Summary

Manuell Isolering av adipose-avledet stamceller fra menneske Lipoaspirates

Published: September 26, 2013
doi:

Summary

I 2001, beskrev forskere ved UCLA isolering av en befolkning på voksne stamceller, betegnes Adipose-avledet stamceller eller ASCs, fra fettvev. Denne artikkelen beskriver isolering av ASCs fra lipoaspirates ved hjelp av en manuell, enzymatisk fordøyelse protokollen ved hjelp av collagenase.

Abstract

I 2001, beskrev forskere ved University of California, Los Angeles, isolering av en ny populasjon av voksne stamceller fra utsugd fettvev som de i utgangspunktet betegnes Behandlet Lipoaspirate Celler eller PLA celler. Siden da har disse stamcellene blitt omdøpt til adipose-avledet stamceller eller ASCs og har gått videre til å bli en av de mest populære adulte stamceller populasjoner innen stamcelleforskning og regenerativ medisin. Tusenvis av artikler nå beskrive bruken av ascs i en rekke regenerative dyremodeller, inkludert ben regenerering, perifer nervereparasjon og hjerte-engineering. Nyere artikler har begynt å beskrive mengde bruksområder for ASCs i klinikken. Protokollen vist i denne artikkelen beskriver den grunnleggende prosedyren for manuell og enzymatisk isolere ASCs fra store mengder lipoaspirates hentet fra kosmetiske prosedyrer. Denne protokollen kan lett skaleres opp eller ned til boligen ispiste volumet av lipoaspirate og kan tilpasses til å isolere ascs fra fettvev oppnås gjennom mageoppstrammingsoperasjoner og andre lignende fremgangsmåter.

Introduction

I 2001, ble en antatt bestand av multipotente stamceller fra fettvev beskrevet i tidsskriftet Tissue Engineering en. Disse cellene ble gitt navnet Bearbeidet Lipoaspirate eller PLA celler på grunn av deres avledning fra bearbeidet lipoaspirate vev innhentet gjennom kosmetisk kirurgi. Isoleringen metoden beskrevet i denne artikkelen, var basert på eksisterende enzymatiske strategier for isolering av stromal vaskulær fraksjon (SVF) fra fettvev 2. Den SVF har blitt definert som en minimal behandlet populasjon av røde blodceller, fibroblaster, endotelceller, glatte muskelceller, pericytes og pre-adipocytter som ennå har til å følge en vev kultur substrat to, tre. Dyrking av denne SVF over tid er foreslått for å eliminere mange av disse forurensende celle-populasjoner og resultere i en fastsittende, fibroblastisk populasjon. Disse fibroblaster er blitt identifisert i litteraturen i de siste 40 år som blir forhåndsadipocytter. Men vår forskergruppe vist at disse cellene besatt mesodermal multipotency og omdøpt tilhenger SVF befolkningen som PLA celler. Senere studier av en rekke andre forskningsmiljøer har lagt til dette potensialet, noe som tyder på både endodermal og ectodermal potensialer (for gjennomgang se 4). Siden den gang har mange tilleggsvilkår for disse cellene dukket opp i litteraturen. For å gi noen form for enighet, ble begrepet adipose-avledet stamceller eller ASCs vedtatt på 2 nd årlige IFATS konferansen. Derfor vil uttrykket ASC brukes i denne artikkelen.

Den protokoll som er beskrevet i denne artikkelen, er en relativt enkel fremgangsmåte som krever standard laboratorieutstyr og bruker enkle reagenser slik som fosfo-bufret saltløsning, standard tissue culture media reagenser og kollagenase. Det kan produsere store mengder ascs avhengig av mengden av utgangs fettvev volum og påfølgende culture tid. Imidlertid kan behandlingen av en slik stor mengde av fettvev presentere noen fysiske problemer som kan reduseres til en viss grad ved bruk av denne protokoll. Videre gjør denne protokollen krever sterile vevskultur-anlegg og som er godkjent for biologisk hetter, og derved nødvendiggjøre bruk av en godkjent vevskultur anlegg. Dette kravet kan også redusere nytten av ASC befolkningen i kliniske applikasjoner med mindre de er isolert i Good Manufacturing Practice (GMP)-godkjente anlegg designet for isolering og utvidelse av materialer for klinisk bruk. Som et alternativ, ville automatiserte systemer som kan isolere ascs i et lukket system i operasjonssalen unngå dette viktige spørsmålet og la for umiddelbar bruk av ascs uten behov for etterfølgende in vitro-ekspansjon. Til dags dato, er det seks automatiserte systemer som er tilgjengelige i handelen for isolering av celler fra humant vev. Disse systemer kan gjøre det mulig å isolere enbetydelig antall ASCs fra store mengder fettvev umiddelbart etter sin avling. Disse ASCs kan da bli gjeninnført i pasienten for en rekke av regenerativ formål uten pasienten å måtte forlate operasjonssalen. I tillegg til denne protokollen beskriver manuell isolering av ascs, er en protokoll for automatisert isolering av ascs hjelp av Celution System også gitt i et ledsagende artikkelen.

Protocol

Protokollen vist her beskriver den manuelle isolering av ASCs fra lipoaspirates innhentet gjennom kosmetiske prosedyrer ved hjelp av enzymatisk fordøyelse og differensial sentrifugering. Denne protokollen ble først publisert i tidsskriftet Tissue Engineering i 2001 en, der de resulterende cellene ble kalt Behandlet Lipoaspirate Celler eller PLA celler på grunn av sin isolasjon fra lipoaspirates. Imidlertid har begrepet PLA cellen nå blitt erstattet med begrepet Adipose-avledet stamceller eller ASC…

Representative Results

Protokollen skisse over beskriver en manuell, enzymatisk fremgangsmåte for isolering av en SVF fra et stort volum lipoaspirate prøven. Innenfor denne SVF er mange cellepopulasjoner, inkludert ASC. Tallrike studier foreslår at dyrkning av denne SVF under standard vevskulturbetingelser vil selektere for en fastsittende fibroblast populasjon sannsynlig å være sammensatt hovedsakelig av ASC type. I samsvar med dette har vi vist, ved hjelp av flyt-cytometri og immunfluorescens, som dyrkede SVF pellets blir i det vesentl…

Discussion

Fettvev for isolering av ASCs kan komme i mange former: fra solide biter av vev innhentet gjennom reseksjon eller fettsuging til mindre biter innhentet gjennom enten sprøyte utvinning eller inntaks-assistert fettsuging (dvs. fettsuging). Enten flere SVF celler (og dermed ASCs) kan fås fra reseksjon eller aspirerte adipose prøvene er uklart så motstridende studier har blitt presentert 16, 17. Det er mulig at enten form av fettvev er mer enn egnet for isolering av SVF celler og ascs så lenge som o…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne ønsker å erkjenne og takke de ytterligere forskning personell som bidro til utviklingen av den beskrevne protokollen og dens isolasjon av ASCs, inkludert: Dr. H. Peter Lorenz, MD, Dr. Hiroshi Muzuno, MD, Dr. Jerry Huang, MD , Dr. Adam Katz, MD, Dr. William Futrell, MD, Dr. Rong Zhang, DDS, PhD, Dr. Larissa Rodriguez, MD, Dr. Zeni Alfonso, PhD, og ​​Dr. John Fraser, PhD. Resultatene presenteres ble finansiert delvis av forskningsmidler fra National Institutes of Health, inkludert de NIAMS og NIDCR Institutes.

Materials

      Reagent
DMEM (Dulbecco's Modification of Eagle's Medium) Mediatech Cellgro 10-013-CV with 4.5 g/ml glucose, L-glutamine, sodium pyruvate
Penicillin/Streptomycin Mediatech Cellgro 30-002-CI 10,000 IU/ml penicillin/10,000 μg/ml streptomycin
Amphotericin B Mediatech Cellgro 30-003-CF 250 μg/ml amphotericin B
10X PBS (Phospho-buffered Saline) Mediatech Cellgro 25-053-CI without calcium, without magnesium
Trypsin/EDTA Mediatech Cellgro 20-031-CV 0.25 % trypsin/2.21mM EDTA
Collagenase type IA (from Clostridium histolyticum) Sigma C2674 crude preparation; <125 collagen digestion units/mg solid
FBS (Fetal Bovine Serum) heat inactivated Gemini Bioproducts 100106 USDA source, heat inactivated
10 ml serological pipettes Genesee Scientific 12-104  
25 ml serological pipettes Genesee Scientific 12-106  
50 ml polypropylene centrifuge tubes Genesee Scientific 21-106  
100 mm tissue culture dishes Genesee Scientific 25-202  
150 mm tissue culture dishes Genesee Scientific 25-203  
500 ml Stericup Filter Units Millipore SCGPU05RE PES membrane, 0.22 μm pore
Cell strainers FisherBrand 22-363-549 100 μm nylon mesh
dexamethasone – water soluble Sigma D-2915  
L-ascorbic-acid 2 phosphate Sigma A-8960  
β-glycerophosphate disodium salt Sigma G-9422 also known as glycerophosphate
insulin Sigma I-6634 made from bovine pancreas
indomethacin Sigma I-7378  
apo-transferrin Sigma T-4382  
TGFβ1 R&D Systems 240-B-002 recombinant human
Oil Red O Sigma O-0625  
Alcian Blue Sigma A-5268  
Silver nitrate Sigma S-0319  
Hydrochloric acid Fisher Scientific A144  
Paraformaldehyde Fisher Scientific 30525-89-4 supplied as a 16 % stock
      [header]
      Equipment Needed
Class II A/B Biosafety hood Thermo Scientific   ensure hood has vacuum lines for aspiration
Benchtop centrifuge Hermle Labnet Z383 Swing-out rotor for 50 ml tubes required, capable of 1200 x g
Water bath Fisher Scientific Isotemp S52602Q 5-10L capacity, capable of 37 C
Automated Pipette Aids Drummond Pipette Aid XL 4-000-105  
CO2 Incubator Thermo Scientific Forma 310 direct heat or water jacketed

 

References

  1. Zuk, P. A., et al. Multi-lineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Engineering. 7 (2), 211-226 (2001).
  2. Rodbell, M. Metabolism of isolated fat cells. J. Biol. Chem. 239, 375-380 (1964).
  3. Poznanski, W. J., Waheed, I., Human Van, R. fat cell precursors. Morphologic and metabolic differentiation in culture. Lab Invest. 29 (5), 570-576 (1973).
  4. Zuk, P. A. Adipose-derived Stem Cells in Tissue Regeneration: A Review. ISRN Stem Cells. , (2012).
  5. Zuk, P. A., et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Mol. Biol. Cell. 13, 4279-4295 (2002).
  6. Mitchell, J. B., et al. Immunophenotype of human adipose-derived cells: temporal changes in stromal-associated and stem cell-associated markers. Stem Cells. 24 (2), 376-385 (2006).
  7. Oedayrajsingh-Varma, M. J., et al. Phenotypical and functional characterization of freshly isolated adipose tissue-derived stem cells. Stem Cells Dev. 16 (1), 91-104 (2007).
  8. Yoshimura, K., et al. Characterization of freshly isolated and cultured cells derived from the fatty and fluid portions of liposuction aspirates. J Cell Physiol. 208 (1), 64-76 (2006).
  9. Zannettino, A. C., et al. Multipotential human adipose-derived stromal stem cells exhibit a perivascular phenotype in vitro and in vivo. J Cell Physiol. 214 (2), 413-421 (2008).
  10. Chung, M. T., et al. CD90 (Thy-1) Positive Selection Enhances Osteogenic Capacity of Human Adipose-Derived Stromal Cells. Tissue Eng Part A. , (2012).
  11. Li, H., et al. Adipogenic potential of adipose stem cell subpopulations. Plast Reconstr Surg. 128 (3), 663-672 (2011).
  12. Rada, T., Reis, R. L., Gomes, M. E. Distinct stem cells subpopulations isolated from human adipose tissue exhibit different chondrogenic and osteogenic differentiation potential. Stem Cell Rev. 7 (1), 64-76 (2011).
  13. Heydarkhan-Hagvall, S., et al. Human Adipose Stem Cells: A Potential Cell Source for Cardiovascular Tissue Engineering. Cells Tissues Organs. 187 (4), 263-274 (2008).
  14. Jack, G. S., et al. Processed lipoaspirate cells for tissue engineering of the lower urinary tract: implications for the treatment of stress urinary incontinence and bladder reconstruction. J Urol. 174 (5), 2041-2045 (2005).
  15. Banas, A., et al. Rapid hepatic fate specification of adipose-derived stem cells and their therapeutic potential for liver failure. J Gastroenterol Hepatol. 24 (1), 70-77 (2009).
  16. Schreml, S., et al. Harvesting human adipose tissue-derived adult stem cells: resection versus liposuction. Cytotherapy. 11 (7), 947-957 (2009).
  17. Oedayrajsingh-Varma, M. J., et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cell yield and growth characteristics are affected by the tissue-harvesting procedure. Cytotherapy. 8 (2), 166-177 (2006).
  18. Ahmad, J., Eaves, F. F., Rohrich, R. J., Kenkel, J. M. The American Society for Aesthetic Plastic Surgery (ASAPS) survey: current trends in liposuction. Aesthet Surg J. 31 (2), 214-224 (2011).
  19. Tierney, E. P., Kouba, D. J., Hanke, C. W. Safety of tumescent and laser-assisted liposuction: review of the literature. J Drugs Dermatol. 10 (12), 1363-1369 (2012).
  20. Mojallal, A., Auxenfans, C., Lequeux, C., Braye, F., Damour, O. Influence of negative pressure when harvesting adipose tissue on cell yield of the stromal-vascular fraction. Biomed Mater Eng. 18 (4-5), 193-197 (2008).
  21. Matsumoto, D., et al. Influences of preservation at various temperatures on liposuction aspirates. Plast Reconstr Surg. 120 (6), 1510-1517 (2007).
  22. Francis, M. P., Sachs, P. C., Elmore, L. W., Holt, S. E. Isolating adipose-derived mesenchymal stem cells from lipoaspirate blood and saline fraction. Organogenesis. 6 (1), 11-14 (2010).
  23. Boquest, A. C., Shahdadfar, A., Brinchmann, J. E., Collas, P. Isolation of stromal stem cells from human adipose tissue. Methods Mol Biol. 325, 35-46 (2006).
  24. Bunnell, B. A., Flaat, M., Gagliardi, C., Patel, B., Ripoll, C. Adipose-derived stem cells: isolation, expansion and differentiation. Methods. 45 (2), 115-120 (2008).
  25. Dubois, S. G., et al. Isolation of human adipose-derived stem cells from biopsies and liposuction specimens. Methods Mol Biol. 449, 69-79 (2008).
  26. Mosna, F., Sensebe, L., Krampera, M. Human bone marrow and adipose tissue mesenchymal stem cells: a user’s guide. Stem Cells Dev. 19 (10), 1449-1470 (2010).
  27. Zachar, V., Rasmussen, J. G., Fink, T. Isolation and growth of adipose tissue-derived stem cells. Methods Mol Biol. 698, 37-49 (2011).
  28. Williams, S. K., McKenney, S., Jarrell, B. E. Collagenase lot selection and purification for adipose tissue digestion. Cell Transplant. 4 (3), 281-289 (1995).
  29. Wang, H., Van Blitterswijk, C. A., Bertrand-De Haas, M., Schuurman, A. H., Lamme, E. N. Improved enzymatic isolation of fibroblasts for the creation of autologous skin substitutes. In Vitro Cell Dev Biol Anim. 40 (8-9), 268-277 (2004).
  30. Pilgaard, L., Lund, P., Rasmussen, J. G., Fink, T., Zachar, V. Comparative analysis of highly defined proteases for the isolation of adipose tissue-derived stem cells. Regen Med. 3 (5), 705-715 (2008).
  31. Kurita, M., et al. Influences of centrifugation on cells and tissues in liposuction aspirates: optimized centrifugation for lipotransfer and cell isolation. Plast Reconstr Surg. 121 (3), 1033-1041 (2008).
  32. Poloni, A., et al. Human dedifferentiated adipocytes show similar properties to bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem Cells. 30 (5), 965-974 (2012).
  33. D’Andrea, F., et al. Large-scale production of human adipose tissue from stem cells: a new tool for regenerative medicine and tissue banking. Tissue Eng Part C Methods. 14 (3), 233-242 (2008).
  34. Tallone, T., et al. Adult human adipose tissue contains several types of multipotent cells. J Cardiovasc Transl Res. 4 (2), 200-210 (2011).
  35. De Francesco, F., et al. Human CD34/CD90 ASCs are capable of growing as sphere clusters, producing high levels of VEGF and forming capillaries. PLoS One. 4 (8), e6537 (2009).
  36. Haasters, F., et al. Morphological and immunocytochemical characteristics indicate the yield of early progenitors and represent a quality control for human mesenchymal stem cell culturing. J Anat. 214 (5), 759-767 (2009).
check_url/50585?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Zhu, M., Heydarkhan-Hagvall, S., Hedrick, M., Benhaim, P., Zuk, P. Manual Isolation of Adipose-derived Stem Cells from Human Lipoaspirates. J. Vis. Exp. (79), e50585, doi:10.3791/50585 (2013).

View Video