Deniz Kestanesi Zigotlar Yüksek Randımanlı Microinjections
Summary
Mikroenjeksiyon yumurtalar, embriyo ve çeşitli türlerin hücrelerine DNA yapıları, mRNA, morfolino antisens oligonükleotidler veya diğer tedaviler sunmak için kullanılan bir tekniktir.
Abstract
Hücre ve embriyo mikro enjeksiyon biyolojik süreçlerin geniş bir çalışma için kullanılan yaygın bir tekniktir. Bu yöntemde, muamele çözeltisi bir miktar fiziksel olarak tek tek hareketsiz hücreler ya da embriyolar enjekte etmek için kullanılan bir mikro-enjeksiyon iğne içine yüklenir. Yüksek verimli teslimat için bu yordamı gerçekleştirmek için ilk eğitim ihtiyacına karşın, mikroenjeksiyon maksimum verimlilik ve hücreler, yumurta veya embriyo içine (numunelerinin kompleks karışımlar dahil) tedavi çözümleri geniş bir yelpazede tekrarlanabilir teslim sunuyor. Mikroenjeksiyon için Uygulamalar DNA konstruktları, mRNA, yeniden birleştirici proteinlerin, fonksiyon kazancı ve reaktiflerin işlev kaybı verilmesini içerir. Floresan boya veya kolorimetrik anlık etkili teslimat görselleştirme hem de verilen ilaç miktarının güvenilir normalizasyonu için bir araç sağlamak için enjekte edilen çözeltiye ilave edilir. Anlatılan yöntem 100-400 deniz kestanesi z mikroenjeksiyon sağlar10-15 dakika içinde ygotes.
Introduction
Verimli ve tekrarlanabilir tedavi teslim araştırmacılar için temel metodolojik zorluklardan biridir. Çeşitli yöntemler geçici yumurta, embriyo ve hücre içine tedavi çözümleri sunmak için kurulmuştur. Bu yöntemler, 1,2, lipofeksiyon (membran ile muamele ihtiva eden lipozomların füzyon yoluyla teslim) 1, mikropartikül bombardımanı 1 (DNA mikron çökeltilir (kısa elektrik darbeleri kullanılarak membran içine bir üreten geçici gözenekler göre) elektroporasyonu ölçekli metal daha sonra yüksek hızda hücrelere nüfuz için kullanılan parçacıklar) ve transdüksiyon (virüs transgenlerin bir iletim aracı olarak kullanılır). Şu anda, mikroenjeksiyon minimal reaktifler ile% 100 verim ile herhangi bir çözüm sunma avantajına sahip tek yaklaşımdır. Ayrıca, tek bir enjeksiyon çözeltisi tedaviler karmaşık bir kokteyli imal edilebilir. Bu teknik, başarılı için kullanılmıştırly örneğin deniz kestanesi 3,4, zebra balığı 5, 6 fare, kurbağa 7, 8 ve sığır hem de doku kültürü 9 tek hücreleri gibi çok sayıda türden yumurta ve embriyolar Microinject. Sonraki gelişim aşamalarında tek blastomerler enjeksiyonları da 10-12 yapılmıştır.
Microinjections güncel yöntem başlangıçta Hiramoto 10 tarafından tarif edilmiştir basınçlı enjeksiyon yöntemine dayalı, ancak büyük ilerleme bu sürecin optimizasyonu doğru yapılmıştır. Mükemmel mikroenjeksiyon teknikleri yerde 11 tarif edilmiştir, ve burada şu anda deniz kestanesi (Strongylocentrotus purpuratus) yeni döllenmiş yumurta Microinject için kullanılan özel yöntemler birini açıklar. Bir yüzyılı aşkın süredir, deniz kestanesi değerli bir deneysel model 15,16 olmuştur. Deniz kestaneleri evrimsel yakından (bize dahil) omurgalılar ve analizi ile ilgiliBu genom, insan 17 gibi tüm ana gen aileleri içerdiğini ortaya koymuştur. Bunlar, senkron olarak kolayca manipüle edilebilir şeffaf embriyo geliştirme, çok sayıda üretir. Bir model organizma olarak deniz kestanesi kullanarak, deniz kestanesi Topluluğumuza döllenme süreci anlayış 18-21, hücre biyolojik süreçler 22-24, ve gen düzenleyici ağlar (GRNs) 25-28 katkıda bulunmuştur.
Deniz kestanesi zigot içine mikroenjeksiyon birkaç adım gerektirir. İlk olarak, yumurta önce (aşağıda tarif edilmiştir) enjeksiyonu için hareketsiz olması gerekir. Mikroenjeksiyon yemekler negatif yüklü yumurta 3 yapışabildiği bir pozitif yüklü yüzey oluşturur protamin sülfat (PS) ile kaplanır. Yumurtalar, doğal veya yapay deniz suyu, deniz suyu (pH 8.0) içinde iki yıkama ve ardından, 10 dakika boyunca asidik deniz suyu içinde inkübe (pH 5.15) ile dejellied edilir. Dejellied yumurta dikkatli bir çizgide küreklidöllenme 29 bir sonucu olarak yumurtanın kortikal granüllerden salgılanan ovoperoxidase aktivitesini inhibe etmek için gerekli olan 1 mM 3-aminotriazolün (3-AT), varlığında, PS kaplı çanak ortasında. Bu adım, döllenme zarfın sertleşmesini önlemek ve mikro-enjeksiyon iğne girişi kolaylaştırmak için önemlidir. 1 mM 3-AT bir alternatif olarak, 10 mM paraminobenzoic asit (PABA) kullanılabilir. Enjeksiyon çözeltisi özel bir microloading pipet kullanarak mikro-enjeksiyon iğne içine yüklendi ve mikromanipülatör ve baskı ünitesine bağlı bir tutacak (Şekil 1) üzerine monte edilir. Her iğne ayrı günlerde çok deneylerde tek zigotların Microinject için kullanılabilir. Zigotlar sertleşmesine kadar Mikroenjeksiyon 10-15 dakika boyunca gerçekleştirilebilir. Zigotlar daha sonra 15 ° C'de deniz suyu ile yıkanır ve kültüre Embriyolar blastula aşamasına kuluçka ulaştıklarında, fer bileşenlerini sindirir kuluçka enzim serbesttilization zarf 30 ve onları doğal PS-kaplı çanak ayırmak için izin verir. Gerekirse, embriyolar hafifçe aşağı embriyoların üzerine deniz suyu üflenerek bir ağız pipet veya Pasteur pipeti kullanılarak tabaktan sökülebilmektedir. Tarif edilen yöntem, alt analizler için yüksek verimli bir yöntem sağlayarak, tek bir tabak üzerinde 100-400 yeni döllenmiş yumurta etkin ve güvenilir bir mikroenjeksiyon sağlar.
Protocol
Representative Results
Discussion
Mikroenjeksiyon DNA, mRNA, yeniden birleştirici proteinlerin, fonksiyon kaybı ve yumurta, embriyo ve çeşitli organizmaların 1-7 hücrelerine fonksiyonu reaktifler, boyalar ve bunların kombinasyonları gibi çeşitli tedaviler kazancı sağlanması için güçlü bir tekniktir. Mikroenjeksiyon deney tasarımı Ancak, bazı noktalar akılda tutulmalıdır.
Bu teslim tedavi ve enjeksiyon hacminin çözünürlüğünü dikkate almak çok önemlidir. Microinjected çözüm bile h…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Biz fotoğraf yardım için el yazması ve Betty Cowgill eleştirel okuma Santiago Suarez teşekkür ederim. Biz de onların kritik geribildirim için anonim yorumcular teşekkür ederim. Bu çalışma University of Delaware Araştırma Fonu tarafından desteklenmektedir.
Materials
| Glass pasteur pipettes | VWR | 14673-043 | |
| Inverted microscope Axiovert 40C | Zeiss | 4109431007990000 | Injection microscope |
| Microloader tips | Eppendorf | 5242 956.003 | Load injection solution |
| Nylon filter mesh 80 μm | Amazon.com | 03-80-37 | Filter eggs to get rid of debris |
| P20 or P200 Aerosol Barrier Pipette Tips | Fisher Scientific | 02707432 or 02707430 | Part of a mouth pipette |
| Parafilm | Fisher Scientific | 13 374 12 | Part of a mouth pipette |
| Polyethylene tubing | Intramedic | PE-160 | Part of a mouth pipette |
| Protamine sulfate | MP Biomedicals, LLC | 194729 | Attach dejellied eggs to injection dishes |
| Sea urchins S. purpuratus | Pt. Loma Marine Invertebrate Lab | N/A | |
| Sea water | any pet store | Instant Ocean | |
| Sterile 60 mm x 15 mm Polystyrene Petri Dish | Fisher Scientific | 0875713A | Injection dishes |
| Three-Axis Coarse Positioning Micromanipulator MMN-1 | Narishige | 9124 | Manipulate injection needle |
| Three-Axis Joystick Type Oil Hydraulic Fine Micromanipulator MMO-202ND | Narishige | 9212 | Manipulate injection needle |
| Transfer pipettes | Fisher Scientific | 13-711-9AM | |
| Vertical needle puller | Narishige | PC-10 | Pull injection needles |
References
- Muramatsu, T., Mizutani, Y., Ohmori, Y., Okumura, J. Comparison of three nonviral transfection methods for foreign gene expression in early chicken embryos in ovo. Biochem. Biophys.Res. Commun. 230, 376-380 (1997).
- Peng, H., Wu, Y. Y., Zhang, Y. Efficient Delivery of DNA and Morpholinos into Mouse Preimplantation Embryos by Electroporation. Plos One. 7, 13 (2012).
- Ettensohn, C. A., Wray, G. A., Wessel, G. M. . eds. Development of sea urchins, ascidians, and other invertebrate deuterostomes: experimental approaches. 74, (2004).
- Franks, R. R., Houghevans, B. R., Britten, R. J., Davidson, E. H. Direct introduction of cloned DNA into the sea urchin zygote nucleus, and fate of injected DNA. Development. 102, 287-299 (1988).
- Kinsey, W. H. Analysis of signaling pathways in zebrafish development by microinjection. Methods Mol. Biol. 518, 67-76 (2009).
- Kola, I., Sumarsono, S. H. Microinjection of in vitro transcribed RNA and antisense oligonucleotides in mouse oocytes and early embryos to study the gain- and loss-of-function of genes. Mol. Biotechnol. 6, 191-199 (1996).
- Mishina, T., Fuchimukai, K., Igarashi, K., Tashiro, K., Shiokawa, K. Modification of secondary head-forming activity of microinjected a dagger beta-catenin mRNA by co-injected spermine and spermidine in Xenopus early embryos. Amino Acids. 42, 791-801 (2012).
- O’Meara, C. M., et al. Gene silencing in bovine zygotes: siRNA transfection versus microinjection. Reprod. Fertil. Dev. 23, 534-543 (2011).
- Dean, D. A., Gasiorowski, J. Z. Nonviral gene delivery. Cold Spring Harb. Protoc. , (2011).
- Hiramoto, Y. Cell division without mitotic apparatus in sea urchin eggs. Exp. Cell Res. 11, 630-636 (1956).
- Wilson, L. . Methods in Cell Biology. 25, (1982).
- Gross, J. M., McClay, D. R. The role of Brachyury (T) during gastrulation movements in the sea urchin Lytechinus variegatus. Dev. Biol. 239, 132-147 (2001).
- Yajima M, W. G. Autonomy in specification of primordial germ cells and their passive translocation in the sea urchin. Development. 139, 3786-3794 (2012).
- Duboc, V., et al. Nodal and BMP2/4 pattern the mesoderm and endoderm during development of the sea urchin embryo. Development. 137, 223-235 (2010).
- Ernst, S. G. Offerings from an Urchin. Dev. Biol. 358, 285-294 (2011).
- McClay, D. R. Evolutionary crossroads in developmental biology: sea urchins. Development. 138, 2639-2648 (2011).
- Sodergren, E., et al. Research article – The genome of the sea urchin Strongylocentrotus purpuratus. Science. 314, 941-952 (2006).
- Roux, M. M., et al. A functional genomic and proteomic perspective of sea urchin calcium signaling and egg activation. Dev. Biol. 300, 416-433 (2006).
- Turner, P. R., Sheetz, M. P., Jaffe, L. A. Fertilization increases the polyphosphoinositide content of sea urchin eggs. Nature. 310, 414-415 (1984).
- Voronina, E., Marzluff, W. F., Wessel, G. M. Cyclin B synthesis is required for sea urchin oocyte maturation. Dev. Biol. 256, 258-275 (2003).
- Wong, J. L., Wessel, G. M. Extracellular matrix modifications at fertilization: regulation of dityrosine crosslinking by transamidation. Development. 136, 1835-1847 (2009).
- Shuster, C. B., Burgess, D. R. Transitions regulating the timing of cytokinesis in embryonic cells. Curr. Biol. 12, 854-858 (2002).
- Morris, R. L., et al. Analysis of cytoskeletal and motility proteins in the sea urchin genome assembly. Dev. Biol. 300, 219-237 (2006).
- Minc, N., Burgess, D., Chang, F. Influence of Cell Geometry on Division-Plane Positioning. Cell. 144, 414-426 (2011).
- Davidson, E. H., et al. A genomic regulatory network for development. Science. 295, 1669-1678 (2002).
- Oliveri, P., Tu, Q., Davidson, E. H. Global regulatory logic for specification of an embryonic cell lineage. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 5955-5962 (2008).
- Peter, I. S., Davidson, E. H. A gene regulatory network controlling the embryonic specification of endoderm. Nature. 474, (2011).
- Nam, J. M., Dong, P., Tarpine, R., Istrail, S., Davidson, E. H. Functional cis-regulatory genomics for systems biology. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 3930-3935 (2010).
- Showman, R. M., Foerder, C. A. Removal of the fertilization membrane of sea-urchin embryos employing aminotriazole. Exp. Cell Res. 120, 253-255 (1979).
- Lepage, T., Sardet, C., Gache, C. Spatial expression of the hatching enzyme gene in the sea-urchin embryo. Dev. Biol. 150, 23-32 (1992).
- Jaffe, L. A., Terasaki, M. Quantitative microinjection of oocytes, eggs, and embryos. Development of Sea Urchins, Ascidians, and Other Invertebrate Deuterostomes: Experimental Approaches. 74, 219-242 (2004).
