Summary

Spinal Cord Transection dans le poisson zèbre larvaire

Published: May 21, 2014
doi:

Summary

Après sectionnement de la moelle, le poisson zèbre adulte a la récupération fonctionnelle de six semaines après la lésion. Pour profiter de la transparence des larves et une récupération plus rapide, nous présentons une méthode pour sectionnant la moelle épinière larvaire. Après résection, nous observons la récupération sensorielle à partir de 2 jours après la lésion, et le mouvement C-coude de 3 jours après la lésion.

Abstract

Mammifères échouent dans la récupération sensitive et motrice après une lésion de la moelle épinière en raison du manque de repousse axonale dessous du niveau de la lésion ainsi que l'incapacité de relancer la neurogenèse vertébrale. Cependant, certains anamniotes y compris le poisson zèbre Danio rerio présentent à la fois sensible et la récupération fonctionnelle, même après section complète de la moelle épinière. Le poisson zèbre adulte est un organisme modèle établi pour l'étude de la régénération après une lésion de la moelle épinière, à la récupération motrice et sensorielle de six semaines après la lésion. Pour profiter de l'analyse in vivo du processus de régénération disponible chez le poisson zèbre larvaire transparent ainsi que des outils génétiques pas accessible chez l'adulte, nous utilisons le poisson zèbre larves d'étudier la régénération de la moelle après résection du cordon. Ici, nous démontrons une méthode pour reproductible et vérifiable sectionnant la moelle épinière larvaire. Après résection, nos données montrent récupération sensorielle début à deux jours après la lésion (ppp), l'esprith le mouvement de C-coude détectable par 3 dpi et la reprise de nage libre par 5 dpi. Ainsi, nous vous proposons le poisson zèbre larvaire comme un outil d'accompagnement pour le poisson zèbre adulte pour l'étude de la récupération après une blessure de la moelle épinière.

Introduction

Traumatisme majeur à la moelle épinière humaine se traduit souvent par une paralysie permanente et la perte de sensation au-dessous du niveau de la lésion, en raison de l'incapacité de repousser les axones ou relancer la neurogenèse 1,2. Contrairement aux mammifères, cependant, anamniotes y compris les salamandres et le poisson zèbre (Danio rerio) montrent reprise robuste, même après résection complète de la moelle épinière 3,4.

Le poisson zèbre adulte est un modèle bien établi pour étudier le processus de récupération après lésion médullaire 5-7. Après résection complète de la moelle épinière, le rétablissement de la fonction sensorielle et de la locomotive est observé chez le poisson zèbre adulte 6 semaines après la lésion 8. Afin d'examiner le processus de régénération in vivo, nous avons tourné à le poisson zèbre larvaire transparent 9.

Nous présentons ici une méthode pour sectionner la moelle épinière d'un 5 jours après la fécondation (DPF) de poisson zèbre larvaire using une pipette de micro-injection biseauté comme un scalpel, modifié de Bhatt, et al. 10 Cette méthode prend en charge un débit élevé, une faible mortalité, et la reproductibilité. Avec la pratique, 300 larves / h peut être sectionné, et plus de 6 mois transections, y compris plus de 3600 animaux, 98,75% ± 0,72% ont survécu jusqu'à 7 jours après la lésion (dpi). Nos données montrent une reprise rapide de locomotion sensorielle et ainsi: à 1 dpi, tout mouvement par les poissons blessés est entraîné par pectoral locomotion fin seulement. Cependant, les larves commencent à répondre au tungstène aiguille touche caudale à sectionnement par 2 dpi, rétablir mouvement C-virage par 3 dpi, et afficher la natation prédateur de 5 dpi 11. Utilisation de la coloration des anticorps contre la tubuline acétylée, nous avons confirmé que les axones sont absents du site de la lésion à 1 dpi, mais nous avons traversé le site de la lésion par 5 dpi. Nous croyons que ce protocole permettra une technique précieuse pour l'étude de la repousse axonale et la neurogenèse dans la moelle épinière suite à une blessure. </p>

Protocol

Poisson zèbre ont été soulevées et élevés selon des procédures standard; expériences ont été approuvés par l'Université de comité de protection et d'utilisation des animaux dans l'Utah. 1. Préparation de chirurgie plaques Fabriquer des plaques de chirurgie à l'aide de 60 mm des boîtes de Pétri et Sylgard 184 Kit d'élastomère silicone, suivant les instructions du fabricant. Remplissez plats pas plus de la moitié-plein et laisser polymériser….

Representative Results

Afin de réduire la gravité des lésions des tissus entourant le site de la lésion, bon biseautage de la micropipette est critique. Figure 1A montre une pointe biseautée correctement. En utilisant une pointe qui est trop large (figure 1B) tend à entraîner le décès plus élevés en raison de la probabilité accrue d'entailler l'aorte dorsale, tandis qu'une astuce qui est trop étroite (figure 1C) a tendance à ricocher sur la peau plutôt que couper le…

Discussion

Lors de l'apprentissage d'abord cette technique, nous vous recommandons d'essayer pas plus de 50-100 transections en une seule séance. Après avoir maîtrisé cette technique, nous sommes en mesure de transect de 300 embryons par heure; Toutefois, ce niveau de débit nécessite quelques mois de pratique hebdomadaire. Nous vous recommandons également de pratiquer avec une ligne de journaliste et de vérifier section complète jusqu'à ce que l'incidence de la résection incomplète de la moelle épi…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous sommes redevables à l'établissement Université de l'Utah de poisson zèbre pour l'élevage. RID a été soutenu par le NIH R56NS053897, et LKB était un stagiaire pré-doctorale soutenue par l'initiative HHMI Med-Dans-Grad.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
60mm petri dish VWR 82050-544
100mm petri dish VWR 89038-968
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Fisher Scientific NC9644388
borosilicate capillary tubing: OD 1.00mm ID 0.78mm Warner Instruments Inc. 64-0778
forceps Fine Scientific Tools Inc. 11252-30
disssection microscope Nikon SMZ6454
microgrinder Narishige EG-44
Gentamycin Sulfate Amresco Inc. 0304-5G dissolve in water 10mg/ml, store at -20°C
Tricaine Acros Organics 118000100
cotton tipped applicator, wood, 6-inch Fisher Scientific 23-400-101
1ml syringe BD 309625
27 ga. needle BD 305109
Fry food Argent Labs F-ARGE-PTL-CN store at -20°C
micropipette puller Sutter Instrument Co. Model P-97 Box Filament FB330B
20x E2 (1L) store at RT
17.5g NaCl Fisher Scientific S671-500
0.75g KCl Fisher Scientific P217-500
2.90g CaCl2·2H2O Sigma    C7902-500G
4.90g MgSO4·7H2O Merck MX0070-1
0.41g KH2PO4 Fisher Scientific P285-500
0.12g Na2HPO4 Sigma    S0876-500G
500x NaCO3 (10ml) make fresh, discard extra
0.35g NaCO3 Sigma S5761
1x E2 (1L) store at RT
50ml 20x E2
2ml fresh 500x NaCO3

References

  1. Houweling, D. A., Bär, P. R., Gispen, W. H., Joosten, E. A. Spinal cord injury: bridging the lesion and the role of neurotrophic factors in repair. Progress in brain research. 117, 455-471 (1998).
  2. Mikami, Y., et al. Implantation of dendritic cells in injured adult spinal cord results in activation of endogenous neural stem/progenitor cells leading to de novo neurogenesis and functional recovery. Journal of neuroscience research. 76 (4), 453-465 (2004).
  3. Chernoff, E. A. G., Sato, K., Corn, A., Karcavich, R. E. Spinal cord regeneration: intrinsic properties and emerging mechanisms. Seminars in Cell & Developmental Biology. 13 (5), 361-368 (2002).
  4. Kuscha, V., Barreiro-Iglesias, A., Becker, C. G., Becker, T. Plasticity of tyrosine hydroxylase and serotonergic systems in the regenerating spinal cord of adult zebrafish. The Journal of comparative neurology. 520 (5), 933-951 (2012).
  5. Becker, C. G., Lieberoth, B. C., Morellini, F., Feldner, J., Becker, T., Schachner, M. L1.1 is involved in spinal cord regeneration in adult zebrafish. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 24 (36), 7837-7842 (2004).
  6. Hui, S. P., Dutta, A., Ghosh, S. Cellular response after crush injury in adult zebrafish spinal cord. Developmental Dynamics: An Official Publication of the American Association of Anatomists. 239 (11), 2962-2979 (2010).
  7. Goldshmit, Y., Sztal, T. E., Jusuf, P. R., Hall, T. E., Nguyen-Chi, M., Currie, P. D. Fgf-dependent glial cell bridges facilitate spinal cord regeneration in zebrafish. The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 32 (22), 7477-7492 (2012).
  8. Reimer, M. M., et al. Motor neuron regeneration in adult zebrafish. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 28 (34), 8510-8516 (2008).
  9. Hale, M. E., Ritter, D. A., Fetcho, J. R. A confocal study of spinal interneurons in living larval zebrafish. The Journal of comparative neurology. 437 (1), 1-16 (2001).
  10. Bhatt, D. H., Otto, S. J., Depoister, B., Fetcho, J. R. Cyclic AMP-induced repair of zebrafish spinal circuits. Science. 305 (5681), 254-258 (2004).
  11. McClenahan, P., Troup, M., Scott, E. K. Fin-tail coordination during escape and predatory behavior in larval zebrafish. PloS one. 7 (2), (2012).
  12. Kim, C. H., et al. Repressor activity of Headless/Tcf3 is essential for vertebrate head formation. Nature. 407 (6806), 913-916 (2000).
check_url/kr/51479?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Briona, L. K., Dorsky, R. I. Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish. J. Vis. Exp. (87), e51479, doi:10.3791/51479 (2014).

View Video