Summary

Costo-efficace metodo per il rilevamento di origine microbica Utilizzando specifici virus umani e animali

Published: December 03, 2011
doi:

Summary

Lo studio descrive un metodo conveniente per l'identificazione della fonte di contaminazione fecale / urina o la contaminazione da nitrati in acqua utilizzando qPCR per la quantificazione specifica di virus DNA umano / suini / bovini, adenovirus e poliomavirus, proposti come strumenti di MST.

Abstract

La contaminazione microbica dell'ambiente rappresenta un rischio significativo per la salute. Classica indicatori batterici fecali hanno dimostrato di avere notevoli limitazioni, i virus sono più resistenti ai processi di inattivazione molti indicatori e standard fecale non informare sulla fonte di contaminazione. Lo sviluppo di metodi economici per la concentrazione di virus da acqua e saggi molecolari facilita l'applicabilità di virus come indicatori di contaminazione fecale e come fonte microbica tracking (MST) strumenti. Adenovirus e poliomavirus sono virus a DNA infettare specie di vertebrati specifici compresi gli esseri umani e sono costantemente escreto nelle feci e / o urine in tutte le aree geografiche studiate. In studi precedenti, abbiamo suggerito la quantificazione di adenovirus umani (HAdV) e poliomavirus JC (JCPyV) mediante PCR quantitativa (qPCR) come indice di contaminazione fecale umana. Recentemente, abbiamo sviluppato saggi qPCR per la quantificazione specifica di poradenovirus cine (PAdV) e poliomavirus bovina (BPyV) come animali indicatori di contaminazione fecale con sensibilità di copie del genoma 1-10 per provetta. In questo studio, presentiamo la procedura da seguire per identificare la fonte di contaminazione nei campioni di acqua di questi strumenti. Come esempio dei risultati rappresentativi, l'analisi dei virus nelle acque sotterranee presenta alti livelli di nitrati è mostrato.

Individuazione di virus in acque inquinate o moderatamente bassa richiede la concentrazione del virus da almeno diversi litri di acqua in un volume molto più piccolo, una procedura che di solito comprende due fasi concentrazione in serie. Questa procedura alquanto complesso e la variabilità osservata in recuperi virale ostacolare in modo significativo l'elaborazione simultanea di un gran numero di campioni di acqua.

Al fine di eliminare il collo di bottiglia causato dai due procedure dettagliate abbiamo applicato un passo protocollo sviluppato in Studie precedentes ed applicabile ad una varietà di matrici acqua. La procedura prevede: l'acidificazione di dieci litri di campioni di acqua, flocculazione da latte scremato, sedimentazione dei materiali flocculato, la raccolta del precipitato e centrifugazione, risospensione del precipitato in 10 ml di tampone fosfato. Il concentrato virale è utilizzato per l'estrazione di acidi nucleici virali e l'adenovirus specifico e poliomavirus di interesse sono quantificati da qPCR. Elevato numero di campioni può essere contemporaneamente analizzate con questo metodo a basso costo concentrazione.

La procedura è stata applicata per l'analisi delle acque di balneazione, l'acqua di mare e di acqua di fiume e in questo studio, presentiamo i risultati analizzando campioni di acque sotterranee. Questo high-throughput metodo quantitativo è affidabile, semplice e conveniente.

Protocol

1. Concentrazione delle particelle virali presenti nei campioni di acqua Raccolta e condizionamento dei campioni di acqua Raccogliere un minimo di 2 repliche di 10 litri per campione in contenitori di plastica con fondo piatto e un campione in più come un controllo di processo. Questo ultimo esempio sarà arricchito con una quantità nota di particelle virali e utilizzato come controllo. Nota: Si raccomanda di avere particolari materiali utilizzati (bottiglie, tubi, ecc) per i campioni a spil…

Discussion

La procedura descritta potrebbe soddisfare le condizioni per un metodo adatto per routine laboratori ambientali e sanitarie: riproducibile, affidabile, semplice e conveniente. Il protocollo è semplice, ma che devono essere seguite attentamente. Bassa conducibilità nei campioni senza aggiungere la concentrazione richiesta di sali di acqua di mare artificiale ridurrebbe drasticamente il recupero di virus come sarebbe il caso se il tempo di agitazione per la flocculazione è significativamente ridotto (meno di 5 or…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato parzialmente sostenuto dal governo spagnolo "Ministerio de Educación y Ciencia" (progetto AGL2008-05275-C01/ALI), dall'Unione Europea Quadro di Ricerca 7 progetti finanziati VIROBATHE (contratto n ° 513648), VIROCLIME (contratto n ° 243923 ) e dall'Agenzia catalana di acqua, Agencia Catalana de l'Aigua (ACA), Departament de controllo i Millora dels Ecosistemes Aquatics. Durante lo studio ha sviluppato Marta Rusiñol era un collega del governo catalano "AGAUR" (FI-DGR).

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments
High speed centrifuge (8,000xg) Berckman Coulter Avanti J-20XP  
pH-meter, thermometer and conductimeter Afora LPPC3003  
Plastic tubes 100-200 cm length Deltalab 350059  
Sterile graduated disposable pipettes Labclinics PN10E1  
Sterile plastic tubes of 1.5 and 10-15 mL (Eppendorf, Falcons, etc.) Afora KA298/00  
Centrifuge pots (500 mL) Fisher Scientific SE5753512  
Magnetic stirrers and magnets (one per sample) Fisher Scientific 10510  
Glass or plastic containers having flat bottoms to allow the use of magnetic stirrers Deltalab 191642  
A peristaltic pump for removing the supernatant (or a water-jet vacuum pump) Watson-Marlow 323E/D  
Timer to switch-off the stirring after 8-10 hours Deltalab 900400  
Hydrochloric acid (1N and 0.1N) Panreac 141020.1611  
Sodium hydroxide (1N) Panreac 131687.1211  
Artificial seawater sea salts Sigma S9883  
Skimmed milk (SM) Difco 232100  
Phosphate buffer pH 7,5     1:2 v/v of sterile Na2HPO4 0,2M and NaH2PO4 0,2M at pH 7.5
Thiosulphate Panreac 121879.1209 Make a 10% solution in water
QIAamp Viral RNA Mini Kit Qiagen 52904  
96-well optical reaction plate (500 units) Applied Biosystems 43426659  
Optical adhesive covers (100 units) Applied Biosystems 4311971  
TaqMan Environmental PCR Master Mix 2x Applied Biosystems 4396838  

References

  1. Bofill-Mas, S., Clemente-Casares, P., Major, E. O., Curfman, B., Girones, R. Analysis of the excreted JC virus strains and their potential oral transmission. J. Neurovirol. 9 (4), 498-507 (2003).
  2. Bofill-Mas, S., Albinana-Gimenez, N., Clemente-Casares, P., Hundesa, A., Rodriguez-Manzano, J., Allard, A., Calvo, M., Girones, R. Quantification and stability of human adenoviruses and polyomavirus JCPyV in wastewater matrices. Appl. Environ. Microbiol. 72 (12), 7894-7896 (2006).
  3. Calgua, B., Mengewein, A., Grunert, A., Bofill-Mas, S., Clemente-Casares, P., Hundesa, A., Wyn-Jones, A. P., López-Pila, J. M., Girones, R. Development and application of a one-step low cost procedure to concentrate viruses from seawater samples. J. Virol. Methods. 153 (2), 79-83 (2008).
  4. Hernroth, B. E., Conden-Hansson, A. C., Rehnstam-Holm, A. S., Girones, R., Allard, A. K. Environmental factors influencing human viral pathogens and their potential indicator organisms in the blue mussel, Mytilus edulis: the first Scandinavian report. Appl. Environ. Microbiol. 68, 4523-4533 (2002).
  5. Hundesa, A., Bofill-Mas, S., de Motes, M. a. l. u. q. u. e. r., Rodriguez-Manzano, C., Bach, J., Casas, A., M, ., Girones, R. Development of a quantitative PCR assay for the quantitation of bovine polyomavirus as a microbial source-tracking tool. J. Virol. Methods. 163 (2), 385-389 (2010).
  6. Hundesa, A., de Motes, M. a. l. u. q. u. e. r., Albinana-Gimenez, C., Rodriguez-Manzano, N., Bofill-Mas, J., Suñen, S., E, ., Girones, R. Development of a qPCR assay for the quantification of porcine adenoviruses as an MST tool for swine fecal contamination in the environment. J. Virol. Methods. 158 (1-2), 130-135 (2009).
  7. Hundesa, A., de Motes, M. a. l. u. q. u. e. r., Bofill-Mas, C., Albinana-Gimenez, S., N, ., Girones, R. Identification of human and animal adenoviruses and polyomaviruses for determination of sources of fecal contamination in the environment. Appl. Environ. Microbiol. 72 (12), 7886-7893 (2006).
  8. Layton, B. A., Walters, S. P., Lam, L. H., Boehm, A. B. Enterococcus species distribution among human and animal hosts using multiplex PCR. J. Appl. Microbiol. 109, 539-547 (2010).
  9. de Motes, M. a. l. u. q. u. e. r., Clemente-Casares, C., Hundesa, P., Martín, M., Girones, R. Detection of bovine and porcine adenoviruses for tracing the source of fecal contamination. Appl. Environ. Microbiol. 70 (3), 1448-1454 (2004).
  10. Pal, A., Sirota, L., Maudru, T., Peden, K., Lewis, A. M. Real-time PCR assays for the detection of virus-specific DNA in simples with mixed populations of polyomaviruses. J. Virol. Methods. 135 (1), 32-42 (2006).
  11. Stapleton, C. M., Kay, D., Wyer, D. a. v. i. e. s., Watkins, C., Kay, J., McDonald, C., Porter, A. T., J, ., Gawler, A. Evaluating the operational utility of a Bacteroidales quantitative PCR-based MST approach in determining the source of faecal indicator organisms at a UK bathing water. Water Res. 43, 4888-4899 (2010).
  12. Wang, J., Horner, G. W., Keef, O., S, J. Detection and molecular characterization of bovine polyomavirus in bovine sera in New Zealand. N. Z. Vet. J. 53, 26-30 (2005).
check_url/kr/2820?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Bofill-Mas, S., Hundesa, A., Calgua, B., Rusiñol, M., Maluquer de Motes, C., Girones, R. Cost-effective Method for Microbial Source Tracking Using Specific Human and Animal Viruses. J. Vis. Exp. (58), e2820, doi:10.3791/2820 (2011).

View Video