Summary

In situ Quer Bauchmuskel myokutane Flap: Eine Ratte Modell myokutane Ischämie Reperfusion Injury

Published: June 08, 2013
doi:

Summary

Kostenloser Transfer Gewebe ist weit verbreitet in der rekonstruktiven Chirurgie eingesetzt, um Form und Funktion nach onkologischen Resektion und Trauma wiederherzustellen. Vorbehandlung dieses Gewebe vor der Operation verbessern kann Ergebnis. Dieser Artikel beschreibt ein<em> In situ</em> Quer Rektusabdominis myokutane Klappe (TRAM) bei Ratten als Mittel zum Testen Vorkonditionierung Strategien.

Abstract

Kostenloser Transfer Gewebe ist der Goldstandard der rekonstruktiven Chirurgie, um komplexe Defekte nicht zugänglich lokale Optionen oder all diejenigen, die Verbund-Gewebe zu reparieren. Ischämie Reperfusionsschaden (IRI) ist eine bekannte Ursache von partiellen freien Lappen Ausfall und hat keine wirksame Behandlung. Aufbau einer Labor-Modell dieser Verletzung kann sowohl als kostspielig erweisen. Finanziell größeren Säugetieren herkömmlich verwendet werden und in das Know-how erforderlich, durch die technische Schwierigkeit dieser Verfahren erfordert in der Regel den Einsatz eines erfahrenen Mikrochirurgen Diese Publikation und Video zeigen den effektiven Einsatz eines Modells der IRI in Ratten, die nicht erforderlich ist mikrochirurgische Expertise. Dieses Verfahren ist ein in situ Modell einer quer abdominis myokutane (TRAM) Klappe, wo atraumatische Klemmen verwendet werden, um die Ischämie-Reperfusion mit dieser Operation verbunden reproduzieren. Ein Laser-Doppler-Imaging (LDI)-Scanner eingesetzt wird, um die Klappe Perfusion und Bildverarbeitung softwa beurteilenre, Bild J Prozentbereich Haut Überleben als primärer Endpunkt der Verletzung zu beurteilen.

Introduction

Das Ziel dieses Protokolls ist es, ein sicheres und reproduzierbares Modell der Ischämie-Reperfusion im freien Gewebetransfer beobachtet zu ermöglichen interventionelle Strategien untersucht werden demonstrieren.

Kostenlose Gewebe Transfer wird als vaskuläre Ablösung eines isolierten Block von Gewebe durch autologe Transplantation von diesem Gewebe mit Anastomose der Klappe die durchtrennten Gefäße nativen Gefäße beim Empfänger Website gefolgt definiert. Das Verfahren wird als FTT bekannt und das Gewebe an als freie Klappe übertragenen Sinne.

Kostenloser Transfer Gewebe ist der Gold-Standard-Ansatz zur Korrektur von komplexen, zusammengesetzten Defekte wo lokale Optionen sind nicht geeignet oder nicht verfügbar. 1-4 Ischämie Reperfusionsschaden (IRI) ist im freien Gewebetransfer unvermeidlich, trägt zum Scheitern 5,6 flattern und hat keine eine wirksame Behandlung. Das Wahlfach Natur freien Lappen Operationen ermöglicht Verabreichung von pharmakologischencal Agents Voraussetzung gegen IRI.

IRI zu einer Beeinträchtigung der Strömung durch die Mikrozirkulation durch endotheliale Aktivierung und Stoffwechselstörungen, erhöhte sich um 7 Kapillarpermeabilität und anschließende interstitielle Ödem 7, Zustrom von Entzündungszellen, 8 Freisetzung von Entzündungsmediatoren, reaktive Sauerstoffspezies 9 und Ergänzung Abscheidung. 10 Dieser komplexe Prozess der Hypoxie und anschließende Reperfusion letztlich zum Zelltod führt. Ein Modell myokutane IRI ermöglicht die Wirksamkeit der Vorbehandlung Strategien auf die klinischen Ergebnisse zu bewerten. Neuere Arbeiten haben die Verwendung von Tiermodellen der IRI Studien als Ersatz für menschliche IRI durch den Vergleich der molekularen Veränderungen in menschlichen Probanden und bestehende Daten aus Tierversuchen beobachtet validiert. 10,11

Die Ratte quer rectus abdominis myokutane (TRAM) Klappe wurde erstmals 1987 in Deutsch und 12 im Jahr 1993 beschrieben13 in Englisch. Dieses Modell hat große Popularität 13-25 als eine billige, robuste Ausführung, verschiedene Strategien zu untersuchen, um zu reduzieren IRI mit kostenfreiem Transfer Gewebe verbunden. 14,17-22 Die Mehrheit dieser Studien als unipedicled TRAM Klappen auf dem tiefen, inferior Basis entwickelt wurden, . und unterschiedliche Längen der postoperativen Follow-up (2 – 10 Tage) – epigastric Gefäßstiel 15-18,20-22 Vergleich der Daten aus diesen Studien wird durch die Verwendung von unterschiedlich großen Inseln kutane (30 cm 2 10.5) kompliziert. Die durchschnittliche Gesamtanteil Bereich Lappennekrose in der Kontrollgruppe dieser Studien beträgt 69 ± 6,2% (Mittelwert ± SEM). Es sollte angemerkt werden, dass diese sechs Papiere verwenden alle die gerade Bauchmuskel als Träger für die Gefäßstiel aber nicht aussetzen, dividieren und microanastomose oder klemmen Sie die Schiffe werden. Zhang et al. Haben 23 eine echte, freie Ratte TRAM-Lappen auf den überlegenen epigastrischen Gefäße Basis beschrieben, in denen die fRunden wurden angehoben, Gefäße aufgeteilt und die myokutane Klappe übertragen und microanastomosed der Leistengegend Schiffe. Diese schwierige Technik erforderte die microanastomosis von 0,45 bis 0,5 mm Kaliber Schiffe. Nur fünfzehn wurden durchgeführt und von diesen 67% überlebten. 23 Das Modell von Zhang et al. 23 ist ein hervorragendes Modell für den menschlichen freien TRAM-Lappen, wie es spiegelt wirklich die Verletzung während FTT entstehen. Die anderen Modelle veröffentlicht von einer Ratte TRAM-Lappen mehr genau die Verletzungen während eines menschlichen gestielten TRAM entstandenen, aber noch nicht genau reflektieren die IRI, da diese Klappe in nicht durchlaufen einen ischämischen Periode durch Reperfusion als Gefäßstiel nie geklemmt oder geteilt und folgte microanastomosis durchgeführt. Dieses Protokoll und Video beschreiben ein neues Modell der freien Gewebetransplantation mit der Ratte TRAM in dem die IRI repliziert mit microclamps wird. Dies getreu repliziert mehr als die IRI Stiel TRAM Vorgänger, ist aber technisch einfacher als performing der microanastomosis. Microclamps wurden weitgehend durch Transplantation Forschern eingesetzt, um neu IRI mit Organtransplantation verbunden; 26-33 ist dies jedoch das erste Mal in der Ratte TRAM-Lappen beschrieben wurde.

Protocol

Jede Operation wird in Übereinstimmung mit den Richtlinien, die von den britischen Home Office und der University of Veterinary Services Edinburgh Abteilung eingestellt durchgeführt. 1. Surgical Procedure Set-up Hinweise Wechseln Sie in sauberen chirurgischen scheuert, kleid, OP-Haube und Maske. Reinigen Sie alle Oberflächen der OP inklusive Ausrüstung mit 2% Chlorhexidin in 70% igem Alkohol. Vor der Operation, autoklavieren alle chirurgische Versorgung und Instrumen…

Representative Results

Ratte Modelle sind sparsamer als größere Tiere Modelle sind 36 Krankheiten resistent in der Natur und können genetisch manipuliert werden. Lose Haut Tieren wie Nagetieren wurden gedacht, um eine unterschiedliche Anordnung der kutanen Durchblutung im Vergleich zu festen gehäutet Tiere wie Menschen und Schweine haben. In loser Haut Tieren Haut in erster Linie durch direkten Haut-Blutgefäße durch das subkutane Fett der darüberliegenden Haut (Abbildung 4) Im Gegensatz dazu geliefert, leite…

Discussion

Änderungen und Fehlersuche

Das Protokoll hier reproduziert die IRI in freier Transfer Gewebe in einem experimentellen System gesehen ermöglicht besseres Verständnis dieses Prozesses und stellt ein Mittel zur Linderung mittels IRI und die Verbesserung der Ergebnisse zu untersuchen. Dies könnte leicht modifiziert werden, um eine schwerere Verletzung zu erzeugen, wenn sie auf der nicht dominanten, tief, epigastrica Stiel oder der ischämischen Mal erhöhten beruhten.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde von der Medical Research Council Zuschuss G1000299 finanziert.

Der korrespondierende Autor möchte Gary Borthwick, University of Edinburgh, für die Unterstützung während der Operation danken.

Die Autoren möchten die Beratung von Helen Douglas und Iain Mackay anerkennen und es uns ermöglicht, ihre tiefe epigastrica (DIEP) Klappe Verfahren (Canniesburn Plastic Surgery Unit Glasgow Royal Infirmary, 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, UK) zu beobachten.

Die Autoren möchte auch Gary Blackie an der Universität von Edinburgh danken für seine Hilfe bei der Produktion des Videos für diesen Artikel.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
Moor LD12 laser doppler imaging scanner http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8
Complete homeothermic blanket system with flexible probe. Small. 230 VAC, 50 Hz 507221F www.harvardapparatus.com
Graeffe forceps 0.8 mm tips curved 11052-10 2, http://www.finescience.de
Acland clamps 00398 V B-1 ‘V’ pattern clamps used on both artery and vein. http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Clamp applicator CAF-4 http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Gemini cautery unit 726067 www.harvardapparatus.com
Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124 D-5a.2 http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109 JFA-5b http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108 JF-5 http://www.merciansurgical.com
Acland Single Clamps B-1V (Pair) 396 http://www.merciansurgical.com
Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight 67 http://www.merciansurgical.com
Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT EA7613-11 http://www.merciansurgical.com
Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT EA7652-14 http://www.merciansurgical.com
Derf Needle Holders 12 cm TC 703DE12 http://www.merciansurgical.com
Ethilon 5-0 W1618 http://www.farlamedical.co.uk/
Vicryl rapide 6-0 W9913 http://www.millermedicalsupplies.com/
Instrapac – Adson Toothed Forceps (Extra Fine) 7973 http://www.millermedicalsupplies.com/
Castroviejo needle holders 12565-14 http://s-and-t.ne
Heat Lamp http://www.chicken-house.co.uk
Silicone sheeting 0.3 mm translucent http://www.silex.co.uk/
Image J software http://rsbweb.nih.gov/ij/
Zeiss OPMI pico http://www.zeiss.co.uk/
Operating microscope
Vet tech solution isofluorane rig http://www.vet-tech.co.uk/
Vet tech solution isofluorane rig http://www.vet-tech.co.uk/

References

  1. Wang, X., et al. Free anterolateral thigh adipofascial flap for hemifacial atrophy. Ann. Plast. Surg. 55 (6), 617-622 (2005).
  2. Eckardt, A., Fokas, K. Microsurgical reconstruction in the head and neck region: An 18-year experience with 500 consecutive cases. J. Cranio. Maxill. Surg. 31 (4), 197-201 (2003).
  3. Yazar, S., et al. Safety and reliability of microsurgical free tissue transfers in paediatric head and neck reconstruction – a report of 72 cases. J. Plast. Reconstr. Aes. 61 (7), 767-771 (2008).
  4. Blondeel, P. N., Landuyt, K. H. V., Monstrey, S. J. Surgical-technical aspects of the free diep flap for breast reconstruction. Operat. Tech. Plast. Reconstr. Surg. 6 (1), 27-37 (1999).
  5. Siemonow, M., Arslan, E. Ischaemia/reperfusion injury: A review in relation to free tissue transfers. Microsurgery. 24, 468-475 (2004).
  6. Wang, W. Z. Investigation of reperfusion injury and ischaemic preconditioning in microsurgery. Microsurgery. 29, 72-79 (2009).
  7. Rucker, M., et al. Reduction of inflammatory response in composite flap transfer by local stress conditioning-induced heat-shock protein 32. Surgery. 129 (3), 292-301 (2001).
  8. Cetinkale, O., et al. Involvement of neutrophils in ischemia-reperfusion injury of inguinal island skin flaps in rats. Plast. Reconstr. Surg. 102 (1), 153-160 (1998).
  9. Korthuis, R. J., Granger, D. N., Townsley, M. I., Taylor, A. E. The role of oxygen-derived free radicals in ischemia-induced increases in canine skeletal muscle vascular permeability. Circ. Res. 57 (4), 599-609 (1985).
  10. Eisenhardt, S. U., et al. Monitoring molecular changes induced by ischemia/reperfusion in human free muscle flap tissue samples. Ann. Plast. Surg. 68 (2), 202-208 (2012).
  11. Dragu, A., et al. Gene expression analysis of ischaemia and reperfusion in human microsurgical free muscle tissue transfer. J. Cell. Mol. Med. 15 (4), 983-993 (2011).
  12. Tilgner, A., Herrberger, U. [myocutaneous flap models in the rat. Anatomy, histology and preparation technic of the myocutaneous rectus abdominis flap]. Z. Versuchstierkd. 29 (5-6), 231-236 (1987).
  13. Dunn, R. M., Huff, W., Mancoll, J. The rat rectus abdominis myocutaneous flap: A true myocutaneous flap model. Ann. Plast. Surg. 31 (4), 352-357 (1993).
  14. Clugston, P. A., Perry, L. C., Fisher, J., Maxwell, G. P. A rat transverse rectus abdominis musculocutaneous flap model: Effects of pharmacological manipulation. Ann. Plast. Surg. 34 (2), 154-161 (1995).
  15. Ozgentas, H. E., Shenaq, S., Spira, M. Development of a tram flap model in the rat and study of vascular dominance. Plast. Reconstr. Surg. 94 (7), 1012-1017 (1994).
  16. Doncatto, L. F., da Silva, J. B., da Silva, V. D., Martins, P. D. Cutaneous viability in a rat pedicled tram flap model. Plast. Reconstr. Surg. 119 (5), 1425-1430 (2007).
  17. Lineaweaver, W. C., et al. Vascular endothelium growth factor, surgical delay, and skin flap survival. Ann. Surg. 239 (6), 866-873 (2004).
  18. Rezende, F. C., et al. Electroporation of vascular endothelial growth factor gene in a unipedicle transverse rectus abdominis myocutaneous flap reduces necrosis. Ann. Plast. Surg. 64 (2), 242-246 (2010).
  19. Zacchigna, S., et al. Improved survival of ischemic cutaneous and musculocutaneous flaps after vascular endothelial growth factor gene transfer using adeno-associated virus vectors. Am. J. Pathol. 167 (4), 981-991 (2005).
  20. Zhang, F., et al. Improvement of skin paddle survival by application of vascular endothelial growth factor in a rat tram flap model. Ann. Plast. Surg. 46, 314-319 (2010).
  21. Hijjawi, J., et al. Platelet-derived growth factor β, but not fibroblast growth factor 2, plasmid DNA improves survival of ischemic myocutaneous flaps. Arch. Surg. 139 (2), 142-147 (2004).
  22. Wong, M. S., et al. Basic fibroblast growth factor expression following surgical delay of rat transverse rectus abdominis myocutaneous flaps. Plast. Reconstr. Surg. 113 (7), 2030-2036 (2004).
  23. Zhang, F., et al. Microvascular transfer of the rectus abdominis muscle and myocutaneous flap in rats. Microsurgery. 14 (6), 420-423 (1993).
  24. Hallock, G. G., Rice, D. C. Comparison of tram and diep flap physiology in a rat model. Plast Reconstr Surg. 114 (5), 1179-1184 (2004).
  25. Qiao, Q., et al. Patterns of flap loss related to arterial and venous insufficiency in the rat pedicled tram flap. Annals of Plastic Surgery. 43 (2), 171 (1999).
  26. Persy, V. P., Verhulst, A., Ysebaert, D. K., De Greef, K. E., De Broe, M. E. Reduced postischemic macrophage infiltration and interstitial fibrosis in osteopontin knockout mice. Kidney Int. 63 (2), 543-553 (2003).
  27. Li, Y., et al. Overexpression of cgmp-dependent protein kinase i (pkg-i) attenuates ischemia-reperfusion-induced kidney injury. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 302 (5), 561-570 (2012).
  28. Hunter, J. P., et al. Effects of hydrogen sulphide in an experimental model of renal ischaemia-reperfusion injury. Brit. J. Surg. 99 (12), 1665-1671 (2012).
  29. Hamada, T., Fondevila, C., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Metalloproteinase-9 deficiency protects against hepatic ischemia/reperfusion injury. Hepatology. 47 (1), 186-198 (2008).
  30. Duarte, S., Hamada, T., Kuriyama, N., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Timp-1 deficiency leads to lethal partial hepatic ischemia and reperfusion injury. Hepatology. 56 (3), 1074-1085 (2012).
  31. Shen, X. D., et al. Cd154-cd40 t-cell costimulation pathway is required in the mechanism of hepatic ischemia/reperfusion injury, and its blockade facilitates and depends on heme oxygenase-1 mediated cytoprotection. Transplantation. 74 (3), 315-319 (2002).
  32. Liu, J., et al. Endoplasmic reticulum stress modulates liver inflammatory immune response in the pathogenesis of liver ischemia and reperfusion injury. Transplantation. 94 (3), 211-217 (2012).
  33. Pan, G. Z., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells ameliorate hepatic ischemia/reperfusion injuries via inactivation of the mek/erk signaling pathway in rats. J. Surg. Res. 178 (2), 935-948 (2012).
  34. Darouiche, R. O., et al. Chlorhexidine-alcohol versus povidone-iodine for surgical-site antisepsis. New. Engl. J. Med. 362 (1), 18-26 (2010).
  35. Fukui, A., Inada, Y., Murata, K., Tamai, S. Plasmatic imbibition” in the rabbit flow-through venus flap, using horseradish peroxidase and fluoroscein. J. Reconstr. Mirosurg. 11, 255-264 (1995).
  36. Dunn, R. M., Mancoll, J. Flap models in the rat: A review and and reappraisal. Plast. Reconstr. Surg. 90 (2), 319-328 (1992).
  37. Taylor, G., Minabe, T. The angiosomes of the mammals and other vertebrates. Plast. Reconstr. Surg. 89 (2), 181-215 (1992).
  38. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The versatile deep inferior epigastric (inferior rectus abdominis) flap. Brit. J. Plast. Surg. 37 (3), 330-350 (1984).
  39. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The extended deep inferior epigastric flap: A clinical technique. Plast. Reconstr. Surg. 72 (6), 751-765 (1983).
  40. Tai, Y., Hasegawa, H. A tranverse abdominal flap for reconstruction after radical operations for recurrent breast cancer. Plast. Reconstr. Surg. 53 (1), 52-54 (1974).
  41. Scheflan, M., Dinner, M. I. The transverse abdominal island flap: Part i. Indications, contraindications, results, and complications. Ann. Plast. Surg. 10, 24-35 (1983).
  42. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Pripp, A. H., Tonseth, K. A. Monitoring microcirculatory changes in the deep inferior epigastric artery perforator flap with laser doppler perfusion imaging. Ann. Plast. Surg. 67 (2), 139-142 (2011).
  43. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Tonseth, K. A. Microcirculatory evaluation of deep inferior epigastric artery perforator flaps with laser doppler perfusion imaging in breast reconstruction. J. Plast. Surg. Hand. Surg. 45 (3), 143-147 (2011).
  44. Booi, D. I., Debats, I. B. J. G., Boeckx, W. D., van der Hulsi, R. R. W. J. A study of perfusion of the distal free-tram flap using laser doppler flowmetry. J. Plast. Reconstr. Aes. 61, 282-288 (2008).
  45. Hallock, G. G. Physiological studies using laser doppler flowmetry to compare blood flow to the zones of the free tram flap. Ann. Plast .Surg. 47 (3), 229-233 (2001).
  46. Collin, T. Image j for microscopy. Biotechniques. Suppl. 43 (1), 25-30 (2007).
  47. Hallock, G., Rice, D. Physiologic superiority of the anatomic dominant pedicle of the tram flap in a rat model. Plast. Reconstr. Surg. 96, 111-118 (1995).
  48. Ozmen, S., Ayhan, S., Demir, Y., Siemionow, M., Atabay, K. Impact of gradual blood flow increase on ischaemia-reperfusion injury in the rat cremaster microcirculation model. J. Plast. Reconstr. Aes. 61 (8), 939-948 (2008).
  49. Rucker, M., Vollmar, B., Roesken, F., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Microvascular transfer-related abrogation of capillary flow motion in critically reperfused composite flaps. Brit. J. Plast Surg. 55 (2), 129-135 (2002).
  50. Rucker, M., Kadirogullari, B., Vollmar, B., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Improvement of nutritive perfusion after free tissue transfer by local heat shock-priming-induced preservation of capillary flowmotion. J. Surg. Res. 123, 102-108 (2005).
  51. Rucker, M., et al. New model for in vivo quantification of microvascular embolization, thrombus formation, and recanalization in composite flaps. J. Surg. Res. 108 (1), 129-137 (2002).
  52. Wang, W. Z., Baynosa, R. C., Zamboni, W. A. Update on ischemia-reperfusion injury for the plastic surgeon. Plast. Reconstr. Surg. 128 (6), 685e-692e (2011).
check_url/kr/50473?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Edmunds, M., Wigmore, S., Kluth, D. In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury. J. Vis. Exp. (76), e50473, doi:10.3791/50473 (2013).

View Video