Summary

In situ transversal reto abdominal miocutâneo: um modelo de rato de miocutâneo Isquemia Traumatismo por Reperfusão

Published: June 08, 2013
doi:

Summary

Transferência de tecido livre é amplamente utilizado em cirurgia reconstrutiva para restaurar a forma ea função após ressecção oncológica e trauma. Pré-Condicionamento este tecido antes da cirurgia pode melhorar o resultado. Este artigo descreve uma<em> In situ</em> Transversal miocutâneo do músculo reto abdominal (TRAM) em ratos, como um meio para testar estratégias de pré-condicionamento.

Abstract

Transferência de tecido livre é o padrão ouro da cirurgia reconstrutiva para reparar defeitos complexos não passíveis de opções de locais ou aqueles que necessitam de tecido composto. Lesão por isquemia-reperfusão (IRI) é uma causa conhecida de falha de retalho livre parcial e não tem nenhum tratamento eficaz. Estabelecer um modelo de laboratório esta lesão pode custar caro tanto financeiramente como mamíferos maiores são convencionalmente usados ​​e na especialização exigida pela dificuldade técnica desses procedimentos requer tipicamente empregando um microsurgeon experiente. Esta publicação e vídeo demonstram o uso eficaz de um modelo de IRI em ratos, que não requer perícia microcirurgia. Este procedimento é um modelo in situ de um miocutâneo transverso abdominal (TRAM) aba onde são utilizadas pinças atraumáticas para reproduzir a lesão de isquemia-reperfusão associados a esta cirurgia. Um scanner a laser Doppler (LDI) é empregada para avaliar a perfusão aba eo processamento de imagem software, Imagem J para avaliar a área percentual pele sobrevivência como desfecho primário de lesão.

Introduction

O objetivo deste protocolo é demonstrar um modelo confiável e reprodutível da lesão de isquemia-reperfusão observados na transferência de tecido livre para permitir estratégias de intervenção a ser investigado.

Transferência de tecido livre é definido como o descolamento vascular de um bloco isolado de tecido seguido de transplante autólogo de tecido que com anastomose dos vasos seccionados da aba para vasos nativos no local do receptor. O procedimento é conhecido como ITF e do tecido a ser transferida denominada o retalho livre.

Transferência de tecido livre é a abordagem padrão-ouro para a correção de defeitos complexos, compostos onde as opções locais são inadequados ou inexistentes. 1-4 Isquemia reperfusão (IRI) é inevitável em transferência livre de tecidos, contribui para bater falha 5,6 e não tem tratamento eficaz. A natureza eletiva de cirurgias retalho livre permite a administração de farmacologicamenteagentes CAL para precondição contra IRI.

IRI resulta em alterações de fluxo através da microcirculação por activação e disfunção endotelial metabólica, 7 aumento da permeabilidade capilar e edema intersticial 7 subsequente, o influxo de células inflamatórias, 8 de libertação de mediadores inflamatórios, as espécies de oxigénio reactivas 9 e deposição de complemento 10 Este processo complexo de hipóxia. e subsequente reperfusão, finalmente, conduz à morte celular. Um modelo de miocutâneo IRI permite a eficácia do pré-condicionamento estratégias em resultados clínicos para ser avaliado. Trabalhos recentes validou o uso de modelos animais de estudos IRI como um substituto para o IRI humano comparando as alterações moleculares observados em seres humanos e animais de dados existentes 10,11.

O rato miocutâneo transverso do músculo reto abdominal (TRAM) retalho foi descrita pela primeira vez em 1987, em alemão e 12 em 199313 em Inglês. Este modelo ganhou grande popularidade 13-25 como um modelo mais barato, robusto para investigar diferentes estratégias para reduzir IRI associada com a transferência de tecido livre. 14,17-22 A maioria destes estudos foram concebidos como retalhos TRAM unipedicled com base na profunda, inferior, . epigástrica pedículo vascular 15-18,20-22 comparação dos dados destes estudos é dificultada pelo uso de diferentes ilhas cutâneas porte (10,5-30 cm 2) e diferentes comprimentos de acompanhamento pós-operatório (2 – 10 dias). O percentual total área de necrose média aba no braço desses estudos de controle é de 69 ± 6,2% (média ± SEM). Deve notar-se que todos estes seis papéis empregar o músculo rectus abdominis como um portador para o pedículo vascular, mas não expõem, dividir e microanastomose ou prender os vasos. Zhang et al. 23 descreveram um verdadeiro, livre TRAM rato com base nos vasos epigástricos superiores em que o fvoltas foram levantadas, vasos dividido ea retalho miocutâneo transferidos e microanastomosed aos vasos virilha. Esta técnica difícil exigiu a microanastomoses de 0,45-0,5 vasos de calibre mm. Apenas quinze foram realizadas e destas, 67% sobreviveram. 23 O modelo descrito por Zhang et al. 23 é um excelente modelo para o retalho TRAM livre humano como ele realmente reflete a lesão sofrida durante a ITF. Os outros modelos publicados de um retalho TRAM rato refletir com mais precisão as lesões sofridas durante um TRAM pediculado humana, mas não refletem com precisão o IRI como estes aba em não submeter-se a um período de isquemia seguida de reperfusão como o pedículo vascular nunca é preso ou dividido e microanastomoses executadas. Este protocolo e vídeo descreve um novo modelo de transferência de tecido livre usando o TRAM rato em que o IRI é replicado usando microclamps. Este reproduz mais fielmente IRI do que os antecessores TRAM pedículo, mas é tecnicamente mais fácil do que performing a microanastomose. Microclamps têm sido largamente utilizados pelos investigadores transplantados para recriar IRI associada com o transplante de órgãos sólidos; 26-33 contudo, esta é a primeira vez que foi descrito no retalho TRAM rato.

Protocol

Toda cirurgia é realizada de acordo com as diretrizes estabelecidas pelo Ministério do Interior do Reino Unido e da Universidade de Departamento de Serviços de Veterinária de Edimburgo. 1. Surgical set-up Procedimento Notas Mude para scrubs limpas cirúrgicas, avental, gorro e máscara esfoliante. Limpe todas as superfícies da sala de operações, incluindo equipamentos com clorexidina a 2% em 70% de álcool isopropílico. Antes da cirurgia, todos os fornecimentos a…

Representative Results

Modelos de ratos são mais econômicos do que os modelos animais maiores, 36 são resistentes à doença na natureza e podem ser manipulados geneticamente. Animais de pele solta, como roedores, foram pensados ​​para ter um arranjo diferente de fornecimento de sangue cutâneo comparação com os animais esfolados fixos, como os seres humanos e porcos. Em animais de pele soltas, a pele é fornecida principalmente por vasos sanguíneos cutâneos directos que passam pela gordura subcutânea da pele que se sob…

Discussion

Modificações e resolução de problemas

O protocolo aqui apresentado reproduz o IRI visto na transferência de tecido livre em um sistema experimental que permite ainda mais a compreensão do processo e que proporciona um meio para investigar os meios de melhoramento IRI e melhorar o resultado. Isto pode ser facilmente modificado para produzir uma lesão mais severa, se baseado na não-dominante, profundamente, epigástrica inferior pedículo, ou se o tempo de isquemia foram aumentadas.

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Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabalho foi financiado pelo Conselho de Pesquisa Médica concessão G1000299.

O autor correspondente gostaria de agradecer a Gary Borthwick, da Universidade de Edimburgo, para auxiliar durante a cirurgia.

Os autores gostariam de agradecer o conselho de Helen Douglas e Iain Mackay e que nos permite observar a sua epigástrica inferior profunda (DIEP) procedimento aba (Canniesburn Unidade de Cirurgia Plástica, Glasgow Royal Infirmary, 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, UK).

Os autores também gostariam de agradecer a Gary Blackie na Universidade de Edimburgo, por sua ajuda na produção do vídeo para este artigo.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
Moor LD12 laser doppler imaging scanner http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8
Complete homeothermic blanket system with flexible probe. Small. 230 VAC, 50 Hz 507221F www.harvardapparatus.com
Graeffe forceps 0.8 mm tips curved 11052-10 2, http://www.finescience.de
Acland clamps 00398 V B-1 ‘V’ pattern clamps used on both artery and vein. http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Clamp applicator CAF-4 http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Gemini cautery unit 726067 www.harvardapparatus.com
Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124 D-5a.2 http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109 JFA-5b http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108 JF-5 http://www.merciansurgical.com
Acland Single Clamps B-1V (Pair) 396 http://www.merciansurgical.com
Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight 67 http://www.merciansurgical.com
Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT EA7613-11 http://www.merciansurgical.com
Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT EA7652-14 http://www.merciansurgical.com
Derf Needle Holders 12 cm TC 703DE12 http://www.merciansurgical.com
Ethilon 5-0 W1618 http://www.farlamedical.co.uk/
Vicryl rapide 6-0 W9913 http://www.millermedicalsupplies.com/
Instrapac – Adson Toothed Forceps (Extra Fine) 7973 http://www.millermedicalsupplies.com/
Castroviejo needle holders 12565-14 http://s-and-t.ne
Heat Lamp http://www.chicken-house.co.uk
Silicone sheeting 0.3 mm translucent http://www.silex.co.uk/
Image J software http://rsbweb.nih.gov/ij/
Zeiss OPMI pico http://www.zeiss.co.uk/
Operating microscope
Vet tech solution isofluorane rig http://www.vet-tech.co.uk/
Vet tech solution isofluorane rig http://www.vet-tech.co.uk/

References

  1. Wang, X., et al. Free anterolateral thigh adipofascial flap for hemifacial atrophy. Ann. Plast. Surg. 55 (6), 617-622 (2005).
  2. Eckardt, A., Fokas, K. Microsurgical reconstruction in the head and neck region: An 18-year experience with 500 consecutive cases. J. Cranio. Maxill. Surg. 31 (4), 197-201 (2003).
  3. Yazar, S., et al. Safety and reliability of microsurgical free tissue transfers in paediatric head and neck reconstruction – a report of 72 cases. J. Plast. Reconstr. Aes. 61 (7), 767-771 (2008).
  4. Blondeel, P. N., Landuyt, K. H. V., Monstrey, S. J. Surgical-technical aspects of the free diep flap for breast reconstruction. Operat. Tech. Plast. Reconstr. Surg. 6 (1), 27-37 (1999).
  5. Siemonow, M., Arslan, E. Ischaemia/reperfusion injury: A review in relation to free tissue transfers. Microsurgery. 24, 468-475 (2004).
  6. Wang, W. Z. Investigation of reperfusion injury and ischaemic preconditioning in microsurgery. Microsurgery. 29, 72-79 (2009).
  7. Rucker, M., et al. Reduction of inflammatory response in composite flap transfer by local stress conditioning-induced heat-shock protein 32. Surgery. 129 (3), 292-301 (2001).
  8. Cetinkale, O., et al. Involvement of neutrophils in ischemia-reperfusion injury of inguinal island skin flaps in rats. Plast. Reconstr. Surg. 102 (1), 153-160 (1998).
  9. Korthuis, R. J., Granger, D. N., Townsley, M. I., Taylor, A. E. The role of oxygen-derived free radicals in ischemia-induced increases in canine skeletal muscle vascular permeability. Circ. Res. 57 (4), 599-609 (1985).
  10. Eisenhardt, S. U., et al. Monitoring molecular changes induced by ischemia/reperfusion in human free muscle flap tissue samples. Ann. Plast. Surg. 68 (2), 202-208 (2012).
  11. Dragu, A., et al. Gene expression analysis of ischaemia and reperfusion in human microsurgical free muscle tissue transfer. J. Cell. Mol. Med. 15 (4), 983-993 (2011).
  12. Tilgner, A., Herrberger, U. [myocutaneous flap models in the rat. Anatomy, histology and preparation technic of the myocutaneous rectus abdominis flap]. Z. Versuchstierkd. 29 (5-6), 231-236 (1987).
  13. Dunn, R. M., Huff, W., Mancoll, J. The rat rectus abdominis myocutaneous flap: A true myocutaneous flap model. Ann. Plast. Surg. 31 (4), 352-357 (1993).
  14. Clugston, P. A., Perry, L. C., Fisher, J., Maxwell, G. P. A rat transverse rectus abdominis musculocutaneous flap model: Effects of pharmacological manipulation. Ann. Plast. Surg. 34 (2), 154-161 (1995).
  15. Ozgentas, H. E., Shenaq, S., Spira, M. Development of a tram flap model in the rat and study of vascular dominance. Plast. Reconstr. Surg. 94 (7), 1012-1017 (1994).
  16. Doncatto, L. F., da Silva, J. B., da Silva, V. D., Martins, P. D. Cutaneous viability in a rat pedicled tram flap model. Plast. Reconstr. Surg. 119 (5), 1425-1430 (2007).
  17. Lineaweaver, W. C., et al. Vascular endothelium growth factor, surgical delay, and skin flap survival. Ann. Surg. 239 (6), 866-873 (2004).
  18. Rezende, F. C., et al. Electroporation of vascular endothelial growth factor gene in a unipedicle transverse rectus abdominis myocutaneous flap reduces necrosis. Ann. Plast. Surg. 64 (2), 242-246 (2010).
  19. Zacchigna, S., et al. Improved survival of ischemic cutaneous and musculocutaneous flaps after vascular endothelial growth factor gene transfer using adeno-associated virus vectors. Am. J. Pathol. 167 (4), 981-991 (2005).
  20. Zhang, F., et al. Improvement of skin paddle survival by application of vascular endothelial growth factor in a rat tram flap model. Ann. Plast. Surg. 46, 314-319 (2010).
  21. Hijjawi, J., et al. Platelet-derived growth factor β, but not fibroblast growth factor 2, plasmid DNA improves survival of ischemic myocutaneous flaps. Arch. Surg. 139 (2), 142-147 (2004).
  22. Wong, M. S., et al. Basic fibroblast growth factor expression following surgical delay of rat transverse rectus abdominis myocutaneous flaps. Plast. Reconstr. Surg. 113 (7), 2030-2036 (2004).
  23. Zhang, F., et al. Microvascular transfer of the rectus abdominis muscle and myocutaneous flap in rats. Microsurgery. 14 (6), 420-423 (1993).
  24. Hallock, G. G., Rice, D. C. Comparison of tram and diep flap physiology in a rat model. Plast Reconstr Surg. 114 (5), 1179-1184 (2004).
  25. Qiao, Q., et al. Patterns of flap loss related to arterial and venous insufficiency in the rat pedicled tram flap. Annals of Plastic Surgery. 43 (2), 171 (1999).
  26. Persy, V. P., Verhulst, A., Ysebaert, D. K., De Greef, K. E., De Broe, M. E. Reduced postischemic macrophage infiltration and interstitial fibrosis in osteopontin knockout mice. Kidney Int. 63 (2), 543-553 (2003).
  27. Li, Y., et al. Overexpression of cgmp-dependent protein kinase i (pkg-i) attenuates ischemia-reperfusion-induced kidney injury. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 302 (5), 561-570 (2012).
  28. Hunter, J. P., et al. Effects of hydrogen sulphide in an experimental model of renal ischaemia-reperfusion injury. Brit. J. Surg. 99 (12), 1665-1671 (2012).
  29. Hamada, T., Fondevila, C., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Metalloproteinase-9 deficiency protects against hepatic ischemia/reperfusion injury. Hepatology. 47 (1), 186-198 (2008).
  30. Duarte, S., Hamada, T., Kuriyama, N., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Timp-1 deficiency leads to lethal partial hepatic ischemia and reperfusion injury. Hepatology. 56 (3), 1074-1085 (2012).
  31. Shen, X. D., et al. Cd154-cd40 t-cell costimulation pathway is required in the mechanism of hepatic ischemia/reperfusion injury, and its blockade facilitates and depends on heme oxygenase-1 mediated cytoprotection. Transplantation. 74 (3), 315-319 (2002).
  32. Liu, J., et al. Endoplasmic reticulum stress modulates liver inflammatory immune response in the pathogenesis of liver ischemia and reperfusion injury. Transplantation. 94 (3), 211-217 (2012).
  33. Pan, G. Z., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells ameliorate hepatic ischemia/reperfusion injuries via inactivation of the mek/erk signaling pathway in rats. J. Surg. Res. 178 (2), 935-948 (2012).
  34. Darouiche, R. O., et al. Chlorhexidine-alcohol versus povidone-iodine for surgical-site antisepsis. New. Engl. J. Med. 362 (1), 18-26 (2010).
  35. Fukui, A., Inada, Y., Murata, K., Tamai, S. Plasmatic imbibition” in the rabbit flow-through venus flap, using horseradish peroxidase and fluoroscein. J. Reconstr. Mirosurg. 11, 255-264 (1995).
  36. Dunn, R. M., Mancoll, J. Flap models in the rat: A review and and reappraisal. Plast. Reconstr. Surg. 90 (2), 319-328 (1992).
  37. Taylor, G., Minabe, T. The angiosomes of the mammals and other vertebrates. Plast. Reconstr. Surg. 89 (2), 181-215 (1992).
  38. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The versatile deep inferior epigastric (inferior rectus abdominis) flap. Brit. J. Plast. Surg. 37 (3), 330-350 (1984).
  39. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The extended deep inferior epigastric flap: A clinical technique. Plast. Reconstr. Surg. 72 (6), 751-765 (1983).
  40. Tai, Y., Hasegawa, H. A tranverse abdominal flap for reconstruction after radical operations for recurrent breast cancer. Plast. Reconstr. Surg. 53 (1), 52-54 (1974).
  41. Scheflan, M., Dinner, M. I. The transverse abdominal island flap: Part i. Indications, contraindications, results, and complications. Ann. Plast. Surg. 10, 24-35 (1983).
  42. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Pripp, A. H., Tonseth, K. A. Monitoring microcirculatory changes in the deep inferior epigastric artery perforator flap with laser doppler perfusion imaging. Ann. Plast. Surg. 67 (2), 139-142 (2011).
  43. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Tonseth, K. A. Microcirculatory evaluation of deep inferior epigastric artery perforator flaps with laser doppler perfusion imaging in breast reconstruction. J. Plast. Surg. Hand. Surg. 45 (3), 143-147 (2011).
  44. Booi, D. I., Debats, I. B. J. G., Boeckx, W. D., van der Hulsi, R. R. W. J. A study of perfusion of the distal free-tram flap using laser doppler flowmetry. J. Plast. Reconstr. Aes. 61, 282-288 (2008).
  45. Hallock, G. G. Physiological studies using laser doppler flowmetry to compare blood flow to the zones of the free tram flap. Ann. Plast .Surg. 47 (3), 229-233 (2001).
  46. Collin, T. Image j for microscopy. Biotechniques. Suppl. 43 (1), 25-30 (2007).
  47. Hallock, G., Rice, D. Physiologic superiority of the anatomic dominant pedicle of the tram flap in a rat model. Plast. Reconstr. Surg. 96, 111-118 (1995).
  48. Ozmen, S., Ayhan, S., Demir, Y., Siemionow, M., Atabay, K. Impact of gradual blood flow increase on ischaemia-reperfusion injury in the rat cremaster microcirculation model. J. Plast. Reconstr. Aes. 61 (8), 939-948 (2008).
  49. Rucker, M., Vollmar, B., Roesken, F., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Microvascular transfer-related abrogation of capillary flow motion in critically reperfused composite flaps. Brit. J. Plast Surg. 55 (2), 129-135 (2002).
  50. Rucker, M., Kadirogullari, B., Vollmar, B., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Improvement of nutritive perfusion after free tissue transfer by local heat shock-priming-induced preservation of capillary flowmotion. J. Surg. Res. 123, 102-108 (2005).
  51. Rucker, M., et al. New model for in vivo quantification of microvascular embolization, thrombus formation, and recanalization in composite flaps. J. Surg. Res. 108 (1), 129-137 (2002).
  52. Wang, W. Z., Baynosa, R. C., Zamboni, W. A. Update on ischemia-reperfusion injury for the plastic surgeon. Plast. Reconstr. Surg. 128 (6), 685e-692e (2011).
check_url/kr/50473?article_type=t

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Edmunds, M., Wigmore, S., Kluth, D. In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury. J. Vis. Exp. (76), e50473, doi:10.3791/50473 (2013).

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