Summary

Myocutaneous 국소 빈혈 reperfusion 상해의 쥐 모델 : 현장 가로 직근 abdominis의 Myocutaneous 플랩의

Published: June 08, 2013
doi:

Summary

무료 조직 전송이 널리 종양학 절제술 및 외상 후 형태와 기능을 복원하는 재건 수술에 사용됩니다. 수술하기 전에이 조직을 전처리하는 것은 결과를 향상시킬 수 있습니다. 이 문서에 설명<em> 현장에서</em컨디셔닝 전략을 테스트하기위한 수단으로 쥐> 가로 직근 abdominis의 myocutaneous 플랩 (TRAM).

Abstract

무료 조직 전송은 로컬 옵션이나 그 필요한 복합 조직에 순종하지 복잡한 결함을 복구하는 재건 수술의 황금 표준입니다. 허혈 재관류 손상 (IRI)의 부분 피판 실패의 알려진 원인과 효과적인 치료가 없습니다. 이 부상의 실험 모델을 구축하는 것은 비용이 많이 드는 증명할 수있는 재정적으로 큰 포유 동물은 종래 이러한 절차의 기술적 어려움이 일반적으로 경험 microsurgeon을 고용 필요에 의해 사용되는 전문 지식 필요하므로. 이 출판물 및 비디오 미세 전문 지식을 필요로하지 않는 쥐의​​ IRI의 모델을 효율적으로 사용하는 방법을 보여줍니다. 이 절차는 atraumatic 클램프는이 수술과 관련된 허혈 – 재관류 손상을 재현하기 위해 이용되는 가로 abdominis의의 myocutaneous (TRAM) 플랩 현장 모델입니다. 레이저 도플러 영상 (LDI) 스캐너 플랩 관류 및 이미지 프로세싱 softwa를을 평가하기 위해 사용된다다시 부상의 주요 결과 측정 등의 비율 지역 피부 생존을 평가하는 이미지 J.

Introduction

이 프로토콜의 목적은 중재 전략을 조사 할 수 있도록 할 수있는 방법을 무료 조직 전송에서 관찰 된 허혈 – 재관류 손상의 신뢰성과 재현성 모델을 보여주는 것입니다.

무료 조직 전송받는 사이트에서 네이티브 혈관 절편의 절단하고 혈관의 문합과 그 조직의자가 이식 다음 조직의 고립 된 블록의 혈관 박리로 정의됩니다. 절차는 FTT로 알려져 있고, 조직은 피판이라고 전송되는.

무료 조직 전송은 로컬 옵션 부적합하거나 사용할 수없는 복잡한, 복합 결함의 교정을위한 황금 표준 방법입니다. 1-4 국소 빈혈 reperfusion 상해 (IRI)는, 무료 조직 전송에 피할 수없는 실패 5,6 플랩에 기여하고 더이 효과적인 치료. 피판 수술의 선택 과목 성격은 pharmacologi의 관리를 허용IRI에 대한 전제 조건에 칼 에이전트.

내피 세포 활성화 및 신진 대사 장애에 의한 미세 혈관을 통해 손상된 흐름 IRI 결과, 7 모세 혈관 투과성 및 후속 간질 부종 7, 염증 세포의 유입, 염증 중재자의 8 릴리스, 반응성 산소 종 9 보수 증착 증가했다. 10 저산소증이 복잡한 과정 후속 재관류 손상은 궁극적으로 세포 죽음에 이르게한다. myocutaneous IRI의 모델을 평가하는 임상 결과에 대한 전략을 컨디셔닝의 효과를 가능하게합니다. 최근의 연구는 사람을 대상으로 기존의 동물 실험에서 관찰 된 분자 변화를 비교하여 인간의 IRI에 대한 대리로 IRI 연구의 동물 모델의 사용을 확인했다. 10,11

쥐 가로 rectus의 abdominis의 myocutaneous (TRAM) 플랩은 우선 독일어 12 1993 1987에 설명 된영어 13. 이 모델은 IRI 무료 조직 전송과 관련된 줄이기 위해 다양한 전략을 조사하는 저렴한, 강력한 모델로 폭 넓은 인기를 13-25되었습니다. 이러한 연구 14,17-22 대부분은, 깊은, 열등에 따라 unipedicled 전차 플랩으로 설계되었습니다 . 수술 후 후속의 다른 길이 (2~10일) -이 연구에서 데이터의 상복부의 혈관 경 15-18,20-22 비교는 서로 다른 크기의 피부 섬 (30cm 2 10.5)의 사용에 의해 복잡합니다. 이러한 연구의 제어 팔 평균 총 비율 지역 플랩 괴사는 69 ± 6.2 % (± SEM을 의미)입니다. 그것은이 여섯 신문의 모든 혈관 경을위한 캐리어로 직근 abdominis의 근육을 고용하지만, 분할하고 혈관을 microanastomose 또는 클램프, 노출되지 않도록주의해야한다. 장 등은. 23 우수 상복부의 혈관에 따라 실제, 무료 쥐 전차 플랩을 설명 보유하고있는 F바퀴가 제기 혈관 나누어 myocutaneous 플랩 전송 및 사타구니 혈관 microanastomosed 하였다. 0.5 mm 구경 혈관 -이 어려운 기술은 0.45 microanastomosis을 요구했다. 만 다섯을 수행하고이 67 % 살아 남았다. 23등으로 설명 모델. 그것이 정말 FTT 동안 발생한 부상을 거울로 23 인간의 자유 TRAM 피판을위한 훌륭한 모델입니다.했다 쥐 전차 플랩의 다른 출판 모델은 더 정확하게 인간 pedicled TRAM 동안 발생한 상해를 반영하지만, 정확하게 혈관 고정하거나 분할 절대로 경하고 재관류 다음 허혈성 기간을 거치지 않고 이러한 플랩으로 IRI를 반영하지 않습니다 microanastomosis을 수행했습니다. 이 프로토콜 및 비디오 IRI가 microclamps를 사용하여 복제 된 쥐의 전차를 사용하여 무료 조직 전송의 새로운 모델을 설명합니다. 이보다 충실 경 전차 전임자보다 IRI 복제하지만 performi보다 기술적으로 쉽다NG microanastomosis. Microclamps 널리 IRI 고체 장기 이식과 관련된 다시 이식 연구자들에 의해 사용되어왔다; 26-33 그러나, 이것은이 쥐 전차 플랩에 설명 된 것은 이번이 처음이다.

Protocol

모든 수술은 영국의 홈 오피스 에딘버러의 수의학 대학 의학과에 의해 설정된 지침에 따라 수행됩니다. 1. 수술 셋업 노트 깨끗한 외과 수술, 가운, 스크럽 모자와 마스크로 변경합니다. 70 % 이소 프로필 알코올의 2 % 클로르헥시딘과 장비를 포함한 수술실의 모든 표면을 청소합니다. 수술에 앞서, 모든 수술 소모품 및 절차에 사용되는 악기를 압력솥. 작업 당 ?…

Representative Results

쥐 모델은 큰 동물 모델보다 더 경제적이며, 36 자연 질병 저항과 유전자 조작 할 수 있습니다. 같은 설치류와 같은 느슨한 피부의 동물, 등 인간과 돼지 같은 고정 피부 동물에 비해 피부의 혈액 공급의 다른 배열을 가지고 생각했다. 느슨한 피부 동물의 피부는 대조적으로 덮고있는 피부 (그림 4)에 피하 지방을 통과하는 직접 피부 혈관이 주로 공급되고, 고정 된 피부 동물 근…

Discussion

수정 및 문제 해결

여기에 제시 프로토콜은 해당 프로세스의 추가 이해를 가능하게 실험 시스템 무료 조직 전송에서 볼 IRI를 재현 IRI를 개량하고 결과를 개선 수단을 조사 할 수있는 방법을 제공합니다. 그것은 비 지배적 깊은 열등 경 상복부 또는 것은 허혈 시간이 증가 된 경우에 기초한다면 이것은 쉽게 더 심각한 부상을 생산하기 위해 수정할 수 있습니다.

<p class="jove_ste…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

본 연구는 의학 연구위원회 교부금 G1000299에 의해 투자되었다.

해당 저자는 수술하는 동안 지원을 위해 게리 Borthwick는 에든버러 대학교, 감사드립니다.

저자는 헬렌 더글러스와 이안 맥케이의 조언을 인정 좋아하고 저희가 깊은 열등한 상복부 (디엡) 플랩 절차 (Canniesburn 성형 수술 장치, 글래스고 로열 병원, 84 성 거리, 글래스고 G4 0SF, UK) 관찰 할 수있다.

저자는 또한이 기사의 동영상을 제작 자신의 도움 에든버러 대학에서 게리 흑인에게 감사의 말씀을 전합니다.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
Moor LD12 laser doppler imaging scanner http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8
Complete homeothermic blanket system with flexible probe. Small. 230 VAC, 50 Hz 507221F www.harvardapparatus.com
Graeffe forceps 0.8 mm tips curved 11052-10 2, http://www.finescience.de
Acland clamps 00398 V B-1 ‘V’ pattern clamps used on both artery and vein. http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Clamp applicator CAF-4 http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Gemini cautery unit 726067 www.harvardapparatus.com
Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124 D-5a.2 http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109 JFA-5b http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108 JF-5 http://www.merciansurgical.com
Acland Single Clamps B-1V (Pair) 396 http://www.merciansurgical.com
Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight 67 http://www.merciansurgical.com
Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT EA7613-11 http://www.merciansurgical.com
Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT EA7652-14 http://www.merciansurgical.com
Derf Needle Holders 12 cm TC 703DE12 http://www.merciansurgical.com
Ethilon 5-0 W1618 http://www.farlamedical.co.uk/
Vicryl rapide 6-0 W9913 http://www.millermedicalsupplies.com/
Instrapac – Adson Toothed Forceps (Extra Fine) 7973 http://www.millermedicalsupplies.com/
Castroviejo needle holders 12565-14 http://s-and-t.ne
Heat Lamp http://www.chicken-house.co.uk
Silicone sheeting 0.3 mm translucent http://www.silex.co.uk/
Image J software http://rsbweb.nih.gov/ij/
Zeiss OPMI pico http://www.zeiss.co.uk/
Operating microscope
Vet tech solution isofluorane rig http://www.vet-tech.co.uk/
Vet tech solution isofluorane rig http://www.vet-tech.co.uk/

References

  1. Wang, X., et al. Free anterolateral thigh adipofascial flap for hemifacial atrophy. Ann. Plast. Surg. 55 (6), 617-622 (2005).
  2. Eckardt, A., Fokas, K. Microsurgical reconstruction in the head and neck region: An 18-year experience with 500 consecutive cases. J. Cranio. Maxill. Surg. 31 (4), 197-201 (2003).
  3. Yazar, S., et al. Safety and reliability of microsurgical free tissue transfers in paediatric head and neck reconstruction – a report of 72 cases. J. Plast. Reconstr. Aes. 61 (7), 767-771 (2008).
  4. Blondeel, P. N., Landuyt, K. H. V., Monstrey, S. J. Surgical-technical aspects of the free diep flap for breast reconstruction. Operat. Tech. Plast. Reconstr. Surg. 6 (1), 27-37 (1999).
  5. Siemonow, M., Arslan, E. Ischaemia/reperfusion injury: A review in relation to free tissue transfers. Microsurgery. 24, 468-475 (2004).
  6. Wang, W. Z. Investigation of reperfusion injury and ischaemic preconditioning in microsurgery. Microsurgery. 29, 72-79 (2009).
  7. Rucker, M., et al. Reduction of inflammatory response in composite flap transfer by local stress conditioning-induced heat-shock protein 32. Surgery. 129 (3), 292-301 (2001).
  8. Cetinkale, O., et al. Involvement of neutrophils in ischemia-reperfusion injury of inguinal island skin flaps in rats. Plast. Reconstr. Surg. 102 (1), 153-160 (1998).
  9. Korthuis, R. J., Granger, D. N., Townsley, M. I., Taylor, A. E. The role of oxygen-derived free radicals in ischemia-induced increases in canine skeletal muscle vascular permeability. Circ. Res. 57 (4), 599-609 (1985).
  10. Eisenhardt, S. U., et al. Monitoring molecular changes induced by ischemia/reperfusion in human free muscle flap tissue samples. Ann. Plast. Surg. 68 (2), 202-208 (2012).
  11. Dragu, A., et al. Gene expression analysis of ischaemia and reperfusion in human microsurgical free muscle tissue transfer. J. Cell. Mol. Med. 15 (4), 983-993 (2011).
  12. Tilgner, A., Herrberger, U. [myocutaneous flap models in the rat. Anatomy, histology and preparation technic of the myocutaneous rectus abdominis flap]. Z. Versuchstierkd. 29 (5-6), 231-236 (1987).
  13. Dunn, R. M., Huff, W., Mancoll, J. The rat rectus abdominis myocutaneous flap: A true myocutaneous flap model. Ann. Plast. Surg. 31 (4), 352-357 (1993).
  14. Clugston, P. A., Perry, L. C., Fisher, J., Maxwell, G. P. A rat transverse rectus abdominis musculocutaneous flap model: Effects of pharmacological manipulation. Ann. Plast. Surg. 34 (2), 154-161 (1995).
  15. Ozgentas, H. E., Shenaq, S., Spira, M. Development of a tram flap model in the rat and study of vascular dominance. Plast. Reconstr. Surg. 94 (7), 1012-1017 (1994).
  16. Doncatto, L. F., da Silva, J. B., da Silva, V. D., Martins, P. D. Cutaneous viability in a rat pedicled tram flap model. Plast. Reconstr. Surg. 119 (5), 1425-1430 (2007).
  17. Lineaweaver, W. C., et al. Vascular endothelium growth factor, surgical delay, and skin flap survival. Ann. Surg. 239 (6), 866-873 (2004).
  18. Rezende, F. C., et al. Electroporation of vascular endothelial growth factor gene in a unipedicle transverse rectus abdominis myocutaneous flap reduces necrosis. Ann. Plast. Surg. 64 (2), 242-246 (2010).
  19. Zacchigna, S., et al. Improved survival of ischemic cutaneous and musculocutaneous flaps after vascular endothelial growth factor gene transfer using adeno-associated virus vectors. Am. J. Pathol. 167 (4), 981-991 (2005).
  20. Zhang, F., et al. Improvement of skin paddle survival by application of vascular endothelial growth factor in a rat tram flap model. Ann. Plast. Surg. 46, 314-319 (2010).
  21. Hijjawi, J., et al. Platelet-derived growth factor β, but not fibroblast growth factor 2, plasmid DNA improves survival of ischemic myocutaneous flaps. Arch. Surg. 139 (2), 142-147 (2004).
  22. Wong, M. S., et al. Basic fibroblast growth factor expression following surgical delay of rat transverse rectus abdominis myocutaneous flaps. Plast. Reconstr. Surg. 113 (7), 2030-2036 (2004).
  23. Zhang, F., et al. Microvascular transfer of the rectus abdominis muscle and myocutaneous flap in rats. Microsurgery. 14 (6), 420-423 (1993).
  24. Hallock, G. G., Rice, D. C. Comparison of tram and diep flap physiology in a rat model. Plast Reconstr Surg. 114 (5), 1179-1184 (2004).
  25. Qiao, Q., et al. Patterns of flap loss related to arterial and venous insufficiency in the rat pedicled tram flap. Annals of Plastic Surgery. 43 (2), 171 (1999).
  26. Persy, V. P., Verhulst, A., Ysebaert, D. K., De Greef, K. E., De Broe, M. E. Reduced postischemic macrophage infiltration and interstitial fibrosis in osteopontin knockout mice. Kidney Int. 63 (2), 543-553 (2003).
  27. Li, Y., et al. Overexpression of cgmp-dependent protein kinase i (pkg-i) attenuates ischemia-reperfusion-induced kidney injury. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 302 (5), 561-570 (2012).
  28. Hunter, J. P., et al. Effects of hydrogen sulphide in an experimental model of renal ischaemia-reperfusion injury. Brit. J. Surg. 99 (12), 1665-1671 (2012).
  29. Hamada, T., Fondevila, C., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Metalloproteinase-9 deficiency protects against hepatic ischemia/reperfusion injury. Hepatology. 47 (1), 186-198 (2008).
  30. Duarte, S., Hamada, T., Kuriyama, N., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Timp-1 deficiency leads to lethal partial hepatic ischemia and reperfusion injury. Hepatology. 56 (3), 1074-1085 (2012).
  31. Shen, X. D., et al. Cd154-cd40 t-cell costimulation pathway is required in the mechanism of hepatic ischemia/reperfusion injury, and its blockade facilitates and depends on heme oxygenase-1 mediated cytoprotection. Transplantation. 74 (3), 315-319 (2002).
  32. Liu, J., et al. Endoplasmic reticulum stress modulates liver inflammatory immune response in the pathogenesis of liver ischemia and reperfusion injury. Transplantation. 94 (3), 211-217 (2012).
  33. Pan, G. Z., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells ameliorate hepatic ischemia/reperfusion injuries via inactivation of the mek/erk signaling pathway in rats. J. Surg. Res. 178 (2), 935-948 (2012).
  34. Darouiche, R. O., et al. Chlorhexidine-alcohol versus povidone-iodine for surgical-site antisepsis. New. Engl. J. Med. 362 (1), 18-26 (2010).
  35. Fukui, A., Inada, Y., Murata, K., Tamai, S. Plasmatic imbibition” in the rabbit flow-through venus flap, using horseradish peroxidase and fluoroscein. J. Reconstr. Mirosurg. 11, 255-264 (1995).
  36. Dunn, R. M., Mancoll, J. Flap models in the rat: A review and and reappraisal. Plast. Reconstr. Surg. 90 (2), 319-328 (1992).
  37. Taylor, G., Minabe, T. The angiosomes of the mammals and other vertebrates. Plast. Reconstr. Surg. 89 (2), 181-215 (1992).
  38. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The versatile deep inferior epigastric (inferior rectus abdominis) flap. Brit. J. Plast. Surg. 37 (3), 330-350 (1984).
  39. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The extended deep inferior epigastric flap: A clinical technique. Plast. Reconstr. Surg. 72 (6), 751-765 (1983).
  40. Tai, Y., Hasegawa, H. A tranverse abdominal flap for reconstruction after radical operations for recurrent breast cancer. Plast. Reconstr. Surg. 53 (1), 52-54 (1974).
  41. Scheflan, M., Dinner, M. I. The transverse abdominal island flap: Part i. Indications, contraindications, results, and complications. Ann. Plast. Surg. 10, 24-35 (1983).
  42. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Pripp, A. H., Tonseth, K. A. Monitoring microcirculatory changes in the deep inferior epigastric artery perforator flap with laser doppler perfusion imaging. Ann. Plast. Surg. 67 (2), 139-142 (2011).
  43. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Tonseth, K. A. Microcirculatory evaluation of deep inferior epigastric artery perforator flaps with laser doppler perfusion imaging in breast reconstruction. J. Plast. Surg. Hand. Surg. 45 (3), 143-147 (2011).
  44. Booi, D. I., Debats, I. B. J. G., Boeckx, W. D., van der Hulsi, R. R. W. J. A study of perfusion of the distal free-tram flap using laser doppler flowmetry. J. Plast. Reconstr. Aes. 61, 282-288 (2008).
  45. Hallock, G. G. Physiological studies using laser doppler flowmetry to compare blood flow to the zones of the free tram flap. Ann. Plast .Surg. 47 (3), 229-233 (2001).
  46. Collin, T. Image j for microscopy. Biotechniques. Suppl. 43 (1), 25-30 (2007).
  47. Hallock, G., Rice, D. Physiologic superiority of the anatomic dominant pedicle of the tram flap in a rat model. Plast. Reconstr. Surg. 96, 111-118 (1995).
  48. Ozmen, S., Ayhan, S., Demir, Y., Siemionow, M., Atabay, K. Impact of gradual blood flow increase on ischaemia-reperfusion injury in the rat cremaster microcirculation model. J. Plast. Reconstr. Aes. 61 (8), 939-948 (2008).
  49. Rucker, M., Vollmar, B., Roesken, F., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Microvascular transfer-related abrogation of capillary flow motion in critically reperfused composite flaps. Brit. J. Plast Surg. 55 (2), 129-135 (2002).
  50. Rucker, M., Kadirogullari, B., Vollmar, B., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Improvement of nutritive perfusion after free tissue transfer by local heat shock-priming-induced preservation of capillary flowmotion. J. Surg. Res. 123, 102-108 (2005).
  51. Rucker, M., et al. New model for in vivo quantification of microvascular embolization, thrombus formation, and recanalization in composite flaps. J. Surg. Res. 108 (1), 129-137 (2002).
  52. Wang, W. Z., Baynosa, R. C., Zamboni, W. A. Update on ischemia-reperfusion injury for the plastic surgeon. Plast. Reconstr. Surg. 128 (6), 685e-692e (2011).
check_url/kr/50473?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Edmunds, M., Wigmore, S., Kluth, D. In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury. J. Vis. Exp. (76), e50473, doi:10.3791/50473 (2013).

View Video