Summary

Disseksjon og Immunhistokjemi av larver, pupal og Voksen<em> Drosophila</em> Netthinne

Published: November 14, 2012
doi:

Summary

Den<em> Drosophila</em> Netthinnen er en krystall-lignende gitter sammensatt av et lite antall av celletyper som er generert i en stereotyp måte<sup> 1</sup>. Sin amenability til sofistikert genetisk analyse gjør studiet av komplekse utviklingsprogrammene. Denne protokollen beskriver disseksjoner og immunhistokjemi av netthinne på tre diskrete utviklingsstadier, med fokus på fotoreseptoren differensiering.

Abstract

Den sammensatte øye Drosophila melanogaster består av ca 750 ommatidia (enhet øyne). Hver ommatidium består av ca 20 celler, inkludert objektiv-sekresjon membran celler, pigment celler, en bust celle og åtte fotoreseptorene (PRS) R1-R8 to. PRS har spesialisert microvillar strukturer, de rhabdomeres, som inneholder lysfølsomme pigmenter, de Rhodopsins (RHS). De rhabdomeres av seks PRS (R1-R6) danner et trapes og inneholder RH1 3 4. De rhabdomeres av R7 og R8 er plassert i tandem i sentrum av trapezoid og dele den samme banen av lys. R7 og R8 PRs stokastisk uttrykker ulike kombinasjoner av RHS i to undergrupper 5: I "p" undertype, er RH3 i p R7s kombinert med RH5 i p R8s, mens i "y" undertype, er RH4 i y R7s forbundet med RH6 i y R8s 6 7 8.

Tidlig spesifikasjon av PRs og utvikling av ommatidia begynner i larve øye-antennal imaginal plate, en monolayer av epitelceller. En bølge av differensiering feier over disk 9 og initierer montering av udifferensierte celler til ommatidia 10-11. The 'grunnlegger celle' R8 er spesifisert først og rekrutterer R1-6 og deretter R7 12-14. Deretter, i løpet pupal utvikling, fører PR differensiering til omfattende morfologiske endringer 15, inkludert rhabdomere formasjon, synaptogenesis og til slutt rh uttrykk.

I denne protokollen beskriver vi metoder for netthinnens disseksjoner og immunhistokjemi på tre definerte perioder med netthinnen utvikling, som kan brukes til å løse en rekke spørsmål om retinal formasjon og utviklingsmessige veier. Her bruker vi disse metodene for å visualisere en trinnvis PR differensiering på enkelt-celle-nivå i hele mount larve, midpupal og voksen netthinne ( <sTrong> Figur 1).

Protocol

1. Innledning I denne videoen beskriver vi metoder for netthinnens disseksjoner og immunhistokjemi på tre definerte utviklingsmål perioder: den tredje instar larver, den midpupal og det voksne stadiet. Selv om vår protokoll fungerer også for andre pupal stadier (for detaljer om tidligere stadier, se 16), valgte vi midpupal scenen, som det er optimalt for bildebehandling alle PRs i ett fokusplan og deres kjerner er lett identifiserbar, noe som letter visualisering av transkripsjo…

Discussion

1. Feilsøking

I vår erfaring, disseksjoner krever praksis (opptil flere uker) og er tilrettelagt av å oppnå en komfortabel håndstilling 21 ved hvile albuene og underarmene på bordet, og med fingrene å ta kontakt med disseksjon parabolen. På den måten, bare tommelen, indeksen og midtre fingrene utføre subtile bevegelser.

Fjerne lamina uten å skade fotoreseptorene er trolig den mest utfordrende trinnet. Praksis med rød-eyed wildtype flyr først …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av en Ehrman fellesskap å HY. H., en Jane Coffin Childs minnefond for Medical Research postdoktorstipend til RJJ, NIH Grant F32EY016309 til DV, en New York University Dean Dissertation Fellowship til DJ, GrantR01 EY13010 NIH til CD og en DFG fellesskap å JR (RI 2208/1- 1). Vi takker Nina Vogt og Pamela Boodram for kommentarer til manuskriptet.

Materials

Reagent
Phosphate-buffered saline (PBS1x, pH 7.4) Sigma Prepare 10x stock solution 20. Dilute with distilled water to obtain 1x PBS and store at room temperature. Cool on ice before dissections.
Triton-X 100 Sigma 9002-93-1 Caution: Irritant! Wear gloves. Prepare 50 ml 1xPBS with 0.3% Triton X-100 (PBST). Store at room temperature.
37% formaldehyde solution Fisher Scientific F75P1GAL Caution: Toxic, probable human carcinogen! Wear gloves. Before the fixation step, freshly prepare 3.7% solution in a chemical fume hood by diluting with PBS, store on ice.
5% normal horse serum Jackson Immuno Research 008-000-001 Prepare 5% v/v dilution in PBST. Store at four degrees.
Primary and secondary antibodies (e.g. Donkey anti-sheep Alexa Fluor 488, Donkey-anti rabbit Alexa Fluor 555, Donkey anti-mouse Alexa Fluor 647) Invitrogen Molecular Probes A11015
A31572
A31571
Dilute secondary antibodies 1:800 in PBST and store at four degrees.
Alexa Fluor 488 Phalloidin A12379 Dilute 1:100 in secondary antibody solution.
Slowfade Gold Antifade reagent Invitrogen Molecular Probes S36936 Mounting medium. Store at -20 degrees.
Glycerol Fisher Scientific G31-1 For mounting. Prepare 10 ml of 50% dilution with distilled water, store at room temp.
CO2 For anesthetizing adult flies.
Equipment
Two sharp forceps (Dumont #55) Fine Science Tools 11255-20
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Dow Corning Prepare Sylgard dissection dish by filling a plastic Petri dish with Sylgard mixture.
Three-well glass dissection dishes Fisher Scientific 21-379
Two minutien dissecting pins (0.1 mm diameter) and two pinholders (12 cm) Fine Science tools 26002-10 Insert one minutien pin in each of the two pinholders and bend one of the pins to form a hook.
Microscope cover slips (22×22-1 and 24×40-1) Fisher Scientific 12-542A
Microscope slides (25x75x1.0 mm; precleaned) Fisher Scientific 12-550-143
1.5 ml microcentrifuge tubes
Clear nail polish or Scotch tape
Orbital shaker Bellco
Slide holder box Fisher Scientific
Parafilm Bemis PM996
Thin paintbrush
P20 and P200 micropipettes and tips
Dissecting microscope
Small bucket with ice For cooling the glass well plates, dissected retinas and solutions.

References

  1. Ready, D. F., Hanson, T. E., Benzer, S. Development of the Drosophila retina, a neurocrystalline lattice. Dev. Biol. 53, 217-240 (1976).
  2. Hardie, R. C., D, O. t. t. o. s. o. n. Functional organization of the fly retina. Sensory Physiology. 5, 1-79 (1985).
  3. O’Tousa, J. E. The Drosophila ninaE gene encodes an opsin. Cell. 40, 839-850 (1985).
  4. Zuker, C. S., Cowman, A. F., Rubin, G. M. Isolation and structure of a rhodopsin gene from D. melanogaster. Cell. 40, 851-858 (1985).
  5. Rister, J., Desplan, C. The retinal mosaics of opsin expression in invertebrates and vertebrates. Dev. Neurobiol. 71, 1212-1226 (2011).
  6. Chou, W. H. Identification of a novel Drosophila opsin reveals specific patterning of the R7 and R8 photoreceptor cells. Neuron. 17, 1101-1115 (1996).
  7. Chou, W. H. Patterning of the R7 and R8 photoreceptor cells of Drosophila: evidence for induced and default cell-fate specification. Development. 126, 607-616 (1999).
  8. Papatsenko, D., Sheng, G., Desplan, C. A new rhodopsin in R8 photoreceptors of Drosophila: evidence for coordinate expression with Rh3 in R7 cells. Development. 124, 1665-1673 (1997).
  9. Wolff, T., Ready, D. F. The beginning of pattern formation in the Drosophila compound eye: the morphogenetic furrow and the second mitotic wave. Development. 113, 841-850 (1991).
  10. Roignant, J. Y., Treisman, J. E. Pattern formation in the Drosophila eye disc. Int. J. Dev. Biol. 53, 795-804 (2009).
  11. Tsachaki, M., Sprecher, S. G. Genetic and developmental mechanisms underlying the formation of the Drosophila compound eye. Dev. Dyn. 241, 40-56 (2012).
  12. Tomlinson, A., Ready, D. F. Neuronal differentiation in Drosophila ommatidium. Dev. Biol. 120, 366-376 (1987).
  13. Zipursky, S. L. Molecular and genetic analysis of Drosophila eye development: sevenless, bride of sevenless and rough. Trends Neurosci. 12, 183-189 (1989).
  14. Basler, K., Hafen, E. Specification of cell fate in the developing eye of Drosophila. Bioessays. 13, 621-631 (1991).
  15. Charlton-Perkins, M., Cook, T. A. Building a fly eye: terminal differentiation events of the retina, corneal lens, and pigmented epithelia. Curr. Top Dev. Biol. 93, 129-173 (2010).
  16. Walther, R. F., Pichaud, F. Immunofluorescent staining and imaging of the pupal and adult Drosophila visual system. Nat. Protoc. 1, 2635-2642 (2006).
  17. Wolff, T., Sullivan, W. e. a. Histological Techniques for the Drosophila Eye Part I: Larva and Pupa. Drosophila Protocols. , (2000).
  18. Wolff, T. Dissection techniques for pupal and larval Drosophila eyes. CSH Protoc. 2007, pdb prot4715 (2007).
  19. Bainbridge, S. P., Bownes, M. Staging the metamorphosis of Drosophila melanogaster. J. Embryol. Exp. Morphol. 66, 57-80 (1981).
  20. Morante, J., Desplan, C. Dissection and staining of Drosophila optic lobes at different stages of development. Cold Spring Harb Protoc. , 652-656 (2011).
  21. Williamson, W. R., Hiesinger, P. R. Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging. J. Vis. Exp. (37), e1936 (2010).
  22. Stowers, R. S., Schwarz, T. L. A genetic method for generating Drosophila eyes composed exclusively of mitotic clones of a single genotype. 유전학. 152, 1631-1639 (1999).
  23. Newsome, T. P., Asling, B., Dickson, B. J. Analysis of Drosophila photoreceptor axon guidance in eye-specific mosaics. Development. 127, 851-860 (2000).
  24. Sood, P., Johnston, R. J., Kussell, E. Stochastic De-repression of Rhodopsins in Single Photoreceptors of the Fly Retina. PLoS Comput. Biol. 8, e1002357 (2012).
  25. Johnston, R. J. Interlocked feedforward loops control cell-type-specific Rhodopsin expression in the Drosophila eye. Cell. 145, 956-968 (2011).
  26. Jukam, D., Desplan, C. Binary regulation of Hippo pathway by Merlin/NF2, Kibra, Lgl, and Melted specifies and maintains postmitotic neuronal fate. Dev. Cell. 21, 874-887 (2011).
  27. Vasiliauskas, D. Feedback from rhodopsin controls rhodopsin exclusion in Drosophila photoreceptors. Nature. 479, 108-112 (2011).
  28. Kumar, J. P. Building an ommatidium one cell at a time. Dev. Dyn. 241, 136-149 (2012).
check_url/kr/4347?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Hsiao, H., Johnston Jr., R. J., Jukam, D., Vasiliauskas, D., Desplan, C., Rister, J. Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas. J. Vis. Exp. (69), e4347, doi:10.3791/4347 (2012).

View Video