Summary

Intubazione endotracheale in Mouse<em> Via</em> Laringoscopia diretta usando un otoscopio

Published: April 05, 2014
doi:

Summary

Abbiamo sviluppato un metodo semplice, affidabile e relativamente poco costoso per l'intubazione endotracheale nei topi mediante laringoscopia diretta con un otoscopio con un speculum 2,0 millimetri. Questa tecnica è atraumatica e può essere utilizzato per misurazioni ripetute in esperimenti cronici. Troviamo superiore a tracheostomia o riportato in precedenza tecniche non chirurgiche.

Abstract

Mice, sia di tipo selvatico e transgenici, sono il modello mammiferi principale nella ricerca biomedica attualmente. Intubazione e ventilazione meccanica sono necessari per gli esperimenti sugli animali integrali che richiedono un intervento chirurgico in anestesia profonde o misure della funzione polmonare. Tracheostomia è stato lo standard per intubazione delle vie aeree in questi topi per consentire la ventilazione meccanica. Intubazione orotracheale è stata riportata, ma non è stato usato con successo in molti studi per la difficoltà tecnica sostanziale o un requisito di apparecchiature altamente specializzate e costose. Qui riportiamo una tecnica di laringoscopia diretta utilizzando un otoscopio dotato di uno speculum 2,0 mm utilizzando un catetere venoso 20 G come un tubo endotracheale. Abbiamo utilizzato questa tecnica ampiamente e affidabile per intubare e condurre accurate valutazioni della funzione polmonare nei topi. Questa tecnica si è dimostrato sicuro, con essenzialmente senza perdita degli animali in mani esperte. Inoltre, questa tecnicapuò essere utilizzato per studi ripetuti di topi in modelli cronici.

Introduction

Il topo di laboratorio ha soppiantato quasi tutte le specie di mammiferi come il modello principale della biologia e patobiologia. Il topo di laboratorio è la più piccola specie di mammiferi che è stato chiaramente e ampiamente dimostrato di essere di valore come modello di malattia umana e si è dimostrato prezioso anticipi della nostra comprensione della biologia umana e della malattia. Il tempo di gestazione breve e un costo sostanzialmente inferiore ha permesso lo sviluppo e lo studio di topi nulli e transgenici come strumento comune nella ricerca biomedica. Tuttavia, la dimensione del topo di laboratorio media (20-25 g) ha limitato il loro studio in studi basati fisiologicamente o chirurgicamente e, di conseguenza, alcuni ricercatori studiano grandi mammiferi. Un ostacolo all'utilizzo di topi in questi studi è la difficoltà incontrata con tecniche di intubazione che consentano misurazioni fisiologiche o estesi interventi chirurgici in anestesia profonda. Tracheostomia 1 è stato utilizzato come standard di TEchnique invece di intubazione per la maggiore facilità di esecuzione di questa tecnica e modesta abilità richiesto. Tuttavia, tracheostomia non è favorevole agli studi cronici o di recupero di chirurgia; quindi, è limitato agli esperimenti acuti. Tracheostomia può anche essere una variabile di confusione nella ricerca in cui l'infiammazione o riflessi fisiologici sensibili sono importanti.

Il nostro laboratorio ha provato più delle tecniche descritte da altri ricercatori e trovato inadeguate per una serie di motivi. Tracheostomia è troppo traumatico e induce sanguinamento e infiammazione delle vie aeree. Molto più problematico è che non possono in pratica essere ripetuto. Molte tecniche relativamente invasive che richiedono un modesto investimento in attrezzature non sono sufficientemente affidabili. Altre tecniche richiedono costose attrezzature che è difficile giustificare senza sapere se l'apparecchiatura funziona in una specifica applicazione. Così, abbiamo cercato di sviluppare una tecnica non traumatica che ha richiesto non più than un modesto investimento in attrezzature specializzate, potrebbe essere realizzato in modo rapido e affidabile, potrebbe essere ripetuta in modelli cronici, e potrebbe essere utilizzata in un gran numero di animali. Qui riportiamo tale tecnica.

Protocol

1. Preparazione degli animali Ottenere i topi che sono più vecchi di 8 settimane e più di 20 g (i topi più piccoli possono essere intubati da un esperto). Anestesia Iniettare topi con 20 mg / kg, ciascuno, di chetamina e xilazina intraperitoneale come preanesthetic. (Questa dose è sufficiente per anestetizzare completamente il mouse, ma facilita il trasferimento, dopo l'intubazione, alla ventilazione meccanica.) Tuttavia, la regolazione dei dosaggi può essere necessario in base all…

Representative Results

Intubazione con la tecnica di cui sopra è affidabile e veloce. Il posizionamento appropriato del tubo endotracheale è più facilmente verificato osservando gorgogliare gas espirato dal espiratorio sommersa del del circuito di ventilazione (di solito in una trappola PEEP) e deviazioni negative su una pressione delle vie aeree tracciamento (Figura 1). Le deviazioni negative sulla pressione delle vie aeree tracciato sono i più affidabili. Altri hanno usato circolazione di una piccola goccia di fluido ne…

Discussion

In questo rapporto descriviamo una tecnica semplice e affidabile per intubare i topi che è traumatica e può essere utilizzato più volte nello stesso animale. Questa tecnica può essere realizzato con semplice laboratorio o dispositivo medico che può essere acquistato per una somma modesta. La tecnica di laringoscopia diretta, originalmente riportata da Hastings e colleghi 4, può anche essere utilizzato per una varietà di scopi, ma principalmente per fornire precisione sostanze in esame per il tratto res…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Un merito Sovvenzione del Department of Veteran Affairs e una borsa T32-HL098062 dal NHLBI dei National Institutes of Health sostenuto questo lavoro. Vogliamo riconoscere con gratitudine i consigli di Randolph H. Hasting, MD, Ph.D. e la consulenza e il sostegno del Veterinary Medical Unità del Sistema Sanitario di VA San Diego.

Materials

Operating Otoscope Head Welch Allyn 21700  $188.98
Otoscope Handle Welch Allyn 71000  $112.20
Reuseable Speculum Welch Allyn 22002  $ 3.98
Fine Forceps Miltex 18-779  $107.18
Small clamp stand to hold otoscope
Optional Equipment
Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling) Summit Medical $3,000
Flexivent (Animal Ventilator) SCIREQ $35,000
Supplies
Intravenous catheter (20 ga x 1 inch) BD 381233  $  9.62
Polyethylene tubing (PE10) (0.011 inch I.D., 0.024 inch O.D.) 100 ft Intramedic, Clay-Adams 427401  $115.70
Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle) Butler 23061  $10.00
Xylazine (100 ml bottle) Vedco 24105  $20.00
Isoflurane (250 ml bottle)  $15.00
vecuronium bromide 10 mg/10 ml Pfizer NDC 0069-0094-01 $15.00

References

  1. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).
  2. Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).
  3. Orebaugh, S. L. Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine. Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).
  4. Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).
  5. Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse. Circulation. 94, 2641-2648 (1996).
  6. Ewart, S. L., Gavett, S. H., Margolick, J., Wills-Karp, M. Cyclosporin A attenuates genetic airway hyperresponsiveness in mice but not through inhibition of CD4+ or CD8+ T cells. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 627-634 (1996).
  7. Ewart, S. L., Mitzner, W., DiSilvestre, D. A., Meyers, D. A., Levitt, R. C. Airway hyperresponsiveness to acetylcholine: segregation analysis and evidence for linkage to murine chromosome 6. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 487-495 (1996).
  8. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Lab. 41, 128-135 (2007).
  9. Boll, H., et al. High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation. J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).
  10. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
  11. Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).
  12. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).
  13. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).
  14. Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).
  15. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).
  16. De Vleeschauwer, S. p. I., et al. Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research. Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).
  17. Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).
  18. Singer, T., et al. Left-sided mouse intubation: description and evaluation. Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).
check_url/kr/50269?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Thomas, J. L., Dumouchel, J., Li, J., Magat, J., Balitzer, D., Bigby, T. D. Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope. J. Vis. Exp. (86), e50269, doi:10.3791/50269 (2014).

View Video