Summary

同時脳波、リアルタイム乳酸濃度の測定と齧歯類大脳皮質ニューロン活動のOptogeneticマニピュレーション

Published: December 19, 2012
doi:

Summary

手順は脳波、筋電図、脳乳酸濃度が監視されながらoptogenetically大脳皮質錐体ニューロンの活動を操作するために記述されている。彼らは自発的睡眠/覚醒サイクルを受けながら、実験的な録音はケーブルつながマウスで実行されます。 Optogenetic機器は、我々の研究室で組み立てられている記録装置は市販されている。

Abstract

脳は質量体の5%未満を表しますが、それが残り1でボディによって使用されるグルコースの約4分の1を利用しています。非レム睡眠(NREMS)、時間によって睡眠の最も大きい部分の機能は不明である。しかし、NREMSの一つ顕著な特徴は、覚醒〜2-4相対脳グルコース利用率の大幅な削減が挙げられます。これと他の所見は、睡眠は脳代謝に関連する機能を果たすことを広く開かれた信念につながっている。まだ、NREMS時の脳グルコース代謝の減少のメカニズムは解明されていない。

脳代謝率に影響を与える可能性があるNREMSに関連付けられている一つの現象は、脳波5,6で、徐波、4 Hz未満の周波数で振動の発生である。頭蓋骨や脳皮質表面のレベルで検出されたこれらの遅い波が反映脱分極/アップ状態とダウン/過分極状態7の間の基本的なニューロンの振動。ダウン状態の間、細胞は数百ミリ秒までの間隔で活動電位を受けない。活動電位への後続のイオン濃度勾配の復元はセル8に著しい代謝負荷を表す; NREMS伴うダウン状態の間の活動電位の欠如は目を覚ますと比較して減少代謝に寄与することができる。

二つの技術的な課題は、テストするこの架空の関係のために解決しなければならなかった。まず最初に、それは(秒ではなく分かけて)脳脳波のダイナミクスの反射時間分解能で脳の解糖代謝を測定する必要があった。そうするために、我々は、乳酸の濃度、好気的解糖の製品、したがって、マウスの脳内グルコース代謝率の読み出しを測定した。ラクだった前頭葉に埋め込まれた乳酸オキシダーゼベースのリアルタイムセンサを用いて測定。感知機構は、乳酸オキシダーゼ分子の層に囲まれた白金イリジウム電極で構成されています。乳酸オキシダーゼによる乳酸の代謝は、プラチナイリジウム電極に電流を生成する過酸化水素を生成します。だから脳糖のランプアップその後検出電極に電流を増加に反映されている乳酸酸化酵素の基質濃度の増加を提供しています。それはNREMSの他の側面からこの変数を単離するために、大脳皮質の興奮性を操作しながら、これらの変数を測定するために追加的に必要であった。

我々はelecetroencephalogram、乳酸バイオセンサーを経由して解糖流量の測定、PYRAのoptogeneticの活性化を介して大脳皮質神経活動の操作を介した神経細胞活動の同時測定のための実験系を考案midalニューロン。我々は、睡眠関連の脳波波形および大脳皮質における乳酸濃度の瞬間から瞬間の動態との関係を文書化するために、このシステムを利用してきた。プロトコルは、自由にげっ歯類を行動に、脳波レベルで測定された神経活動と脳内の細胞エネルギー代謝との関係の研究に興味を持って、個々の役に立つかもしれません。

Protocol

1。動物の手術の準備 1。実験対象大脳皮質ニューロンにおける青色光感受性陽イオンチャネル、チャネルロドプシン2を発現しているJAX株#7612)または他のマウス; B6.Cg-TG(Thy1-COP4/eYFP)18Gfng / Jト ​​ランスジェニック線9のマウスを使用しています。 B6.Cg-TG(Thy1-COP4/eYFP)18Gfng / Jト ​​ランスジェニックラインの大脳皮質に水色のアプリケーシ?…

Representative Results

図2に示すように、 脳波、筋電図や脳乳酸濃度を連続的に監視している間optogenetic刺激と脳波/乳酸/ EMGデータ収集のために装備マウスは自発的睡眠/覚醒状態遷移を行った。乳酸センサーの電流は脳波の低振幅の期間中に増加し、脳波の高振幅の期間中に減少した。 図3に示すように、EEGの両方のチャネルが前頭皮質で配信optogenetic刺激に応答する。 <…

Discussion

方法は、1つは、以前は不可能タイムスケールで解糖中間体の乳酸の脳内濃度の睡眠と変化との関係を測定することができますここで紹介する。動物は、ウェイク、NREMSとレムの間で自然発生的な変遷を経る。さらに、我々は動物がこれらの遷移を経る間optogenetic刺激を適用することができます。データは、乳酸オキシダーゼベースのバイオセンサーの読み出しにその自発および誘発両波の影?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

国防総省(米国防総省の国防高等研究計画庁、若い教員賞、グラント番号N66001-09-1-2117)とNINDS(R15NS070734)の資金による研究。

Materials

Component Company Catalogue number Comments (optional)
BASi Mouse Guide Cannula Pinnacle Technology/BASi Inc 7032  
Lactate Biosensor Pinnacle Technology 7004  
Head Mount Pinnacle Technology 8402  
Sleep/Biosensor Recording system Pinnacle Technology 8400-K1-SL 2 EEG channels, 1 EMG channel, & 1 biosensor
Tethered Mouse in-vitro Calibration kit Pinnacle Technology 7000-K1-T  
Fiber Optic Guide Cannula Plastics One C312G 21 Gauge Guide Cannula
Dummy Cannula Plastics One C312DC 21 Gauge Dummy
Diamond Fiber Scribe Thorlabs S90W  
Fiber Connector Crimp Tool Thorlabs CT042  
Furcation Tubing Thorlabs FT030 03.0 mm
  Thorlabs T10S13 Max Dia. 0.012
Furcation Tube Stripper Thorlabs FTS3  
Bare Hard Cladding Multimode Fiber Thorlabs BFL37-200 200 μm Core, 0.37 NA
Wire Snips/Kevlar Shears Thorlabs T865  
Fiber Optic Epoxy Thorlabs F112  
Fiber Stripper Tool Thorlabs    
Glass Polishing Plate Thorlabs CTG913  
Rubber Polishing Pad Thorlabs NRS913  
Eye Loupe Thorlabs JEL10  
Kim Wipes Thorlabs KW32  
Compressed Air Thorlabs CA3  
Polishing Puck Thorlabs D50-xx  
Fiber Inspection scope Thorlabs CL-200  
Polishing Films Thorlabs LFG5P, LFG3P, LFG1P, LFG03P  
FC/PC connector end Thorlabs 30126G2-240 240 μm Bore, SS Ferrule
MC Stimulus Unit Multi-Channel Systems STG-4002  
MC Stimulus Software Multi-Channel Systems MC-Stimulus V 2.1.5  
Blue Laser CrystaLaser CL473-050-0  
Laser Power supply CrystaLaser CL2005  
Fiber Optic Rotary Joint Doric Lenses FRJ-v4  
      Table 2. Supplies and equipment.

References

  1. Magistretti, P., Zigmond, M. J., Bloom, F. E., Landis, S. C., Roberts, J. L., Squire, L. R. Brain Energy Metabolism. Fundamental Neuroscience. , 389-413 (1999).
  2. Maquet, P., et al. Cerebral glucose utilization during sleep-wake cycle in man determined by positron emission tomography and [18F]2-fluoro-2-deoxy-D-glucose method. Brain Res. 513 (1), 136-143 (1990).
  3. Buchsbaum, M. S., et al. Regional cerebral glucose metabolic rate in human sleep assessed by positron emission tomography. Life Sci. 45 (15), 1349-1356 (1989).
  4. Kennedy, C. Local cerebral glucose utilization in non-rapid eye movement sleep. Nature. 297 (5864), 325-327 (1982).
  5. Pappenheimer, J. R., Koski, G., Fencl, V., Karnovsky, M. L., Krueger, J. Extraction of sleep-promoting factor S from cerebrospinal fluid and from brains of sleep-deprived animals. J. Neurophysiol. 38 (6), 1299-1311 (1975).
  6. Borbely, A. A., Achermann, P., Kryger, M. H., Roth, T., Dement, W. C. Sleep homeostasis and models of sleep regulation. Principles and Practice of Sleep Medicine. , 377-390 (2004).
  7. Destexhe, A., Contreras, D., Steriade, M. Spatiotemporal analysis of local field potentials and unit discharges in cat cerebral cortex during natural wake and sleep states. J. Neurosci. 19 (11), 4595-4608 (1999).
  8. Astrup, J., Sorensen, P. M., Sorensen, H. R. Oxygen and glucose consumption related to Na+-K+ transport in canine brain. Stroke. 12 (6), 726-730 (1981).
  9. Arenkiel, B. R., et al. In vivo light-induced activation of neural circuitry in transgenic mice expressing channelrhodopsin-2. Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).
  10. Mateo, C. In Vivo Optogenetic Stimulation of Neocortical Excitatory Neurons Drives Brain-State-Dependent. Curr. Biol. , (2011).
  11. Wisor, J. P., Clegern, W. C. Quantification of short-term slow wave sleep homeostasis and its disruption by minocycline in the laboratory mouse. Neurosci. Lett. 490 (3), 165-169 (2011).
  12. El Yacoubi, M., et al. Behavioral, neurochemical, and electrophysiological characterization of a genetic mouse model of depression. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (10), 6227-6232 (2003).
  13. Tsunematsu, T., et al. Acute optogenetic silencing of orexin/hypocretin neurons induces slow-wave sleep in mice. J. Neurosci. 31 (29), 10529-10539 (2011).
  14. Le, S., Gruner, J. A., Mathiasen, J. R., Marino, M. J., Schaffhauser, H. Correlation between ex vivo receptor occupancy and wake-promoting activity of selective H3 receptor antagonists. J. Pharmacol. Exp. Ther. 325 (3), 902-909 (2008).
  15. Burmeister, J. J., Palmer, M., Gerhardt, G. A. L-lactate measures in brain tissue with ceramic-based multisite microelectrodes. Biosens. Bioelectron. 20 (9), 1772-1779 (2005).
  16. Cardin, J. A. Targeted optogenetic stimulation and recording of neurons in vivo using cell-type-specific expression of Channelrhodopsin-2. Nat. Protoc. 5 (2), 247-254 (2010).
  17. Destexhe, A., Contreras, D., Steriade, M. Cortically-induced coherence of a thalamic-generated oscillation. 신경과학. 92 (2), 427-443 (1999).
  18. Liu, Z. W., Faraguna, U., Cirelli, C., Tononi, G., Gao, X. B. Direct evidence for wake-related increases and sleep-related decreases in synaptic strength in rodent cortex. J. Neurosci. 30 (25), 8671-8675 (2010).
  19. Iwai, Y., Honda, S., Ozeki, H., Hashimoto, M., Hirase, H. A simple head-mountable LED device for chronic stimulation of optogenetic molecules in freely moving mice. Neurosci. Res. 70 (1), 124-127 (2011).
check_url/kr/4328?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Clegern, W. C., Moore, M. E., Schmidt, M. A., Wisor, J. Simultaneous Electroencephalography, Real-time Measurement of Lactate Concentration and Optogenetic Manipulation of Neuronal Activity in the Rodent Cerebral Cortex. J. Vis. Exp. (70), e4328, doi:10.3791/4328 (2012).

View Video