Name: Istituzione dellinfarto pontino acuto nei ratti mediante stimolazione elettrica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 2 s
Description: Impara a stabilire un infarto pontino acuto nel ratto mediante stimolazione elettrica con impulso singolo. Questo modello riproducibile aiuta a studiare i meccanismi dell'ictus e valutare le performance neurologiche.

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Questo studio è stato sostenuto finanziariamente dalla National Science Foundation of China (81471181 e 81870933) a Y. Jiang e dalla National Science Foundation of China (n. 81601011), Natural Science Foundation of Jiangsu Province (No. da BK20160345) a J. shu e dal Programma Scientifico della Commissione Sanitaria Municipale di Guangzhou (20191A011083) a .

Il protocollo è stato esaminato e approvato dall'Institution Animal Care and Use Committee del Secondo Ospedale Affiliato dell'Università di Medicina di Guangzhou, un'istituzione accreditata da AAALACi. I ratti sono stati forniti dall'Animal Center della Southern Medical University.
1. Animale
<ol><li>Utilizzare ratti maschi adulti Sprague-Dawley del peso di 250 x 10 g.</li>
	<li>Al momento del trasporto, ospitare i ratti per almeno 1 settimana prima dell'intervento chirurgico in condizioni ambientali controllate con una temperatura ambiente di 25 gradi centigradi, umidità relativa del 65% e 12 h/12 h di luce/scuro ciclo.</li>
	<li>Fornire cibo e acqua al libitum.</li>
</ol>2. Istituzione dell'infarto nei pons
<ol><li>Pesare i ratti prima dell'intervento chirurgico e valutare le prestazioni neurologiche in base ai test comportamentali descritti di seguito (sezione 3).</li>
	<li>Preriscaldare il riscaldamento immediatamente prima dell'anestesia.</li>
	<li>Attaccare il trapano del cranio al supporto sul telaio stereotassico.</li>
	<li>Iniettare intraperitonealmente i ratti con 50 mg/kg di ketamina e 5 mg/kg di xylazina. Verificare la mancanza di risposta alla dita dei piedi.</li>
	<li>Montare il ratto sul telaio stereotassico in posizione prona. Posizionare le barre dell'orecchio sopra il canale uditivo per fissare la testa. Assicurarsi che il cranio sia mantenuto orizzontale per evitare qualsiasi inclinazione dell'iniezione.</li>
	<li>Mantenere l'anestesia da isoflurane (100% ossigeno, 2,5% isoflurane) tramite un attacco cono naso stereotassico per ratti con porte di ingresso e di uscita. Mantenere la temperatura a 37 gradi centigradi utilizzando un tampone di riscaldamento e monitorare la temperatura durante tutta la procedura.</li>
	<li>Utilizzare l'unguento oculari per prevenire l'essiccazione corneale. Utilizzare le forcepi per pizzicare leggermente le zampe per garantire che non ci sia risposta al dolore.</li>
	<li>Rasa i capelli del cranio con un micro-rasoio. Applicare lo scrub chirurgico di clorexidina in modo circolare a partire dal sito di incisione chirurgica e ruotando verso l'esterno.</li>
	<li>Fare un'incisione midline di 3 cm con un bisturi dalla linea del canthus bilaterale a 0,5 cm dietro la fontanella posteriore, che dovrebbe essere contrassegnata da una penna marker chirurgica.</li>
	<li>Utilizzare un tampone di cotone per rimuovere un sangue.</li>
	<li>Posizionare un pezzo di nastro chirurgico posto su ciascun lato del lembo della pelle per esporre il cuoio capelluto (Figura 1).</li>
	<li>Rimuovere delicatamente i tessuti connettivi dall'osso crano con un tampone di cotone immerso in 0.9% NaCl. Se non rimossi, i tessuti connettivi saranno catturati nel trapano.</li>
	<li>Identificare il bregma. Scegli il punto centrale del bregma come punto di origine e segnalo usando una penna pennarello chirurgico nera a punta fine.</li>
	<li>Posizionare un trapano a 6,0 mm AP, 2,0 mm ML (intervallo da 0,5 a 3,0 mm, figura 2A).</li>
	<li>Eseguire craniotomia (diametro 1 mm) utilizzando un trapano automatico. Procedere con attenzione, perché questo punto è vicino al seno venoso.</li>
	<li>Rimuovere il trapano dal telaio stereotassico.</li>
	<li>Posizionare una sonda da 22 G con una levatura isolata nel telaio stereotassico (Figura 3A). La punta della sonda deve essere posizionata 2 mm sopra l'estremità prossimale della fadera (Figura 3A,B; Figura 2B).</li>
	<li>Assicurarsi che la fadetta entri nel cervello 7 mm (7 mm DV, Figura 2B; Figura 1C).</li>
	<li>Far avanzare la sonda lungo la fava(Figura 1D) fino a quando la punta della sonda è 9 mm sotto la superficie del cervello (Figura 2D).</li>
	<li>Collegare gli elettrodi a uno stimolatore elettrico (Figura 3C). Collegare l'anodo alla sonda come illustrato nella figura 1D. Collegare il catodo ai ratti (di solito all'orecchio dei ratti).</li>
	<li>Accendere lo stimolatore elettrico e impostare i seguenti parametri: larghezza dell'impulso singolo - 4.050 ms; tensione di tensione 50 V; e corrente : 4 mA (Figura 3C). Durante la stimolazione elettrica, il ratto mostrerà tremante. In questo studio, il dispositivo non è stato acceso per i ratti del gruppo di controllo utilizzati per i test comportamentali, la risonanza magnetica e il TTC.</li>
	<li>Lasciare la sonda in posizione per 5 minuti dopo la stimolazione.</li>
	<li>Rimuovere la sonda dal cervello (Figura 1F).</li>
	<li>Utilizzare il cemento osseo per coprire la craniotomia. Lasciare asciugare il cemento prima della sutura della ferita.</li>
	<li>Suturare la ferita con filamenti di sutura in poliammide 4-0. Dopo tre o quattro stiches, legare 2-1-1 nodi chirurgici standard.</li>
	<li>Iniettare i ratti con penicillina (0,25 mL, 80 IU diluito in 4 mL di salina) intraperitonealmente per prevenire l'infezione.</li>
	<li>Iniettare i ratti sottocutaneamente con meloxicam ad una dose di 2 mg/kg e poi ripeterlo ogni 24 h.</li>
	<li>Monitorare i ratti ogni 15 minuti fino a quando completamente sveglio e restituirli alla gabbia con un pad di riscaldamento. Fornire libero accesso al cibo e all'acqua fino al sacrificio. NOTA: Tutte le procedure devono seguire i principi chirurgici asettici. Prima dell'intervento, indossare un scrub top, maschera chirurgica e guanti sterili dopo uno scrub chirurgico di mani. Mantenere sempre il materiale di sutura sterile all'interno del campo sterile.</li>
</ol>3. Test comportamentali
<ol><li>Punteggio Longa17<ol>
<li>Posizionare i ratti sulla superficie del tavolo.</li>
		<li>Registrare i punteggi come segue: 0 - nessun deficit neurologico; 1 - mancata estensione totale del prepestare contralaterale, un lieve deficit neurologico focale; 2 - girando verso sinistra, un deficit neurologico focale moderato; 3 - caduta a sinistra, un grave deficit focale; 4 - nessun camminare spontaneo e un livello depresso di coscienza.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Berderson segna18<ol>
<li>Tenere il topo per la coda e lasciare che gli arti anteriori raggiungere per un tavolo. Registrare i punteggi come segue: 0 - entrambi gli arti hanno raggiunto la tabella; 1 - solo un arto raggiunge il tavolo.</li>
		<li>Posizionare l'animale su una superficie ruvida. Registrare i punteggi come segue: 0 - una forte presa sulla superficie ruvida con buona resistenza quando spinto; 1 - una leggera resistenza osservata solo in una zampa; 2 - nessuna resistenza quando spinto in una direzione.</li>
		<li>Collocare il ratto in un'area chiusa (18 in 36 dollari) e permettergli di vagare liberamente. Registrare i punteggi come segue: 0 : camminare per l'intera lunghezza del recinto senza girare; 1 - camminare per tutta la lunghezza del recinto con il cerchio; 2 - non può camminare per tutta la lunghezza del recinto, ma può cerchiare; 3 - non può muoversi molto. Utilizzare la somma dei punteggi di valutazione di ogni attività come punteggio di valutazione finale.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Test del fasciodi equilibrio 19<ol>
<li>Assicurarsi che l'apparecchio sia costituito da un fascio di 3 cm di larghezza e 70 cm di lunghezza e di 20 cm sopra il pavimento. Posizionare una casella oscurata all'estremità della trave con un ingresso stretto.</li>
		<li>Posizionare un generatore di rumore bianco e una sorgente luminosa all'inizio del fascio. Il rumore e la luce sono stati utilizzati per motivare il ratto ad attraversare il fascio ed entrare nella casella della meta.</li>
		<li>Terminare gli stimoli quando gli animali entrano nella scatola oscurata. Registrare la latenza per raggiungere la casella dell'obiettivo (in secondi) e le prestazioni di hindlimb del ratto quando si attraversa il fascio.</li>
		<li>Registrare i punteggi per ogni performance come segue: 0 - saldi con postura costante; 1 - afferra il lato del fascio; 2 - abbracci fascio e 1 arto cade dal fascio; 3 - abbracci fascio e due arti cadono di fascio, o gira sulla trave dopo >60 s; 4 - tenta di bilanciare sulla trave, ma cade dopo >40 s; 5 - tenta di bilanciare sulla trave, ma cade dopo >20 s; e 6 - cade, nessun tentativo di equilibrio o appendere sulla trave dopo <20 s.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Rimozione adesivo test somatosensoriale20<ol>
<li>Mettere i ratti in una scatola di plexiglass chiara e consentire loro di esplorare il nuovo ambiente per 2 o 3 minuti.</li>
		<li>Posizionare un'etichetta adesivo di colore verde di 10 mm sulla superficie interna di ogni preafficolta' sopra il pollice e sul polso.</li>
		<li>Riportare i ratti nella scatola di plexiglass.</li>
		<li>Registrare il tempo per il ratto per rimuovere la prima etichetta e tutte le altre etichette, rispettivamente. Lasciare un massimo di 3 min. Il test deve essere condotto 2 volte in allenamento.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Test di posizionamento degli arti<ol>
<li>Tenere i ratti in posizione orizzontale e prevenire il movimento.</li>
		<li>Una volta che il ratto perde il contatto con la superficie del tavolo (movimento passivo degli arti), applicare stimoli tattili e propriocettivi alla zampa con il bordo del tavolo.</li>
		<li>Valutare il posizionamento della zampa (successo o fallimento) sul bordo del tavolo.</li>
		<li>Registrare i punteggi come segue: 0 - nessun posizionamento; 0,5 - posizionamento incompiuto e/o ritardato; 1 - posizionamento immediato e completo.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Conferma infartata tramite risonanza magnetica
<ol><li>Eseguire la risonanza magnetica 24 h dopo l'intervento chirurgico.</li>
	<li>Anestesizzare il ratto da isoflurane (5% per l'induzione, 1%–1,5% per manutenzione).</li>
	<li>Fissare la testa del ratto in una bobina di matrice di cervello ratto e combinato con una bobina di volume solo trasmissione.</li>
	<li>Posizionare la bobina e il ratto nello scanner MRI. Fissare il ratto all'interno della culla utilizzando le barre dei denti e delle orecchie.</li>
	<li>Mantenere la temperatura corporea a 37 gradi centigradi durante la procedura di scansione MRe utilizzando una giacca termica a circuito chiuso.</li>
	<li>Utilizzare una sequenza pilota per garantire la corretta geometria.</li>
	<li>Raccogliere scansioni ponderate T2 utilizzando una sequenza di eco a rotazione rapida: tempo eco (TE) - 33 ms; tempo di ripetizione (TR) - 8.000 ms; campo di visualizzazione: 30 mm x 30 mm; matrice di acquisizione: 512 x 512; 50 fette; Spessore di 0,4 mm.</li>
	<li>Raccogliere un quattro colpi spin-echo planar imaging scansioni DWI: tempo eco - 30,5 ms; tempo di ripetizione : 8000 ms; matrice : 96 x 96; campo di vista: 25 mm x 25 mm; tre direzioni: x, y, z; Valori B: 0 1.000 s/mm2 e 1.000 s/mm2; 50 fette assiali contigue; Spessore di 0,4 mm.</li>
	<li>Riportare i topi nella gabbia.</li>
</ol>5. Conferma infartata con colorazione TTC
<ol><li>Sacrificare i ratti al punto di tempo secondo il progetto sperimentale. In questo esperimento, abbiamo sacrificato i ratti 24 ore dopo l'intervento chirurgico.</li>
	<li>Preparare una soluzione TTC del 2% prima del sacrificio. Aggiungere 0,2 g di polvere TTC al PBS da 10 mL 0,01 M (pH 7.4). Trasferire la diluizione in un piatto di 10 cm coperto di carta d'argento e preriwarmed a 37 gradi centigradi in un bagno d'acqua.</li>
	<li>Esporre il ratto al 5% isoflurane fino alla perdita di coscienza. Quindi, esporre il ratto a CO2 (20%-30% del volume della gabbia per min) fino a quando la respirazione non si è fermata, quindi mantenere 2 minuti di esposizione a CO2.</li>
	<li>Utilizzare i seguenti segni per confermare la morte: nessun aumento e caduta del torace, nessun battito cardiaco palpabile, scarso colore della membrana mucosa, nessuna risposta al pizzico di piedi, cambiamento di colore o opacità negli occhi.</li>
	<li>Eseguire lussazione cervicale.</li>
	<li>Fissare gli animali registrando le zampe su una piattaforma sterile. Creare un'incisione della linea mediana dalla clavicola all'ipogastrium e un'incisione laterale dallo xifoide a sinistra lungo la gabbia toracica. Fare un taglio nel diaframma anche lungo la gabbia toracica e un'incisione della linea mediana torace per esporre il cuore.</li>
	<li>Collegare la punta di un ago (27 G) a una pompa perfusione contenente 0,01 M PBS a 4 gradi centigradi nel ventricolo sinistro. NOTA: Far avanzare la punta lungo il bordo sinistro del ventricolo per evitare di entrare nell'atrio. Accendere la pompa di perfusione per assicurarsi che la punta si trova nel ventricolo sinistro e tagliare l'atrio destro. Se il fluido fuoriescono dalla narice, la punta si trova nell'atrio e deve essere regolata o reinserta.</li>
	<li>Utilizzare circa 100 mL di 0,01 M PBS, mantenuti a 4 gradi centigradi per la perfusione. Spegnere la pompa di perfusione fino a quando il fegato diventa bianco.</li>
	<li>Decapitare i ratti e sezionare l'intero cervello usando le forbici e le forbici. Rimuovere l'acqua dalla superficie del cervello con carta gonfiante.</li>
	<li>Conservare l'intero cervello a -80 gradi centigradi per 1 min (tagliare le sezioni del cervello è più facile dopo il congelamento). NOTA: Questo passaggio può essere saltato se le sezioni cerebrali possono essere tagliate bene senza congelamento.</li>
	<li>Posizionare il cervello nella matrice con il lato dorsale verso l'alto.</li>
	<li>Identificare il foro nella superficie del cervello come mostrato nella figura 1G e inserire una lama spessa 0,21 mm in acciaio inossidabile. Di solito, la più grande area di infarto è nel piano della sonda; quindi, una lama deve essere inserita in questa regione.</li>
	<li>Inserire le altre lame a un intervallo di 2 mm.</li>
	<li>Rimuovere contemporaneamente le lame, tutto in una volta, dalla matrice e posizionare l'intero cervello con le lame nella soluzione TTC nel piatto. Rimuovere le lame con attenzione. NOTA: Qui, le sezioni cerebrali non sono state facilmente rimosse dal liquido perché alcuni pia mater residui nella base cranii interferito con la sezionazione. Se alcune sezioni rimangono nella matrice, utilizzare una piccola spatola per trasferirle nel piatto.</li>
	<li>Mettere il piatto con la soluzione TTC e le sezioni cerebrali in un bagno d'acqua a 37 gradi centigradi.</li>
	<li>Controllare il piatto ogni 5 minuti e assicurarsi che nessuna sovrapposizione di sezioni.</li>
	<li>Aggiungere 10 mL di soluzione paraformaldeide del 4% al piatto per terminare la reazione TTC.</li>
	<li>Orientare le sezioni dal rostrale al caudal e scattare foto.</li>
</ol>6. Statistiche
<ol><li>Utilizzare un software di analisi statistica (ad esempio, GraphPad Prism) per eseguire un test t diStudent. NOTA: tutti i dati sono espressi come media: SE. Le differenze tra i gruppi vengono determinate con i test t diStudent a due code (p < 0,05 definiti come significatività statistica).</li>
</ol>

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<li>Wen, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+behavioural+tests+for+the+prediction+of+outcomes+in+mouse+models+of+focal+middle+cerebral+artery+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Optimization of behavioural tests for the prediction of outcomes in mouse models of focal middle cerebral artery occlusion.</a> Brain Research. 1665, 88-94 (2017).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi.

Il presente studio fornisce un protocollo per la generazione di un modello di ratto infarto pontino acuto. Questo modello può essere utilizzato per la ricerca sulla prognosi e la riabilitazione (compreso il dolore cronico post-ictus) nei pazienti colpiti da ictus pontino.
Ci sono diversi punti di forza di questo metodo. In primo luogo, fornisce un modello di ratto di infarto pontino acuto per studi futuri. Come accennato in precedenza, l'infarto pontino è un sottotipo di ictus comune che ha ri...

A partire dagli anni '80, il modello di occlusione dell'arteria cerebrale media (MCAO) indotta dai filamenti in silicone è stato ampiamente utilizzato nella ricerca sull'ictusdi base 1. Sono stati utilizzati anche altri metodi (ad esempio, la sutura di un ramo dell'MCA2 e l'infarto focale indotta fotochimicamente). Questi modelli sono stati definizione modelli di ictus basati su MCA e hanno contribuito notevolmente alle indagini sui meccanismi patofsiologici alla base dell'ictus e delle potenziali terapie. Anche se ci sono limitazioni di questi modelli sperimentali3,4, questi metodi sono stati utilizzati molti laboratori5,6. I modelli di tratto basati su MCA rappresentano un tratto nella circolazione anteriore; tuttavia, pochi rapporti hanno studiato modelli che imitano l'ictus nella circolazione posteriore7.
Ci sono differenze significative tra l'eziologia, i meccanismi, la manifestazione clinica e la prognosi tra i colpi di circolazione anteriore e posteriore8. Pertanto, i risultati derivati dai modelli di tratto di circolazione anteriore non possono essere applicati al tratto di circolazione posteriore. Ad esempio, l'intervallo di tempo di reperfusione per la circolazione anteriore è stato esteso a 6 h, con una piccola porzione di studi che si estende a 24 h sulla base dei risultati dell'imaging9. Tuttavia, la finestra di tempo per la circolazione posteriore può essere più lunga di 24 h, secondo i rapportiprecedenti 10 e le nostre esperienze cliniche. Questa finestra di tempo di reperfusione allungata deve essere ulteriormente studiata e confermata nei modelli sperimentali.
Per quanto riguarda i colpi di circolazione posteriore, l'infarto pontino è il sottotipo più comune, che rappresenta il 7% di tutti i casi di ictus ischemico11,12. Secondo la topografia dell'infarto, gli infarti pontini sono divisi in infarti pontini isolati e non isolati13. Gli infarti pontini isolati sono classificati in tre tipi in base ai meccanismi sottostanti: grande malattia dell'arteria (LAD), malattia del ramo dell'arteria basilare (BABD) e malattia dell'arteria piccola (SAD). La conoscenza dei meccanismi, della manifestazione e della prognosi dell'infarto pontino è stata ricavata da indagini cliniche sui casi14. Tuttavia, un modello di roditore che imita l'infarto pontino è stato meno studiato.
In studi precedenti, è stata esplorata la lesione diffusa del tegmentum del tronco encefalico che coinvolge i pons7. Un gruppo ha tentato di creare un modello di infarto pontino tramite la legatura dell'arteria basilare (BA)15. Un altro gruppo ha usato una sutura monofilamento in nylon 10-0 per legare selettivamente quattro punti della BA prossimale selettivamente16. Questo modello imita LAD, ma la maggior parte degli infarti pontini derivano da BABD e SAD. Inoltre, la legatura selettiva del BA è un intervento chirurgico complicato e ha un alto tasso di mortalità.
Fornito qui è un protocollo dettagliato per un modello di ratto facile da eseguire, facilmente riprodotto e di successo di infarto pontino acuto da stimolazione elettrica.

<table><tbody><tr><td>4-0 suzione</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Strumenti chirurgici</td></tr><tr><td>Nastro adesivo</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Strumenti chirurgici</td></tr><tr><td>Sistema di anestesia animale</td><td>RWD</td><td></td><td>Indossare la maschera quando si utilizza il sistema</td></tr><tr><td>Cemento osseo</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Strumento chirurgico</td></tr><tr><td>Morsetto polimerizzato</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Surgical strumento</td></tr><tr><td>Forbici per tessuti generali</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Strumento chirurgico</td></tr><tr><td>IndoPhors</td><td>Guoyao of China</td><td></td><td>Sterilizzazione</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>RWD</td><td>217181101</td><td></td></tr><tr><td>Dispositivo per la creazione di lesioni</td><td>Shanghai Yuyan</td><td></td><td>Creazione di una lesione</td></tr><tr><td>Sistema di risonanza magnetica</td><td>Bruker Biospin</td><td></td><td>Conferma dell'infarto in vivo</td></tr><tr><td>Porta ago</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Strumento chirurgico</td></tr><tr><td>Penicilina</td><td>Guoyao della Cina</td><td></td><td>Sonda per la prevenzione delle infezioni</td></tr><tr><td></td><td>Anke</td><td></td><td>Hai bisogno di alcune modifiche</td></tr><tr><td>Q-tips</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Strumento chirurgico</td></tr><tr><td>Forbici da taglio</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Strumento chirurgico</td></tr><tr><td>Apparecchio stereotassico</td><td>RWD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ago da sutura</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Strumento chirurgico</td></tr><tr><td>Tenuta dei tessuti Fori Shanghai</td><td>Jinzhong</td><td></td><td>Strumento chirurgico</td></tr><tr><td>TTC</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>BCBW5177</td><td>Per la conferma dell'infarto in vitro</td></tr></tbody></table>

istituzione dell'infarto pontino acuto nei ratti mediante stimolazione elettrica

Establishment of Acute Pontine Infarction in Rats by Electrical Stimulation

L'infarto pontino è il sottotipo di ictus più comune nella circolazione posteriore, mentre manca un modello di roditore che imita l'infarto pontino. Fornito qui è un protocollo per stabilire con successo un modello di ratto di infarto pontino acuto. Vengono utilizzati ratti di circa 250 g, e una sonda con una fazza isolante viene iniettata nei pons utilizzando un apparato stereotassico. Una lesione è prodotta dalla stimolazione elettrica con un singolo impulso. Il punteggio Longa, il punteggio di Berderson e il test di equilibrio del fascio vengono utilizzati per valutare i deficit neurologici. Inoltre, il test somatosensoriale di rimozione adesivo viene utilizzato per determinare la funzione sensomotoria e il test di posizionamento degli arti viene utilizzato per valutare la propriocezione. Le scansioni MRI vengono quindi utilizzate per valutare l'infarto in vivo, e la colorazione TTC viene utilizzata per confermare l'infarto in vitro. Qui, viene identificato un infarto di successo che si trova nella base anterolaterale dei pons rostrali. In conclusione, viene descritto un nuovo metodo per stabilire un modello di ratto infarto pontino acuto.

Sei animali sono stati sottoposti al protocollo chirurgico descritto sopra. Il gruppo di controllo, come illustrato nella Figura 4, consisteva di sei ratti. Le fette di cervello mostrate nella Figura 4 sono state derivate da un ratto per gruppo.
La risonanza magnetica ha mostrato che l'infarto si trovava nella base dei pons (Figura 4A). Dal momento che la sonda è stata iniettata 2 mm a sinistra della line...

Presentato qui è un protocollo per stabilire infarto pontino acuto in un modello di ratto tramite stimolazione elettrica con un singolo impulso.

Istituzione dell'infarto pontino acuto nei ratti mediante stimolazione elettrica

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided ...

Forniamo un protocollo per stabilire l'infarto in un pons di ratto. Questo modello di ratto infarto pontino fu facilmente eseguito, facilmente riprodotto e di grande successo. La stimolazione elettrica potrebbe essere usata per fare infarto in qualsiasi altra area cerebrale come il talamo.Le persone che vogliono eseguire questo modello dovrebbero imparare l'autonomia pontina prima dell'esperimento. Prima dell'intervento chirurgico, pesare i ratti e valutare le loro prestazioni neurologiche in base ai test comportamentali come descritto nel testo di accompagnamento. Preriscaldare il riscaldante a 37 gradi Celsius immediatamente prima dell'anestesia e attaccare il trapano del cranio al supporto sul telaio stereotassico.Confermare la mancanza di risposta al riflesso del pedale nel primo ratto anestetizzato e montare il ratto sul telaio stereotassico nella posizione prona sul riscaldatore. Posizionare le barre dell'orecchio sopra il condotto uditivo per fissare la testa, facendo attenzione che il cranio sia tenuto orizzontale per evitare qualsiasi inclinazione dell'iniezione. Applicare un unguento agli occhi dell'animale e utilizzare un micro rasoio per rimuovere i capelli dal cranio.Utilizzare un marcatore per disegnare una linea di tre centimetri lungo la linea mediana del cranio dalla linea del canto laterale bilaterale a 0,5 centimetri dietro le fontanelle posteriori e utilizzare un bisturi per fare un'incisione della linea mediana lungo la linea contrassegnata. Utilizzare un batuffolo di cotone per rimuovere qualsiasi sangue e posizionare un pezzo di nastro chirurgico su ciascun lato del lembo della pelle per esporre il cranio. Utilizzare un nuovo tampone imbevuto di cloruro di sodio allo 0,9% per rimuovere delicatamente qualsiasi tessuto connettivo dal cranio e localizzare il bregma.Utilizzare una penna marcatore a punta fine per indicare il punto centrale del bregma come punto di origine, posizionare il trapano a sei millimetri anteriori posteriori, due millimetri laterali mediali. Utilizzare il trapano per eseguire con attenzione una craniotomia di un millimetro di diametro. Successivamente, sostituire il trapano con una sonda calibro 22 con una tonde isolata con la punta posizionata due millimetri sopra l'estremità prossimale della tosta.Inserire i fogli di sette millimetri nel cervello e far avanzare la sonda lungo la trave fino a quando la parte superiore della sonda è di nove millimetri sotto la superficie del cervello. Collegare gli elettrodi a uno stimolatore elettrico e collegare l'anodo alla sonda. Quindi collegarsi al catodo all'orecchio del topo.Successivamente, accendere lo stimolatore elettrico e impostare la larghezza del singolo impulso su 4.050 millisecondi, la tensione a 50 volt e la corrente a quattro milliarti. Lasciare la sonda in posizione per cinque minuti dopo la stimolazione prima di rimuovere il dispositivo dal cervello. Coprire la craniotomia con cemento osseo e lasciare asciugare il cemento prima di utilizzare filamenti di sutura di poliammide 4.0 per chiudere la ferita.Dopo tre o quattro punti, legare 2-1-1 nodi chirurgici standard. Quindi iniettare per via intraperitoneale il ratto con 250 microlitri di penicillina e monitorare il topo ogni 15 minuti fino a quando non è completamente sveglio prima di riportare l'animale nella sua gabbia. In questa analisi, sei animali sono stati sottoposti all'intervento chirurgico come dimostrato e sei animali sono stati trattati come controlli.Le fette cerebrali in queste immagini sono state derivate da un topo per gruppo. La scansione della risonanza prima ha rivelato che l'infarto si trovava sulla base dei pon che imitavano gli infarizioni anterolaterali nei pazienti umani. Poiché è stata utilizzata una trave isolata, l'infarto non è stato osservato nella corteccia, nel cervelletto o nel midbrain.Le immagini ponderate per la diffusione hanno anche rivelato l'infarto pontino acuto. La colorazione TTC è stata utilizzata per confermare l'infarto 24 ore dopo l'intervento chirurgico. Come previsto, il volume di infarto era significativamente più alto nel gruppo chirurgico rispetto al gruppo di controllo.I punteggi comportamentali sono stati misurati prima e dopo l'intervento chirurgico. Rispetto al gruppo di controllo, ratti con un infarto pontino giravano a sinistra. Differenze significative sono state osservate nei punteggi dei test somatosensoriali di Longa, Berderson, posizionamento degli arti, bilanciamento del fascio e rimozione adesiva tra le corse con infarto pontino e ratti del gruppo di controllo.Qualsiasi area cerebrale specifica verrà distrutta dalla stimolazione elettrica.

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Modello di ischemia cerebrale focale da occlusione endovascolare Sutura della arteria cerebrale media nel ratto

Questo video mostra una procedura per indurre danni ai tessuti o infarto nel ponte di un ratto anestetizzato utilizzando la stimolazione elettrica.

Induzione dell'infarto acuto del ponte in un modello di ratto mediante stimolazione elettrica

Fonte: Jang, S., et al, Convulsioni elettroconvulsive nei ratti e frazionamento dei loro ippocampi per esaminare i cambiamenti indotti dalle convulsioni nelle proteine della densità postsinaptica. J. Vis. Exp. (2017)Questo video mostra l'induzione di una crisi elettroconvulsivante acuta (SEC) in un modello di ratto per studiare la neuroplasticità indotta dalle crisi. I ricercatori applicano la stimolazione elettrica tramite elettrodi a clip per l'orecchio, innescando l'ipereccitabilità...

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Stimolazione elettrica transcranica cronica e registrazione intracorticale in ratti

Modelli di sequestro acuta sono importanti per studiare i meccanismi alla base di eventi epileptiform. Inoltre, la capacità di generare eventi epileptiform su richiesta fornisce un metodo altamente efficiente per studiare l'esatta sequenza degli eventi alla base la loro iniziazione. Qui, descriviamo i modelli di sequestro corticale acuta 4-aminopiridina stabiliti nel tessuto umano e del mouse.

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Lo scopo di questo studio è quello di stabilire e convalidare un modello animale per la ricerca nelle fasi di recupero e sequela dell'ischemia cerebrale testando l'infarto cerebrale e la funzione motoria sensoriale dopo l'occlusione/reperfusione dell'arteria cerebrale media (MCAO/R) dopo 1-90 giorni in ratti.

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Il presente lavoro descrive un protocollo sperimentale di stimolazione dello scoppio atriale transesofageo per un'induzione efficiente della fibrillazione atriale (AF) nei ratti. Il protocollo può essere utilizzato in ratti con cuori sani o rimodellati, consentendo lo studio della fisiopatologia della fibrillazione atriale, l'identificazione di nuovi bersagli terapeutici e la valutazione di nuove strategie terapeutiche.

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Impara a stabilire un infarto pontino acuto nel ratto mediante stimolazione elettrica con impulso singolo. Questo modello riproducibile aiuta a studiare i meccanismi dell'ictus e valutare le performance neurologiche.

Istituzione dell'infarto pontino acuto nei ratti mediante stimolazione elettrica

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