تحليل الجنينية واليرقات الزرد الهيكل العظمي Myofibers من الاستعدادات فصلها
Summary
الزرد هي نظام لنمذجة الاضطرابات الناشئة الإنسان من العضلات والهيكل العظمي. نحن تصف طريقة سريعة وفعالة لعزل myofibers العضلات والهيكل العظمي من الزرد الجنينية واليرقات. هذه الطريقة تعطي عالية الكثافة إعداد ليف عضلي مناسبة لدراسة مورفولوجية واحد من الألياف العضلات والهيكل العظمي، والبروتين توطين التحت خلوية، وعلم وظائف الأعضاء العضلات.
Abstract
وقد ثبت الزرد أن يكون نظام نموذجا قيما لاستكشاف وظيفة العضلات والهيكل العظمي والعضلات لدراسة الأمراض البشرية. على الرغم من العديد من المزايا التي تقدمها في الجسم الحي تحليل الهيكل العظمي والعضلات في الزرد، تصور معقد ومنظم بدقة البروتين الوسط مسؤولة عن وظيفة العضلات، وخصوصا في الأجنة كله، يمكن أن يكون مشكلة. ينبع هذا عائق من صغر حجم العضلات والهيكل العظمي الزرد (60 ميكرون)، وحجم أصغر من قسيم عضلي. نحن هنا وصف وشرح طريقة بسيطة وسريعة لعزل myofibers الهيكل العظمي من الأجنة الزرد واليرقات. نحن تشمل أيضا البروتوكولات التي توضح تقنيات إعداد المنصب مفيدة لتحليل بنية العضلات وظيفة. على وجه التحديد، ونحن من التفصيل توطين immunocytochemical اللاحقة للبروتينات العضلات والهيكل العظمي والتحليل النوعي لإطلاق الكالسيوم عبر حفز التصوير الكالسيوم الخلية الحية. عموما، هذا الفيديوتنص المادة طريقة مباشرة إلى الأمام وكفاءة لعزل وتوصيف myofibers الهيكل العظمي الزرد، وهو الأسلوب الذي يوفر ممرا للدراسات اللاحقة لا تعد ولا تحصى من بنية العضلات وظيفة.
Introduction
العضلات والهيكل العظمي هو النسيج درجة عالية من التخصص مسؤولة عن توليد القوى مقلص اللازمة لحركية. يبدأ الانكماش من خلال عملية تعرف باسم الإثارة الانكماش (EC) اقتران الذي يحول الإشارات الكهربائية إلى إطلاق الكالسيوم من مخازن داخل الخلايا 1،2. الافراج الكالسيوم داخل الخلايا ينشط قسيم عضلي لتقصير وتوليد القوة. والعديد من مكونات محددة من الآلات الجزيئية المسؤولة عن التوسط انتقال العصبية والعضلية تقاطع 3، EC اقتران 4،5، وأكتين-الميوسين تقلصات تعتمد 6 الاستمرار في أن تكون موضوع بحث مكثف الجارية. بالإضافة إلى ذلك، تم تحديد البروتينات التي استقرار غشاء العضلات خلال 7،8 الانكماش والتي تتوسط بين إشارات ليف عضلي والمصفوفة خارج الخلية 7،9 ودرس بقدر كبير من التفصيل.
الطفرات في عدد من الجينات الهامة للبنية العضلاتوقد تم تحديد وظيفة الثانية كأسباب للأمراض العضلات والهيكل العظمي البشري ( http://www.musclegenetable.org/ ). هذه الأمراض، تصنيفها كما الاعتلالات العضلية الهيكلية وضمور العضلات على أساس الخصائص السريرية والنسيجية، وترتبط مع ضعف العضلات، والعجز مدى الحياة، و10،11 الوفيات المبكرة. وقد ثبت الزرد أن يكون نظاما غير المسددة لنمذجة ودراسة الأمراض العضلات والهيكل العظمي البشري 8،12،13. واستخدمت ذلك للتحقق من صحة طفرات جينية جديدة 8، وتحديد جوانب جديدة من الفيزيولوجيا المرضية المرض 14،15، وتحديد النهج العلاجي الجديد 15،16. قوة الزرد لدراسة مرض في العضلات الإنسان يتصل عدد كبير من النسل، والتطور السريع للبنية العضلات وظيفة، والوضوح البصري للجنين الزرد، وسهولة التلاعب الجيني والدوائية للحمار وحشي الناميةالأسماك 17.
نحن وآخرون 12،18،19 قد وضعت في الآونة الأخيرة تقنية بسيطة لعزل السريع والفعال للmyofibers من الزرد النامية. وقد مكنت هذه المنهجية في دراسة myofibers بتفصيل أكبر مما يمكن أن تقدمها تحليل الجنين كله. وقد تم استغلال هذه التقنية لتوصيف البروتين توطين التحت خلوية 20 وكذلك لتحديد الخصائص النسيجية هامة كجزء من دراسات التحقق من الصحة في النماذج المطورة حديثا المرض 21. علاوة على ذلك، يمكن بالإضافة إلى ذلك myofibers المعزولة أن تستخدم للتصوير الحي وللدراسات الكهربية 22، التقنيات التي تسمح للاستجواب الجوانب الرئيسية من وظيفة العضلات. بروتوكول محددة لليف عضلي العزلة، جنبا إلى جنب مع اثنين من الأمثلة من التجارب التحليلية اللاحقة، هو مفصل في الأجزاء المتبقية من هذه المخطوطة.
Protocol
Representative Results
Discussion
الزرد هي نظام نموذجي الفقاريات قوية لدراسة تنمية العضلات وظيفة في الجسم الحي 25،27،28. ظهرت أنها أيضا رصيدا قيما لنمذجة أمراض العضلات البشرية 14،15،20،29. بينما اتخذت خطوات كبيرة لتعزيز استخدام وتطبيق الزرد لدراسة وظيفة العضلات وأمراض العضلات، وهناك حاجة…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
الكتاب أود أن أشكر أعضاء المختبر داولنغ (آرون Reifler، ترينت وو، أنجيلا بوستا، ويليام تيلفر) التي ساهمت في تطوير تقنية وإنتاج المخطوطة. وقد تم تمويل هذا العمل من قبل المعهد توبمان، وقسم طب الأطفال في جامعة ميشيغان، وفي جزء من المنح المقدمة من جمعية الضمور العضلي (JJD MDA186999) والمعاهد الوطنية للصحة (JJD 1K08AR054835).
Materials
| Name of the reagent | Company | Catalogue number | Comments (optional) |
| 24-well culture plate | Corning | 3524 | |
| 10x PBS | Invitrogen Gibco | 70011 | |
| CO2 Independent medium | Invitrogen Gibco | 18045 | |
| Collagenase Type II | Worthington Biochemical | LS004186 | Lot 41H12764 |
| Collagenase Type IV | Worthington Biochemical | L5004188 | |
| 8% Paraformaldehyde | Electron Microscopy Sciences | 157-8 | |
| Methanol | Sigma | 322415 | |
| Triton X-100 | Sigma | X100 | |
| BSA | Sigma | A2153 | |
| Sheep serum | Sigma | S3772 | |
| Goat serum | Sigma | G9023 | |
| Glass coverslips | Fischerbrand | 12-545-82 12CIR-1D | |
| Poly-L-Lysine | Sigma | P4707 | |
| Pronase | Sigma | P5147 | |
| 40 μm Filter | BD Biosciences | 352340 | |
| 70 μm Filter | BD Biosciences | 352350 | |
| Prolong Gold antifade reagent | Invitrogen | P36931 | |
| Anti-α-Actinin antibody | Sigma | A5044 | |
| Anti-RYR antibody | Abcam | 34C | |
| Alexa Fluor antibody | Invitrogen | A-21425 | |
| TWEEN 20 | Sigma | P1379 | |
| 60 mm Petri dish | Fischerbrand | 0875713A | |
| Poly-L-Ornithine | Sigma | P4957 | |
| Microscope slide | Fischerbrand | 12-550-15 | |
| Caffeine | Sigma | C0750 |
References
- Dulhunty, A. F. Excitation-contraction coupling from the 1950s into the new millennium. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 33, 763-772 (2006).
- Bannister, R. A. Bridging the myoplasmic gap: recent developments in skeletal muscle excitation-contraction coupling. J. Muscle Res. Cell Motil. 28, 275-283 (2007).
- Ohno, K. Genetic defects and disorders at the neuromuscular junction. Brain Nerve. 63, 669-678 (2011).
- Lanner, J. T., Georgiou, D. K., Joshi, A. D., Hamilton, S. L. Ryanodine receptors: structure, expression, molecular details, and function in calcium release. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2, (2010).
- Dolphin, A. C. Calcium channel diversity: multiple roles of calcium channel subunits. Curr. Opin. Neurobiol. 19, 237-244 (2009).
- Sparrow, J. C., Schock, F. The initial steps of myofibril assembly: integrins pave the way. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, 293-298 (2009).
- Lapidos, K. A., Kakkar, R., McNally, E. M. The dystrophin glycoprotein complex: signaling strength and integrity for the sarcolemma. Circ. Res. 94, 1023-1031 (2004).
- Bassett, D., Currie, P. D. Identification of a zebrafish model of muscular dystrophy. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 31, 537-540 (2004).
- Barresi, R., Campbell, K. P. Dystroglycan: from biosynthesis to pathogenesis of human disease. J. Cell Sci. 119, 199-207 (2006).
- Emery, A. E. Population frequencies of inherited neuromuscular diseases-a world survey. Neuromuscul. Disord. 1, 19-29 (1991).
- Nance, J. R., Dowling, J. J., Gibbs, E. M., Bonnemann, C. G. Congenital myopathies: an update. Curr. Neurol. Neurosci. Rep. 12, 165-174 (2012).
- Bassett, D. I., Currie, P. D. The zebrafish as a model for muscular dystrophy and congenital myopathy. Hum. Mol. Genet. 12, 265-270 (2003).
- Dooley, K., Zon, L. I. Zebrafish: a model system for the study of human disease. Curr. Opin. Genet. Dev. 10, 252-256 (2000).
- Dowling, J. J., et al. Loss of myotubularin function results in T-tubule disorganization in zebrafish and human myotubular myopathy. PLoS Genet. 5, (2009).
- Dowling, J. J., et al. Oxidative stress and successful antioxidant treatment in models of RYR1-related myopathy. Brain. 135, 1115-1127 (2012).
- Kawahara, G., et al. Drug screening in a zebrafish model of Duchenne muscular dystrophy. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 5331-5336 (2011).
- Detrich, H. W., Westerfield, M., M, L. I., Zon, Overview of the Zebrafish system. Methods Cell Biol. 59, 3-10 (1999).
- Nixon, S. J., et al. Zebrafish as a model for caveolin-associated muscle disease; caveolin-3 is required for myofibril organization and muscle cell patterning. Hum. Mol. Genet. 14, 1727-1743 (2005).
- Schredelseker, J., et al. The beta 1a subunit is essential for the assembly of dihydropyridine-receptor arrays in skeletal muscle. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, 17219-17224 (2005).
- Telfer, W. R., Nelson, D. D., Waugh, T., Brooks, S. V., Dowling, J. J. neb: a zebrafish model of nemaline myopathy due to nebulin mutation. Dis. Model Mech. 5, 389-396 (2012).
- Dowling, J. J., Low, S. E., Busta, A. S., Feldman, E. L. Zebrafish MTMR14 is required for excitation-contraction coupling, developmental motor function and the regulation of autophagy. Hum. Mol. Genet. 19, 2668-2681 (2010).
- Schredelseker, J., Dayal, A., Schwerte, T., Franzini-Armstrong, C., Grabner, M. Proper restoration of excitation-contraction coupling in the dihydropyridine receptor beta1-null zebrafish relaxed is an exclusive function of the beta1a subunit. J. Biol. Chem. 284, 1242-1251 (2009).
- Higashijima, S., Okamoto, H., Ueno, N., Hotta, Y., Eguchi, G. High-frequency generation of transgenic zebrafish which reliably express GFP in whole muscles or the whole body by using promoters of zebrafish origin. Dev. Biol. 192, 289-299 (1997).
- Tian, L., et al. Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators. Nat. Methods. 6, 875-881 (2009).
- Zhou, W., et al. Non-sense mutations in the dihydropyridine receptor beta1 gene, CACNB1, paralyze zebrafish relaxed mutants. Cell Calcium. 39, 227-236 (2006).
- Dora, K. A., Doyle, M. P., Duling, B. R. Elevation of intracellular calcium in smooth muscle causes endothelial cell generation of NO in arterioles. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 94, 6529-6534 (1997).
- Hirata, H., et al. accordion, a zebrafish behavioral mutant, has a muscle relaxation defect due to a mutation in the ATPase Ca2+ pump SERCA1. Development. 131, 5457-5468 (2004).
- van Eeden, F. J., et al. Mutations affecting somite formation and patterning in the zebrafish, Danio rerio. Development. 123, 153-164 (1996).
- Gupta, V., et al. The zebrafish dag1 mutant: a novel genetic model for dystroglycanopathies. Hum. Mol. Genet. 20, 1712-1725 (2011).
- Leuranguer, V., Papadopoulos, S., Beam, K. G. Organization of calcium channel beta1a subunits in triad junctions in skeletal muscle. J. Biol. Chem. 281, 3521-3527 (2006).
- Capote, J., Bolanos, P., Schuhmeier, R. P., Melzer, W., Caputo, C. Calcium transients in developing mouse skeletal muscle fibres. J. Physiol. 564, 451-464 (2005).
- Adams, B. A., Tanabe, T., Mikami, A., Numa, S., Beam, K. G. Intramembrane charge movement restored in dysgenic skeletal muscle by injection of dihydropyridine receptor cDNAs. Nature. 346, (1990).
- Sakowski, S. A., et al. A novel approach to study motor neurons from zebrafish embryos and larvae in culture. J. Neurosci. Methods. 205, 277-282 (2012).
- Nakano, Y., et al. Biogenesis of GPI-anchored proteins is essential for surface expression of sodium channels in zebrafish Rohon-Beard neurons to respond to mechanosensory stimulation. Development. 137, 1689-1698 (2010).
- Davidson, A. E., et al. Novel deletion of lysine 7 expands the clinical, histopathological and genetic spectrum of TPM2-related myopathies. Brain. 136, 508-521 (2013).
- Schredelseker, J., Shrivastav, M., Dayal, A., Grabner, M. Non-Ca2+-conducting Ca2+ channels in fish skeletal muscle excitation-contraction coupling. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 5658-5663 (2010).
