7. Gli esami istologici <ol><li>Cryosectioning tessuto muscolare per raccogliere le sezioni trasversali seriale <ol><li>trasferire i campioni dal congelatore-80 ° C per un criostato inserendoli in un Dewar contenente azoto liquido.</li>
		<li>Nel criostato, gestire un campione alla volta. Con una lama di rasoio fredda (lama memorizzata nel criostato), tagliare il campione due volte alla metà pancia del muscolo TA per produrre un segmento del muscolo che è circa 1-2 mm di spessore. Mantenere questo segmento per rendere le sezioni del criostato e tornare le rimanenti parti del muscolo al suo cryovial.</li>
		<li>Con la temperatura di taglio ottimale (OCT) composto di congelamento, fissare il segmento spesso del tessuto su un disco di esemplare del criostato. Posizionare il disco sul portacampioni.</li>
		<li>Grezzo-faccia il campione di taglio 20 µm sezioni. Raccogliere 20 µm alcune sezioni sulle lastre di vetro per le sezioni criostato.</li>
		<li>Se la qualità delle 20 sezioni µm è soddisfacente, modificare lo spessore di taglio a 5 µm e raccogliere alcune sezioni per valutare la qualità. Se le sezioni di µm 5 sono soddisfacenti in termini di qualità, raccogliere le sezioni di serie. Raccogliere le sezioni 2-3 per ogni diapositiva e raccogliere abbastanza sezioni per 3 scivoli.</li>
		<li>Raccogliere le sezioni da sperimentale (sinistra) e i muscoli di TA di controllo (a destra) di ogni animale.</li>
	</ol></li> <li>Espressione di GFP studiando Nota: designare un insieme dei vetrini preparati (sezione 7.1) per lo studio di espressione di GFP nelle fibre muscolari.
	<ol><li>Applicare ~ 50 µ l di terreno di anti-dissolvenza sulle sezioni e applicare un vetrino coprioggetti. Sigillare i bordi del coprioggetto con smalto trasparente.</li>
		<li>Uso del microscopio luce e fluorescente (Vedi Tabella materiali), studiare le sezioni con un 10x obiettivo e un filtro appropriato per la visualizzazione di GFP.
		<ol><li>Raccogliere immagini digitali (~ 15) di sovrapposizione di campi visivi per coprire l'intera sezione trasversale del muscolo TA. Raccogliere le immagini di contrasto di fase per ciascuno dei campi visivi passando da fluorescenza alla modalità di contrasto di fase sul microscopio.</li>
		</ol></li> <li>Aprire le immagini con un software di imaging adatto che possa essere affiancate per singole immagini per produrre una singola immagine composita; per esempio, uso il &#34; photomerge &#34; opzione dal Menu File nel software di imaging elencati nella Tabella materiali.</li>
		<li>Aprire le immagini di fluorescenza di GFP con un software di analisi di immagine adatta (ad es., ImageJ). Cerchio di fibre muscolari individuali utilizzando il &#34; strumento ROI &#34; e registrare l'intensità di fluorescenza significa per ogni fibra.
		<ol><li>Calcolare l'intensità massima GFP (fluorescenza) considerando la media dell'intensità di fluorescenza significa 10 fibre che mostrano l'alta espressione di GFP e hanno morfologia normale. Calcolare l'intensità massima di GFP % per ogni fibra dividendo l'intensità di Florescence significa per ogni fibra per la massima intensità di GFP e moltiplicando per 100. Catalogare i risultati dell'analisi per ogni muscolo TA GFP come mostrato in Figura 3E.</li>
		</ol></li></ol></li> <li>Lo studio della fibra di muscolo integrità e myonuclear posizione di etichettatura immunofluorescente di desmina e 4 &#39;, 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI), rispettivamente. 
	Nota: Indicare una serie di vetrini preparati, come sopra, per studiare l'etichettatura desmin nelle fibre muscolari.
	<ol><li>Fix sezioni con paraformaldeide al 2% in PBS per 10 min. lavare le sezioni tre volte con PBS. 
		Attenzione: Indossare appropriati dispositivi di protezione individuale (PPE) maneggiare quando si maneggia la paraformaldeide.</li>
		<li>Sezioni di blocco con albumina di siero bovino 3%, diluito in PBS contenente 0,01% Triton-X100 per 30 min. Questa soluzione bloccante è denominata di seguito il DILUENTE primario.</li>
		<li>Diluire l'immunoglobulina anti-desmina coniglio G (IgG) nel diluente primario (1: 200).</li>
		<li>Dopo il blocco è completo, si applicano gli anticorpi primari diluiti sulle sezioni e incubare per una notte in frigorifero a ~ 4 ° C. lavare le sezioni di una volta (5 min) con PBS contenente 0,1% Triton X-100. Questa soluzione è denominata di seguito il primo tampone di lavaggio.</li>
		<li>Lavare le sezioni 3 volte (5 min a lavaggio) con PBS.</li>
		<li>Preparare l'anticorpo secondario diluendo goat anti-rabbit IgG (coniugata con colorante fluorescente rosso) in PBS contenente 0,01% Triton X-100.</li>
		<li>Applicare l'anticorpo secondario diluito sulle sezioni e incubare a temperatura ambiente (~ 23 ° C) per 60 min.</li>
		<li>Lavare le sezioni di una volta (5 min) con il primo tampone di lavaggio. Lavare le sezioni 3 volte (5 min a lavaggio) con PBS.</li>
		<li>Applica DAPI per 3 min lavare le sezioni 3 volte (1 min a lavaggio) con PBS. Applicare ~ 50 µ l del mezzo anti-dissolvenza sulle sezioni e coprioggetto in vetro. Sigillare i bordi del coprioggetto con smalto trasparente.</li>
		<li>Uso del microscopio luce e fluorescente (Vedi Tabella materiali), studio il colorante fluorescente di sezioni di serie con un 10x obiettivo e un filtro appropriato per la visualizzazione rosso.</li>
		<li>Raccogliere le immagini digitali (~ 15) dei campi visivi sovrapposti per coprire l'intera sezione trasversale del muscolo TA. Raccogliere le immagini di fluorescenza di DAPI etichettatura per ciascuno dei campi visivi passando per l'impostazione di filtro appropriato.</li>
		<li>Open e analizzare le immagini utilizzando un software di imaging adatto come descritto nei passaggi 7.2.3 - 7.2.4. 
		Nota: Studiare immagini per identificare, quali fibre muscolari sono danneggiati (desmin negativi), che le fibre muscolari hanno centrale nucleazione (desmin positivo fibre che hanno nuclei DAPI-labeled situati internamente piuttosto che marginalmente) e, quali aree della sezione infiammazione e/o fibrosi (aree che presentano molti nuclei DAPI-labeled raggruppati insieme, ma sono privi di fibre muscolari).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nessun concorrenti interessi finanziari.

Qui, presentiamo un protocollo dettagliato per la tecnica sperimentale romanzo noto come MIME, sviluppata nel nostro laboratorio, per impiantare il tessuto muscolare donatore nel tessuto muscolare ospite. Si tratta di un adattamento di un muscolo aperto l'innesto di tecnica che ha già dimostrato di essere efficace nella promozione della miogenesi donatore-cellula-mediata in un host muscolo9,10,17.
L'obiettivo di MIME è non per abilitare attecchimento del donatore tessuto del muscolo stesso nel muscolo host (attualmente non sappiamo se in questo caso), ma piuttosto di fornire una fonte di donatore SCs che possono contribuire alla miogenesi nel muscolo host sotto condizioni che stimolano m uscle rigenerazione. La nostra speranza è che dopo MIME è stato ottimizzato e testato in studi di base e preclinici, potrebbe fornire spunti preziosi per guidare le terapie cliniche finalizzate ad aumentare la rigenerazione muscolare in muscoli scheletrici che hanno subito la perdita muscolare myogenic.
Ci sono numerose domande che devono ancora essere risolte per quanto riguarda come MIME potrebbe essere tradotta in una terapia clinica, ad esempio: come sarebbe controllare la qualità del tessuto del donatore? Come sarebbe controllare il rigetto immunitario del donatore di tessuti e cellule? È il tessuto di donatore cancellato dopo fornire alle cellule per miogenesi e lascia dietro una cicatrice fibrotica? Il tipo di fibra del muscolo di donatore e/o host influisce la miogenesi donatore-cellula-mediata? Quali muscoli praticamente possono beneficiare di MIME? Attualmente stiamo ampliando i nostri studi per valutare se MIME è sicuro ed efficace, per identificare i trattamenti aggiuntive che possono aumentare la miogenesi donatore-derivati e rispondere a molte delle domande, sopra elencate.
Dopo aver completato il nostro test di trapianto allogeneic del mouse-a-mouse con MIME, il nostro prossimo passo è quello di eseguire umani-a-mouse MIME con tessuto cadaverico umano per valutare il potenziale myogenic del tessuto muscolare cadaverico. Ci aspettiamo che questi esperimenti porterà ad una nuova linea di ricerca di base e traslazionale, che coinvolge il tessuto del muscolo da donatori, che sono registrati a iniziative come il programma del lascito di corpo per l'educazione e il programma del dono della vita per la donazione di organi .
Rappresentativo dei dati presentati in questo manoscritto suggeriscono che a 14 giorni dopo MIME, ci sono parecchi myofibers vitali che mancano di GFP o hanno bassi livelli di GFP. La nostra interpretazione di questi dati è che le cellule satellite di GFP-donatore ha contribuito alla miogenesi nel muscolo host. Abbiamo effettuato questo esperimento in preparazione per l'impianto di tessuto cadaverico umano in un muscolo di mouse host. Per dimostrare inequivocabilmente che le cellule del donatore satellitare contribuiscono alla miogenesi nel muscolo host seguendo MIME, sarebbe utile per l'impianto del tessuto donatore che esprime un reporter fluorescente, che può essere facilmente distinto dal GFP (ad es., rossa proteina fluorescente esprimendo impiantato nel muscolo di GFP + host del tessuto donatore).
Questa tecnica è limitata principalmente dalla natura di SCs presenti nel tessuto del donatore. Se il SCs nel tessuto del donatore è vitale, che la tecnica è che può agevolare la miogenesi donatore-cellulo-mediata, mentre se non sono vitali, non può verificarsi la miogenesi. Tuttavia, poiché SCs sono molto resistenti e sono vitali per circa 2 settimane post-mortem, è molto probabile che per gli scopi sperimentali, il tessuto di donatore che viene impiantato in pochi minuti dopo il raccolto faciliterà donatore-cellula-mediata miogenesi13 . Inoltre, come accennato sopra, è possibile che dal tessuto del muscolo intero (che contiene SCs, matura le fibre muscolari, così come muscolo-residente fibroblasti) è incorporato nel muscolo host, potrebbe verificarsi la fibrosi. Tuttavia, questa ipotesi deve essere esaminato empiricamente. La letteratura sui danni muscolari derivanti da contrazioni pregiudizievole, cryoinjury e sperimentale myotoxins, suggerisce che le cellule immuni (principalmente macrofagi) sono in grado di efficacemente sgombero detriti cellulari da fibre danneggiate e rimodellamento del matrice extracellulare18. Pertanto, è possibile che dopo l'iniezione di MIME e BaCl2 , finché le cellule immuni ospite hanno accesso alla degenerazione fibre muscolari donatore potrebbe cancellare detriti, lasciando dietro di sé solo il donatore SCs. Infine, nella misura della miogenesi donatore-derivati è dipenda dalla quantità di tessuto muscolare di donatore che è incorporato nel muscolo host. In ordine per il vano di muscolo di host essere completamente ripopolato da donatore-cellula-derivati miofibre, sarebbe necessario un metodo come irradiazione X o gamma di ablazione muscolo host SCs e anche richiedono procedure ripetute di MIME.
È stato dimostrato che esporre chirurgicamente un muscolo di host e la sutura di un pezzo di tessuto erogatore sul muscolo del host può agevolare la miogenesi donatore-cellula-mediata9,10,17. Questo approccio chirurgico aperto è stato utilizzato in passato per monitorare la progressione della miogenesi e generare modelli murini di malattie del muscolo umano. L'aspetto innovativo della tecnica del MIME è che è come minimo dilagante e non coinvolge chirurgicamente esponendo il muscolo di host. Questo riduce il rischio di infezione iatrogenica e il grado di disagio nell'animale ospite, rendendolo quindi più fattibile per eseguire ripetutamente MIME sul muscolo stesso host, se necessario.
Possiamo anticipare che la tecnica MIME potrebbe essere un affinamento adatto per il metodo chirurgico aperto è attualmente seguito per impiantare il tessuto muscolare donatore in un mouse di host. Questo potrebbe accelerare la generazione di modelli murini umanizzati, incorporando muscolo biopsiato umano nel muscolo del mouse host. Inoltre, basata sui nostri dati preliminari da innesto del mouse-a-mouse, anticipiamo che MIME sarà efficace nel raggiungere la miogenesi donatore-cellula-mediata dal tessuto donatore cadaverico umano come donatore SCs sono vitali. Infine, con ulteriori test e validazione, speriamo che la tecnica MIME aiuterà a sviluppare nuove terapie per facilitare la miogenesi donatore-cellula-mediata in esseri umani con le malattie muscolari.
Il successo della tecnica MIME dipende criticamente proprio incorporamento del tessuto donatore all'interno del compartimento Fascia (epimysium) del muscolo del host. Solo se il tessuto del donatore viene inserito all'interno del compartimento muscolare host, sarà in grado di fornire SCs al muscolo di host in modo preciso. Se il tessuto del donatore viene inserito di fuori del muscolo di host, non è chiaro quale sarebbe il suo destino. Nel nostro modello sperimentale per MIME, usiamo il muscolo TA come il muscolo di host, dal momento che è prominente e superficialmente collocato nella parte anterolaterale della gamba. Le dimensioni, l'orientamento e la posizione anatomica del muscolo TA, lo rende facile confermare che il tessuto del donatore sia posizionato correttamente all'interno del muscolo di host TA dopo MIME. In questa carta, abbiamo fornito la prova sperimentale che il tessuto del donatore realimentazione incorporati all'interno di host muscolo TA a 3 giorni post-MIME e che non c'è donatore-cellula-mediata miogenesi nel muscolo host alle 14 giorni post-MIME.

Muscolo scheletrico sano, anche se post-mitotici, possiede eccellenti capacità rigenerativa per la presenza di cellule miogeniche residente in tessuto conosciuto come cellule satelliti (SCs)1,2; e rivisti in3,4. Tuttavia, nelle circostanze patologiche causate da distrofie muscolari, traumi o invecchiamento accelerato, la rigenerazione muscolare potrebbe non tenere il passo con la degradazione muscolare, e così, la perdita progressiva della fibra muscolare si verifica5. Anche se sono stati sviluppati metodi efficaci per isolare SCs dal muscolo ed espanderli in coltura per generare un gran numero di mioblasti (e successivamente miotubi), tentativi di generare numeri fisiologicamente rilevanti delle fibre muscolari nel muscolo host hanno ha reso solo successo minimo6. Come con molti altri tipi di cellule, quando mioblasti vengono iniettati da solo nel tessuto ospite, la maggior parte delle cellule non attecchire7,8. Abbiamo dimostrato che la stimolazione elettrica neuromuscolare (NMES) facilita la miogenesi donatore-cellula-derivati nel muscolo del mouse di rigenerazione-carenti host che è stato iniettato con mioblasti umano8. Gli altri hanno dimostrato che chirurgicamente innesto muscolo biopsiato o singole fibre muscolari con annesso SCs, facilitare la miogenesi moderata anche senza NMES, suggerendo che l'impianto di fibre di muscolo intere con SCs potrebbe essere più vantaggioso di impiantare cellule miogeniche da solo9,10. Dal donatore o tessuto muscolare ingegnerizzato innestati nel muscolo host produce risultati migliori rispetto a trapianto di cellule da solo, è possibile che il tessuto o tessuto-come le strutture potrebbero fornire spunti cruciale per engraftment donatore-cellula; un concetto che sta diventando sempre più evidente negli studi di terapia cellulare che coinvolge vari cella tipi10,11,12.
Dati recenti suggeriscono che SCs ottenuti dagli esseri umani più di 2 settimane post-mortem generare miotubi in coltura13. Abbiamo quindi intenzione di valutare se l'impianto di muscolo tessuto raccolto post mortem in un ospite vivente sarà invertire la perdita di fibre muscolari. Abbiamo sviluppato una nuova tecnica chiamata MIME per impiantare il tessuto muscolare donatore nel tessuto del muscolo scheletrico di un ospite vivente al fine di promuovere la miogenesi donatore-cellula-derivati. MIME implica il passaggio di un ago chirurgico attraverso il muscolo di host per creare una pista dell'ago; disegno di un piccolo segmento del tessuto muscolare donatore attraverso la pista dell'ago; lasciando il tessuto erogatore incorporato nel muscolo host; e chiusura dei fori di spillo con adesivo del tessuto. Dopo che pratica la tecnica nei topi eutanasizzati studiato in altri esperimenti, abbiamo ora hanno effettuato MIME in topi dal vivo che sono immunodeficienti ed ubiquitariamente esprimere una proteina fluorescente verde (GFP), e follow-up a 3 e 14 giorni post-MIME. Alle 3 giorni post-MIME, confermiamo che muscolo EDL di donatore del mouse (GFP-) impiantato in mouse host del muscolo (GFP +) TA, resti incorporati nel muscolo host. A post-MIME 14 giorni, dopo l'infortunio di BaCl2 myotoxin per indurre danni e miogenesi, confermiamo che circa 5%, 26%, 26% e 43% delle fibre in un singolo host muscolo TA non mostrano nessun contributo di host, contributo minimo host, host moderata contributo e maximal host contributo, rispettivamente. Nucleazione centrale (un indicatore di degenerazione e successiva rigenerazione) è visto in circa il 95% delle fibre muscolari TA dopo l'iniezione di MIME e myotoxin.
Studiamo i muscoli TA 14 giorni dopo MIME + BaCl2 perché questo punto di tempo acquisisce lo stadio intermedio della rigenerazione, quando una maggioranza delle fibre rigenerate sono centralmente nucleate. Studiamo la GFP + topi come host per MIME, quando alla fine si trapiantare muscolo cadaverico umano nei topi di host, saremo in grado di distinguere facilmente le fibre muscolari di origine host e donatore. Usiamo il mouse del muscolo EDL come il tessuto erogatore sperimentale, poiché le singole fibre da questo muscolo hanno dimostrato una maggiore potenziale myogenic di TA muscoli9. Il muscolo EDL è anche sinergico al muscolo TA e ha composizione simile tipo di fibra. I nostri dati preliminari suggeriscono che MIME è in grado di facilitare la miogenesi donatore-cellula-derivati nel muscolo host.

<table><tbody><tr><td>Topi NSG-GFP</td><td>The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME)</td><td>Stock #021937</td><td>Topi ospiti immunodeficienti che esprimono ubiquitariamente la proteina fluorescente verde</td></tr><tr><td>C57BL/6J</td><td>topi The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME)&nbsp;</td><td>Stock #000664</td><td>Controllo dei topi donatori</td></tr><tr><td>Vaporizzatore da tavolo per isoflurano&nbsp;</td><td>VetEquip (Livermore, CA)</td><td>Articolo #901801</td><td>Sistema di anestesia inalatoria</td></tr><tr><td>Depilatoria magica crea</td><td>Softsheen Carson (New York, NY)</td><td>N/A</td><td>Crema depilatoria senza rasoio</td></tr><tr><td>4-0 Suture di seta, nere, intrecciate, non assorbibili</td><td>Roboz Surgical Instrument Co, Inc. (Gaithersburg, MD)</td><td>SUT106631</td><td>Suture guida per tessuti donatori</td></tr><tr><td>VetBond adesivo per tessuti veterinari 3M</td><td>(Maplewood, MN)</td><td>Catalogo #1469Sb</td><td>Adesivo per tessuti veterinari per la chiusura cutanea senza sutura Cloruro</td></tr><tr><td>di bario</td><td>Ricca Chemical Company (Arlington, TX)</td><td>Prodotto #R0854000-500A 854-16&nbsp;</td><td>Miotossina per indurre danni muscolari e stimolare la rigenerazione</td></tr><tr><td>Termoforo isotermico in gel Deltaphase&nbsp;</td><td>Braintree Scientific (Braintree, MA)</td><td>&nbsp; Articolo #39DP</td><td>Termoforo per fornire supporto termico agli animali durante l'anestesia</td></tr><tr><td>HM525NX il criostato. &nbsp;</td><td>ThermoFisher (Waltham, MA)</td><td>Catalogo #HM525NX&nbsp;</td><td>Criostato per realizzare sezioni di muscolo congelate</td></tr><tr><td>Vectashield Antifade</td><td>Medium Vector Laboratories, Inc. (Burlingame, CA)</td><td>Numero di catalogo: H-1000</td><td>Terreno antidissolvenza per preservare la fluorescenza in campioni marcati con immunofluorescenza</td></tr><tr><td>Anticorpo anti-desmina di coniglio</td><td>Labvision Thermo Scientific (Fremont, CA)</td><td>RB9014P</td><td>Anticorpo anti desmina di coniglio per l'etichettatura immunofluorescente della desmina</td></tr><tr><td>Anticorpo di capra Alexa 568</td><td>ThermoFisher (Waltham, MA)</td><td>Catalogo#: A-21069</td><td>Anticorpo secondario anti-coniglio di capra per la marcatura immunofluorescente della desmina</td></tr><tr><td>4',6-diamidino-2-fenilindolo (DAPI)&nbsp;</td><td>Seracare (Milford, MA)</td><td>Catalog #5930-0006 or 71-03-01</td><td>Reagente per la marcatura fluorescente dei nuclei</td></tr><tr><td>Axio Scope.A1 microscopio</td><td>Carl Zeiss (Peabody, MA)&nbsp;</td><td>Prodotto #Axio Scope.A1</td><td>Microscopio a luce e fluorescenza</td></tr><tr><td>Photoshop CS4</td><td>Adobe Systems (San Jose, CA)</td><td>Photoshop CS4</td><td>Software di imaging per eseguire l'affiancamento delle immagini</td></tr><tr><td>Immagine J</td><td>National Institutes of Health (Bethesda, MD)</td><td>Immagine J per Windows Software di imaging del sistema operativo a 64 bit</td><td>per l'analisi quantitativa della fluorescenza</td></tr></tbody></table>

minimamente invasiva muscolo incorporamento (mime) - una nuova tecnica sperimentale per facilitare la miogenesi donatore-cellulo-mediata

Minimally Invasive Muscle Embedding (MIME) - A Novel Experimental Technique to Facilitate Donor-Cell-Mediated Myogenesis

Muscolo scheletrico possiede capacità rigenerativa a causa di tessuto-residente, generazione di fibra muscolare (miogeniche) cellule satelliti (SCs), che può formare nuove fibre muscolari nelle giuste condizioni. Sebbene SCs può essere raccolto da tessuto muscolare e coltivate in vitro, le cellule dei mioblasti risultante non sono molto efficaci nel promuovere la miogenesi quando trapiantate in muscolo di host. Chirurgicamente esponendo il muscolo di host e l'innesto di segmenti di tessuto muscolare donatore, o le fibre muscolari isolate con loro SCs sul muscolo host, promuove la miogenesi migliore rispetto al trapianto di mioblasti. Abbiamo sviluppato una nuova tecnica che noi chiamiamo minimamente invasiva muscolo Embedding (MIME). MIME coinvolge passando un ago chirurgico attraverso il muscolo di host, disegno di un pezzo di tessuto muscolare donatore attraverso la pista dell'ago e poi lasciando il tessuto erogatore incorporato nel muscolo host in modo che possa agire come una fonte di SCs per il muscolo di host. Qui descriviamo in dettaglio i passaggi coinvolti nell'esecuzione di MIME in un modello di topo immunodeficiente che esprime una proteina fluorescente verde (GFP) in tutte le sue cellule. Immunodeficenza nel topo host riduce il rischio di rigetto immunitario del tessuto donatore, ed espressione di GFP consente la facile identificazione delle fibre muscolari di host (GFP +) e donatore-cellula-derivati di fibre muscolari (GFP-). I nostri dati pilota suggeriscono che MIME può essere utilizzato per impiantare un muscolo estensore digitorum lungo (EDL) da un mouse di donatore nel muscolo tibiale anteriore (TA) di un mouse di host. Anche i nostri dati suggeriscono che quando un myotoxin (cloruro di bario, BaCl2) viene iniettato nel muscolo host dopo MIME, ci è prova della miogenesi donatore-cellula-derivati nel muscolo host, con circa 5%, 26%, 26% e 43% delle fibre in un singolo host TA muscolo che mostrano nessun contributo di host, contributo minimo host, host moderato contributo e contributo massimo host, rispettivamente.

Alle 3 giorni post-MIME, il donatore EDL che viene impiantata da MIME è contenuto all'interno del compartimento muscolare TA di host (Figura 2A–C). Come previsto, le sezioni trasversali del muscolo TA dai topi di donatore, studiò con ottica di fluorescenza, non mostrano fluorescenza verde perché non esprimono GFP (Figura 2D). In contrasto, le sezioni trasversali del muscolo TA da topi di host che non sono impiantati con tessuto del donatore, mostrano fluorescenza verde uniforme nelle fibre muscolari TA, le fibre esprimono GFP (Figura 2E). Nelle sezioni trasversali dei muscoli impiantati da MIME con tessuto muscolare donatore, c'è una linea di demarcazione tra l'host fibre muscolari (GFP +) e il donatore fibre muscolari (GFP-). Le immagini di contrasto di fase dei campi visivi illustrati nella Figura 2D–F sono presentate in Figura 2E'–F' e suggeriscono che ci sono in effetti le fibre muscolari sono presenti nelle regioni dove non c'è nessun GFP segnale.
Ai 14 giorni post-MIME e BaCl2 iniezione, attraverso lo Studio seriale Croce sezioni del muscolo TA che vengono lasciati senza etichetta o sono etichettati con anticorpi anti-desmina (Figura 3), apprendiamo che il segnale GFP è espressa da tutte le fibre di muscolo nella muscolare non trattata dai topi di host, ma non nel muscolo MIME-trattati (desmin rosso etichettatura rileva praticabile fibre muscolari). Nel muscolo host TA trattato con MIME e BaCl2 iniezione, la miogenesi donatore-cellula-derivati è evidente dalla presenza di numerose fibre muscolari desmin(+) che non mostrano nessun segnale rilevabile di GFP (Figura 3–D, 3 C' –D'). Chimeriche fibre muscolari derivanti dalla probabile fusione delle cellule miogeniche host e donatore può essere rilevate da livello basso a livelli moderati di fluorescenza di GFP esibito da queste fibre. Numerose fibre chimerici appaiono in tutta l'intero diametro del muscolo TA suggerendo che il donatore SCs sono in grado di migrazione diverse centinaia di micron entro il epimysium del muscolo host. Quantificazione di GFP + fibre è mostrata in Figura 3E. La figura 4 Mostra immagini di alto ingrandimento di sezioni trasversali seriale di un intero MIME + BaCl2 trattati TA muscolo.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55731/55731fig1.jpg"> 
Figura 1 . A pochi passi coinvolti nel minimamente invasiva muscolo Embedding (MIME). MIME è eseguito in anestesia generale. Si tratta di immissione ~ 10 mg del muscolo di donatore (topo donatore EDL) in soluzione di Ringer e legando le suture Guida alle sue estremità (A). Un ago calibro 18 viene passato attraverso l'asse longitudinale del muscolo host (B) e il tessuto del donatore viene disegnato attraverso la pista dell'ago (C). Il tessuto del donatore è rimasto incorporato nel muscolo host (D), le suture di guida sono tagliate e i fori di spillo sono sigillati con adesivo del tessuto (E). Le ferite di ago sigillati sono indicate con le frecce (F). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55731/55731fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55731/55731fig2.jpg"> 
Figura 2 . Studi del muscolo TA 3 giorni dopo MIME. Muscolo di host raccolti 3 giorni dopo MIME; Nota segni di punture su host TA (frecce; A-B). Ulteriormente i dati confermano che il mouse incorporato donatore EDL è ensconced all'interno del vano di muscolo TA (B-C). Immagini di fluorescenza del muscolo TA sezioni trasversali mostrano alcuna fluorescenza verde nel muscolo di selvaggio-tipo TA (D), brillante fluorescenza verde nel muscolo TA NSG-GFP (E)e una distinzione tra host e donatore del muscolo nel muscolo NSG-GFP TA ai 3 giorni Post-MIME (F). Le immagini di contrasto di fase dei campi visivi in D-F sono mostrate in D'-F', rispettivamente. La linea rossa in pannelli F e F' Mostra la linea di demarcazione fra il tessuto dell'ospite e del donatore. Barra della scala = 50 µm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55731/55731fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55731/55731fig3.jpg"> 
Figura 3 . Gli studi del muscolo TA 14 giorni dopo MIME. I dati raccolti 14 giorni post-MIME sono presentati. Il segnale rosso è da etichettatura immunofluorescente del desmin (un segnale positivo per il desmin denota che miofibre sono vitali), il segnale blu è da DAPI (nuclei di macchie), e il segnale verde è da GFP. In muscolo di controllo TA (arto posteriore destra) raccolto dal mouse host, come previsto, quasi tutte le fibre muscolari sono positivi per il desmin, suggerendo che queste fibre muscolari sono vitali (A; segnale rosso). Inoltre, basato su colorazione DAPI, è evidente che mionuclei di quasi tutte le miofibre si trovano perifericamente, come ci si aspetterebbe in muscolo sano (A; segnale blu). Le sezioni di serie del muscolo TA di controllo mostrano che, quasi tutte le fibre muscolari sono verde brillante, che implica che siano positive per GFP. In MIME + BaCl2 -trattati muscolo TA (arto posteriore sinistro), miogenesi donatore-cellulo-mediata è evidente dalla presenza di numerose fibre muscolari desmin(+) che non mostrano rilevabile fluorescenza di GFP (C-D, C'-D'). Fibre muscolari desmin(+) con bassa a moderata fluorescenza GFP (fibre muscolari chimeriche) sono presenti in tutto il diametro dell'intero muscolo TA, suggerendo che, MIME fornisce donatore SCs che possono migrare all'interno del epimysium del muscolo TA e promuovere miogenesi donatore-cellula-derivati. A'-D' sono ad alto ingrandimento immagini delle regioni all'interno le caselle blu in A-D. Quantificazione di fibre GFP(+) e centralmente nucleate fibre sono mostrati in E. Scala bar = 100 µm (A-D) e 50 µm (A'-D'). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55731/55731fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" s alt="Figure 4" class="xfigimg"></img alt="Figure 4" class="xfigimg" s>RC="/files/ftp_upload/55731/55731fig4.jpg" / > 
Figura 4 . Prova di un danno diffuso e rigenerazione 14 giorni dopo l'iniezione di2 MIME e BaCl. Alto ingrandimento, seriale sezioni trasversali di un muscolo intero del TA MIME + BaCl2 trattati sono presentate. I dati mostrano che molte fibre muscolari, che sono moderatamente o fortemente GFP + centralmente individuato i nuclei (A-B; rosso segnale nella A è da desmin, blu segnale nell'A è da DAPI e segnale verde in B è da GFP). Questi dati suggeriscono che la degenerazione e rigenerazione dopo BaCl2 iniezione non influisce espressione di GFP. In questo contesto, la presenza di fibre muscolari centralmente nucleate in MIME + BaCl2 trattati TA muscolo, con espressione di GFP poco-a-no, suggerisce che queste fibre sono il risultato probabile di miogenesi (o rigenerazione) con contributo significativo da GFP - cellule miogeniche. Queste osservazioni possono essere ulteriormente verificate in immagini ad alto ingrandimento dei campi selezionati (C-F; C e D ed E e F, rispettivamente, sono sovrapposte le regioni da seriale sezioni trasversali; codifica a colori dei bordi dell'immagine indicano la posizione di quelle regioni nella A e B). Scala bar = 100 µm (A-B) e 50 µm (C-F). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55731/55731fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

Descriviamo una tecnica sperimentale che chiamiamo minimamente invasiva muscolo Embedding (MIME), che si basa sull'evidenza che il tessuto muscolare scheletrico contiene cellule miogeniche vitali che possono facilitare la miogenesi donatore-cellula-mediata quando impiantato nel un muscolo di host.

Minimamente invasiva muscolo incorporamento (MIME) - una nuova tecnica sperimentale per facilitare la miogenesi donatore-cellulo-mediata

Skeletal muscle possesses regenerative capacity due to tissue-resident, muscle-fiber-generating (myogenic) satellite cells (SCs), which can form new ...

L'obiettivo generale di questa tecnica è impiantare un piccolo segmento di tessuto muscolare donatore in un muscolo ospite, al fine di promuovere la miogenesi mediata da cellule donatrici. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali nel campo della biologia muscolare rigenerativa, ad esempio se un tessuto muscolare prelevato post-mortem possa promuovere la miogenesi mediata da cellule donatrici in un muscolo ospite. Il principale vantaggio di questa tecnica è che essa è minimamente invasiva.Le implicazioni di questa tecnica si estendono alla terapia delle distrofie muscolari non letali, poiché una combinazione di innesto muscolare, esercizio fisico e immunoterapia potrebbe essere in grado di rigenerare il potenziale rigenerativo di determinati muscoli colpiti. In quanto fisioterapista e ingegnere biomedico, ritengo che la natura minimamente invasiva della procedura MIME sia fondamentale perché fornisce una fonte di cellule miogeniche, insieme a un impalcatura tissutale naturale, senza alterare eccessivamente la struttura e la funzione del muscolo ospite. La procedura sarà dimostrata dalla signorina Morium Begam, assistente di ricerca nel mio laboratorio.Per iniziare, sopprimere umanamente topi donatori C57 black six di et&agrave; compresa tra 12 e 16 settimane come descritto nel protocollo testuale. Utilizzare un paio di forbici chirurgiche per aprire la pelle sulla superficie anteriore della zampa posteriore. Dopo aver individuato il muscolo TA, rimuoverlo per visualizzare il muscolo EDL situato dietro il muscolo TA.Fare scivolare la punta di una pinzetta dietro il muscolo e tirare delicatamente per verificare se le dita dei piedi si estendono, confermando così che il muscolo è il EDL. Dopo aver identificato il muscolo EDL, utilizzare segmenti di seta 4-0 lunghi circa 10 centimetri per fissare suture guida ai tendini distale e prossimale. Fare due nodi doppi nelle suture dei tendini prossimale e distale del muscolo.Tagliare il tendine distale del muscolo EDL e riflettere il muscolo. Successivamente, tagliare il tendine prossimale per rimuovere il muscolo. Posizionare i muscoli EDL raccolti in una piastra di Petri contenente soluzione ringer per topo.Anestetizzare il topo ospite maschio NSG-GFP di otto-dieci settimane, seguendo il protocollo indicato nel testo. Applicare vaselina sugli occhi per prevenire l'essiccamento. Per preparare la cute, applicare una crema depilatoria sulla faccia anteriore della zampa posteriore sinistra e lasciarla agire per due minuti.Utilizzando salviette imbevute di PBS, rimuovere la crema depilatoria insieme al pelo. Per pulire la pelle, alternare la detersione con tre salviette imbevute di soluzione di povidone-iodio e alcol al 70%. Per creare un tratto di ago nel muscolo TA dell'ospite, passare un ago chirurgico attraverso il centro del muscolo, lungo l'asse longitudinale del muscolo.Assicurarsi di inserire l'ago in direzione cefalo-caudale, lungo la lunghezza del muscolo tibiale anteriore e attraverso il centro del ventre muscolare. Dopo l'inserimento dell'ago, passare le suture guida da un'estremità del tessuto donatore attraverso la cavità dell'ago chirurgico in direzione caudo-cefalica. Ritirare l'ago dal muscolo ricevente in direzione caudo-cefalica, per guidare il tessuto donatore attraverso il tratto lasciato dall'ago.Posizionare correttamente il tessuto muscolare EDL del donatore all'interno del muscolo TA dell'ospite, utilizzando i punti guida alle estremità caudale e cefalica del muscolo donatore. Dopo l'inserimento del tessuto donatore, recidere i punti guida ed effettuare eventuali aggiustamenti con pinzette a punta fine. Infine, sigillare le ferite da ago nel tessuto muscolare chiudendo l'incisione con le pinzette e applicando un adesivo tissutale veterinario con la punta di un ago chirurgico da 27 gauge.Dopo la MIME, iniettare da 50 a 60 microlitri di cloruro di bario al 1,2% nel muscolo TA dell'ospite in tre punti lungo la lunghezza del muscolo: terzo prossimale, medio e distale della massa muscolare. Dopo l'iniezione, pulire la zampa del topo ospite con etanolo e proteggere la pelle applicando uno strato sottile di vaselina. Posizionare il topo in una gabbia di recupero singola senza lettiera.Un tappetino riscaldante isotermico deve essere posizionato sotto metà della gabbia per fornire supporto termico al topo ospite, consentendo comunque all'animale di spostarsi nella metà non riscaldata. Dopo un completo recupero, restituire il topo alla sua gabbia originale. Utilizzare un paio di forbici chirurgiche per aprire la pelle sulla superficie anteriore della zampa.Dopo aver individuato il muscolo TA, recidere il tendine distale e riflettere il muscolo. Recidere il tendine muscolare prossimale per liberare il muscolo TA. Raccogliere entrambi i muscoli TA, quello sinistro o trattato e quello destro o di controllo.Pesare i muscoli raccolti posizionandoli su carta da pesata e su una bilancia. Per la crioprotezione, immergere brevemente i muscoli nell'olio minerale e quindi asciugare l'eccesso di olio. Per congelare rapidamente i muscoli, posizionarli sulla carta d'alluminio e immergerli rapidamente in un matraccio doppio riempito di azoto liquido.Trasferire i campioni congelati in provette criogeniche etichettate. L'inclusione precisa del tessuto donatore all'interno del muscolo ospite è fondamentale per il successo del MIME. Dopo tre giorni, il muscolo EDL donatore rimane impiantato nel muscolo TA ospite, con i segni dell'ago ancora visibili sul muscolo ospite.Inoltre, le sezioni trasversali dei muscoli donatori non mostrano fluorescenza verde, mentre quelle dei muscoli ospiti sì. Nelle sezioni trasversali dei muscoli impiantati, è presente un confine chiaro tra le fibre muscolari dell'ospite positive per la GFP e le fibre muscolari donatrici negative per la GFP.14 giorni dopo il trattamento, tutte le fibre muscolari e i muscoli non trattati sono positivi per GFP. Ma non nei muscoli ospiti trattati. Molte di queste fibre negative per GFP risultano vitali, come mostrato dall'etichettatura rossa della desmina.Ciò dimostra che il MIME induce la miogenesi derivata dalle cellule donatrici. Sono presenti fibre muscolari chimeriche nel muscolo TA, rilevate in base alla loro fluorescenza da bassa a moderata, probabilmente derivante dalla fusione di cellule miogeniche dell'ospite e del donatore.La loro presenza lungo l'intero diametro del muscolo ospite suggerisce che le cellule miogeniche donatrici possono migrare per diverse centinaia di micron all'interno del muscolo. Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in 15-20 minuti, se effettuata correttamente. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come utilizzare la tecnica MIME per inserire un segmento di muscolo donatore in un muscolo ospite, al fine di facilitare la miogenesi mediata da cellule donatrici.La tecnica MIME ci permette di studiare se il muscolo umano cadaverico possa promuovere la miogenesi mediata da cellule donatrici in un topo ospite. Aiuta inoltre a valutare se la stimolazione elettrica neuromuscolare sia in grado di potenziare la miogenesi mediata da cellule donatrici. Questo metodo può essere applicato anche ad altri sistemi, come la generazione di modelli animali di malattie umane attraverso l'inserimento di muscolo umano ottenuto con biopsia in animali ospiti, e per verificare se i mimetici del tessuto muscolare contenenti cellule miogeniche possano promuovere la miogenesi.

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Minimamente invasiva muscolo incorporamento (MIME) - una nuova tecnica sperimentale per facilitare la miogenesi donatore-cellulo-mediata

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