Summary

기판에 연결된 전지의 Micropipette의 열망은 셀 강성을 추정하기 위해

Published: September 27, 2012
doi:

Summary

여기 셀 강성을 측정 할 수있는 빠르고 간단한 방법을 설명합니다. 이 방법의 일반적인 원리는 세포 표면에 micropipette를 통해 적용 잘 정의 된 부정적인 압력에 대한 응답으로 막 변형을 측정하는 것입니다. 이 방법은 기판에 연결된 세포의 biomechanical 속성을 연구 할 수있는 강력한 도구를 제공합니다.

Abstract

연구 증가는 개별 세포의 biomechanical 속성이 세포 증식, 분화, 마이그레이션 및 세포 세포 상호 작용 등 여러 가지 세포 기능에 중요한 역할을 것으로 나타났습니다. 세포 biomechanics의 두 가지 주요 매개 변수 세포 deformability 또는 강성과 힘을 계약 생성하는 세포의 능력입니다. 여기 우리는 세포 표면에 유리 micropipette, Micropipette의 흡인 또는 Microaspiration라고 기술로 적용 부정적인 압력에 대한 응답으로 막 변형의 정도를 측정하여 세포 강성을 추정 할 수있는 빠르고 간단한 방법을 설명합니다.

Microaspiration는 다음 공기 압력 변환기에 연결 가까이로 이동하는 아주 작은 팁 (셀 또는 조직 샘플의 크기에 따라 2-50 μm의 직경)로 micropipette을 만들 모세관 잔을​​ 당겨 수행 현미경으로 세포의 주변. 때피펫의 팁은 공기 압력 변환기는 세포막에 잘 정의 압력을 생성하여 피펫에 적용되는 셀, 부정적인 압력의 단계를 감동. 압력에 대응하여, 멤브레인은 피펫 및 프로그레시브 막 변형 또는 피펫은 시간의 함수로 측정됩니다에 "막 투사"로 흡입된다. 이 실험 방법의 기본 원리는 정의 된 기계 힘에 대한 응답으로 막 변형의 정도가 막 강성의 기능이라는 것입니다. 엄격한 멤브레인은 느린 막 변형의 속도와 짧은 정상 상태 흡인 length.The 기술은 정지하고 기판에 연결된, 큰 세포 소기관의 두 절연 셀에 수행 할 수 있으며, liposomes입니다.

분석은 다른 세포 집단 또는 실험 조건에 주어진 압력 하에서 달성 최대 막 변형을 비교하여 수행됩니다. A "강성 계수는​​"에스입니다적용 압력의 함수로 막 변형의 흡입 길이를 음모에 의해 timated. 또한, 데이터는 더욱 세포의 영 계수 (E), 재료의 강성을 특징하는 가장 일반적인 매개 변수를 추정하기 위해 분석 할 수 있습니다. 이 진핵 세포의 플라즈마 멤브레인은 막 지질 이중층은 하위 막 세포 골격으로하고 멤브레인의 기계적 비계를 구성 세포 골격이며, deformability을 지배 해당 underlied되어있는 이중 구성 요소 시스템으로 볼 수 있습니다하는 것이 중요합니다 세포 봉투. 이 방법은, 따라서, 서브 막 세포 골격의 biomechanical 속성을 탐색 할 수 있습니다.

Protocol

1. 유리 Micropipettes를 당기는 장비 : Micropipette 풀러, Microforge. 유리 : Boroscillicate 유리 모세관 (~ 1.5 mm 외경 ~ 1.4 mm 내경). Micropipettes는 전기 생리학 녹음을 위해 유리 microelectrodes를 준비하는 데 사용되는 것과 동일한 기본 접근 방법을 사용하여 뽑아 있습니다. 간단히, 모세관 유리는 중간에 가열되?…

Discussion

Microaspiration는 세포막에 제외 압력을 적용하고 잘 정의 된 압력에 대한 응답으로 막 deformability을 측정하여 세포 강성 / deformability을 추정 할 수있는 간단하고 높은 재현 방법을 제공합니다. 그것은 첫째 세포 분열 21 다음 적혈구 1 기계적 성질을 살펴 보의 메커니즘에 통찰력을 제공하기 위해 바다 성게 알의 탄성 속성을 특성화 Mitchison와 스완 (1954)에 의해 개발되었습니다. 이 방법…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Materials

Name of reagent Company Catalog/Model Number Comments
Sutter pipette puller Sutter Instruments P-97  
Microforge Narishige MF-830  
Inverted Fluorescent Microscope Zeiss Axiovert 200M The microscope should be preferably equipped with 3D/deconvolution capabilities.
Videocamera Zeiss AxioCam MRm  
Image Acquisition sotware Zeiss AxioVision  
Pneumatic Pressure Transducer BioTek DPM-1B DPM1B Pneumatic Transducer Tester can now be found by FLUKE.
Pipette glass Richland Customized glass Pipettes were customized with a 1.2 inner diameter and 1.6 outer diameter.
DiI Dye Invitrogen D282 Dissolves well in DMSO

References

  1. Rand, R. P., Burton, A. C. Mechanical properties of the red cell membrane. I. Membrane stiffness and intracellular pressure. Biophys. J. 4, 115-135 (1964).
  2. Discher, D. E., Mohandas, N., Evans, E. A. Molecular maps of red cell deformation: hidden elasticity and in situ connectivity. Science. 266, 1032-1035 (1994).
  3. Schmid-Schönbein, G. W., Sung, K. L., Tözeren, H., Skalak, R., Chien, S. Passive mechanical properties of human leukocytes. Biophys. J. 36, 243-256 (1981).
  4. Guilak, F., Tedrow, J. R., Burgkart, R. Viscoelastic properties of the cell nucleus. Biochem. Biophys. Re.s Commun. 269, 781-786 (2000).
  5. Needham, D., Nunn, R. S. Elastic deformation and failure of lipid bilayer membranes containing cholesterol. Biophys. J. 58, 997-1009 (1990).
  6. Sato, M., Theret, D. P., Wheeler, L. T., Ohshima, N., Nerem, R. M. Application of the micropipette technique to the measurement of cultured porcine aortic endothelial cell viscoelastic properties. Journal of Biomechanical Engineering. 112, 263-268 (1990).
  7. Theret, D. P., Levesque, M. J., Sato, F., Nerem, R. M., Wheeler, L. T. The application of a homogeneous half-space model in the analysis of endothelial cell micropipette measurements. J. of Biomechanical Engineering. 110, 190-199 (1988).
  8. Hochmuth, R. M. Micropipette aspiration of living cells. J. Biomech. 33, 15-22 (2000).
  9. Lim, C. T., Zhou, E. H., Quek, S. T. Mechanical models for living cells–a review. Journal of Biomechanics. 39, 195 (2006).
  10. Zhao, R., Wyss, K., Simmons, C. A. Comparison of analytical and inverse finite element approaches to estimate cell viscoelastic properties by micropipette aspiration. Journal of Biomechanics. 42, 2768 (2009).
  11. Chien, S., Sung, K. L., Skalak, R., Usami, S., Tozeren, A. Theoretical and experimental studies on viscoelastic properties of erythrocyte membrane. Biophys. J. 24, 463-487 (1978).
  12. Evans, E., Kuhan, B. Passive material behavior of granulocytes based on large deformation and recovery after deformation tests. Blood. 64, 1028-1035 (1984).
  13. Sato, M., Levesque, M. J., Nerem, R. M. Micropipette aspiration of cultured bovine aortic endothelial cells exposed to shear stress. Arteriosclerosis. 7, 276-286 (1987).
  14. Byfield, F., Aranda-Aspinoza, H., Romanenko, V. G., Rothblat, G. H., Levitan, I. Cholesterol depletion increases membrane stiffness of aortic endothelial cells. Biophys. J. 87, 3336-3343 (2004).
  15. Byfield, F. J., Hoffman, B. D., Romanenko, V. G., Fang, Y., Crocker, J. C., Levitan, I. Evidence for the role of cell stiffness in modulation of volume-regulated anion channels. Acta. Physiologica. 187, 285-294 (2006).
  16. Byfield, F. J., Reen, R. K., Shentu, T. -. P., Levitan, I., Gooch, K. J. Endothelial actin and cell stiffness is modulated by substrate stiffness in 2D and 3D. Journal of Biomechanics. 42, 1114 (2009).
  17. Evans, E., Needham, D. Physical properties of surfactant bilayer membranes: thermal transitions, elasticity, rigidity, cohesion and colloidal interactions. Journal of Physical Chemistry. 91, 4219-4228 (1987).
  18. Sun, M., Northup, N., Marga, F., Huber, T., Byfield, F. J., Levitan, I., Forgacs, G. The effect of cellular cholesterol on membrane-cytoskeleton adhesion. J. Cell. Sci. 120, 2223-2231 (2007).
  19. Shentu, T. P., Titushkin, I., Singh, D. K., Gooch, K. J., Subbaiah, P. V., Cho, M., Levitan, I. oxLDL-induced decrease in lipid order of membrane domains is inversely correlated with endothelial stiffness and network formation. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 299, 218-229 (2010).
  20. Norman, L. L., Oetama, R. J., Dembo, M., Byfield, F., Hammer, D. A., Levitan, I., Aranda-Espinoza, H. Modification of Cellular Cholesterol Content Affects Traction Force, Adhesion and Cell Spreading. Cell Mol. Bioeng. 3, 151-162 (2010).
  21. Mitchinson, J. M., Swann, M. M. The Mechanical Properties of the Cell Surface: I. The Cell Elastimeter. J. of Experimental Biology. 31, 443-460 (1954).
  22. Byfield, F. J., Tikku, S., Rothblat, G. H., Gooch, K. J., Levitan, I. OxLDL increases endothelial stiffness, force generation, and network formation. J. Lipid Res. 47, 715-723 (2006).
  23. Ohashi, T., Ishii, Y., Ishikawa, Y., Matsumoto, T., Sato, M. Experimental and numerical analyses of local mechanical properties measured by atomic force microscopy for sheared endothelial cells. Biomed. Mater. Eng. 12, 319-327 (2002).
  24. Solon, J., Levental, I., Sengupta, K., Georges, P. C., Janmey, P. A. Fibroblast adaptation and stiffness matching to soft elastic substrates. Biophysical Journal. 93, 4453 (2007).
  25. Kowalsky, G. B., Byfield, F. J., Levitan, I. oxLDL facilitates flow-induced realignment of aortic endothelial cells. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 295, 332-340 (2008).
  26. Ketene, A. N., Schmelz, E. M., Roberts, P. C., Agah, M. The effects of cancer progression on the viscoelasticity of ovarian cell cytoskeleton structures. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology and Medicine. , (2011).
  27. Kole, T. P., Tseng, Y., Huang, L., Katz, J. L., Wirtz, D. Rho kinase regulates the intracellular micromechanical response of adherent cells to rho activation. Mol. Biol. Cell. 15, 3475-3484 (2004).
  28. Hall, A. Rho GTPases and the Actin Cytoskeleton. Science. 279, 509-514 (1998).
  29. Okajima, T. Atomic Force Microscopy for the Examination of Single Cell Rheology. In. Methods Mol. Biol. 736, 303-329 (2011).
  30. Wang, N., Butler, J. P., Ingber, D. E. Mechanotransduction across the cell surface and through the cytoskeleton. Science. 260, 1124-1127 (1993).
  31. Fabry, B., Maksym, G. N., Butler, J. P., Glogauer, M., Navajas, D., Fredberg, J. J. Scaling the microrheology of living cells. Physical Review Letters. 87, 148102 (2001).
  32. Park, C. Y., Tambe, D., Alencar, A. M., Trepat, X., Zhou, E. H., Millet, E., Butler, J. P., Fredberg, J. J. Mapping the cytoskeletal prestress. American Journal of Physiology – Cell Physiology. 298, C1245-C1252 (2010).
  33. Munevar, S., Wang, Y., Dembo, M. Traction force microscopy of migrating normal and H-ras transformed 3T3 fibroblasts. Biophys. J. 80, 1744-1757 (2001).
  34. Wirtz, D. Particle-tracking microrheology of living cells: principles and applications. Annu. Rev. Biophys. 38, 301-326 (2009).
  35. Shin, D., Athanasiou, K. Cytoindentation for obtaining cell biomechanical properties. J. Orthop. Res. 17, 880-890 (1999).
  36. Ou-Yang, H. D., Wei, M. T. Complex fluids: probing mechanical properties of biological systems with optical tweezers. Annu. Rev. Phys. Chem. 61, 421-440 (2010).
  37. Hosu, B. G., Sun, M., Marga, F., Grandbois, M., Forgacs, G. Eukaryotic membrane tethers revisited using magnetic tweezers. Phys. Biol. 4, 67-78 (2007).
check_url/kr/3886?article_type=t

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Cite This Article
Oh, M., Kuhr, F., Byfield, F., Levitan, I. Micropipette Aspiration of Substrate-attached Cells to Estimate Cell Stiffness. J. Vis. Exp. (67), e3886, doi:10.3791/3886 (2012).

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