De zebravis embryo is een uitstekend model voor ontwikkelingsbiologie onderzoek. Tijdens de embryogenese, zebravissen ontwikkelen met een dooier massa, die driedimensionale uitdagingen voor monster observatie en analyse presenteert. Dit protocol beschrijft hoe twee-dimensionale platte mount voorbereidingen van ganse berg in situ (WISH) gekleurd zebravis embryo exemplaren maken.
De zebravis embryo wordt nu vaak gebruikt voor basis-en biomedisch onderzoek naar de genetische controle van ontwikkelingsprocessen te onderzoeken en te modelleren aangeboren afwijkingen. Tijdens de eerste dag van het leven, de zebravis embryo doorloopt vele ontwikkelingsstadia waaronder bemesting, decollete, gastrulatie, segmentatie, en de organogenese van structuren zoals de nieren, het hart en het centrale zenuwstelsel. De anatomie van een jonge zebravis embryo presenteert een aantal uitdagingen voor de visualisatie en analyse van de betrokken bij vele van deze evenementen weefsels omdat het embryo zich ontwikkelt in samenwerking met een ronde dooier massa. Zo nauwkeurige analyse en beeldvorming van experimentele fenotypes vaste embryonale specimens tussen tailbud en 20 somiet fase (10 en 19 uur na de bevruchting (HPF), respectievelijk), zoals gekleurd met hele mount in situ hybridisatie (WISH), het is vaak wenselijk om het embryo uit de dooier b VerwijderEn het plat op een glasplaatje positioneren. Echter, het uitvoeren van een platte berg procedure kan vervelend zijn. Daarom succesvol en efficiënt plat mount voorbereiding wordt aanzienlijk vergemakkelijkt door de visuele demonstratie van de dissectie techniek, en ook geholpen door het gebruik van reagentia die helpen bij het optimaal weefsel handling. Hier bieden we onze wens protocol voor een of twee kleuren detectie van genexpressie in de zebravis embryo, en laten zien hoe de vlakke montage procedure kan worden uitgevoerd op dit voorbeeld van een gebrandschilderd vast exemplaar. Deze vlakke montage protocol is breed toepasbaar op de studie van vele embryonale structuren die ontstaan tijdens de vroege ontwikkeling van de zebravis, en kan in combinatie met andere kleuringen uitgevoerd op vaste embryo monsters worden uitgevoerd.
De zebravis, Danio rerio, is uitgegroeid tot een veel gebruikt organisme in de studie van de ontwikkelingsbiologie. Zebravis is een tropische, zoetwater gewervelde soorten die behoren tot de familie Cyprinidae. Zebravis werden oorspronkelijk gebruikt voor milieu-onderzoek om de kennis over de gevaren van potentiële water verontreinigende stoffen te krijgen, als ze waren makkelijk verkrijgbaar, goedkoop en gemakkelijk te onderhouden 1. In de afgelopen dertig jaar is de zebravis wordt erkend als een genetisch handelbaar gewervelde modelsysteem voor tal van redenen. Zebravis vertonen een hoge mate van anatomische en fysiologische conservering met hogere gewervelde dieren waaronder zoogdieren 2,3. Recente genoomsequentie annotatie is gebleken dat ongeveer 70% van de menselijke genen tenminste een zebravis tegenhanger 4. Zo hebben vele orthologe genen die een belangrijke rol spelen tijdens de ontwikkeling nier geïdentificeerd tussen deze soorten 5-7. Deze dramatic niveau van instandhouding met betrekking tot de cellulaire en moleculaire biologie heeft de onderzoekers in staat om modellen te maken voor een breed scala van menselijke ziekten in de zebravis 8, en de zebravis hebben een waardevol instrument om potentiële drug therapieën te identificeren met behulp van chemische genetische screens 9 geworden.
Bovendien is de zebravis model is alleen in staat om een verscheidenheid van complexe ontwikkelingsprocessen en ziektetoestanden die worden gezien bij mensen herhalen, maar verscheidene andere kenmerken zijn oproep verhogen ook als modelorganisme voor embryologische studies. Zebravis zijn ovipaar en reproduceren via broadcast spawning, waarin onderzoekers biedt een eenvoudige toegang tot de embryo's uit het begin van de bevruchting 10. Andere voordelen zijn embryo grootte, transparantie, en een snelle, externe ontwikkeling 10. Daarnaast zebravis volwassenen bezitten een hoge vruchtbaarheid en produceren meestal relatief grote clutch maten die kan variëren tussen 200-500per week uiteindelijk waardoor onderzoekers high throughput experimenten, zoals fenotype gebaseerde chemische schermen met gemak 9.
Toch, ondanks de overvloed aan voordelen die worden tentoongesteld door de zebravis model, zijn er uitdagingen die betrekking hebben op de analyse en de communicatie van de experimentele resultaten verkregen uit de vroege ontwikkelingsstadia. In sommige gevallen kan de inherente anatomie van de zebravis embryo de visualisatie van zijn gegevens verhullen. Na de bevruchting, de eerste cel ondergaat meerdere decollete evenementen ontwikkeling vordert 11. Na gastrulatie, de embryonale as komt in de tailbud fase (10 HPF) zodanig dat het rond de dooier 11. Als verdere ontwikkeling vordert in de segmentatie periode zal de stam groeien in massa en ook verlengen door axiale verlenging zodat een staart met een gedeelte van de dooierzak zich uitstrekken vanuit de centrale dooier massa11. Tussen de tailbud en 20 somiet stadium (19 HPF), pogingen om specifieke ontwikkelingsstoornissen functies waarnemen na het gebruik van verschillende kleuringsprotocollen, zoals WISH, kan een uitdaging, zowel om te visualiseren en te fotograferen vanwege de geometrie van het embryo en de ondoorzichtigheid van de dooierzak. Een manier om deze problemen te elimineren is de dooier verwijderen en plat het embryo in een tweedimensionale monster dat op een meer eenvoudige wijze kunnen worden geanalyseerd.
Het volgende protocol-en video-middelen bieden een leidraad voor hoe je succesvol deyolk en vlakke monteer een embryo na fixatie en kleuring, met behulp van het voorbeeld van een of twee kleuren WISH kleuring. WISH is een veelgebruikte techniek die de detectie van specifieke nucleïnezuren in geconserveerde monsters mogelijk maakt en daarmee maakt de plaats (en) van genexpressie te detecteren in weefsels. WISH technieken zijn uitvoerig beschreven en kan worden uitgevoerd met verschillende kleuren substraten en grieporescent detectiesystemen 12-20. Hier bieden wij onze gewijzigde WISH protocol dat wordt gebruikt voor de zebravis embryo's tussen de tailbud en segmentatie stadia van ontwikkeling. Alternatieve WISH protocollen echter verenigbaar zijn met het platte hier beschreven mount procedure, zoals vermeld aan het begin van de onderstaande protocol. Daarnaast kunnen vlakke montage worden gebruikt in combinatie met een aantal bestaande visualisatietechnieken, zoals hele berg immunohistochemie of cellijn volgen labels, die niet in dit protocol beschreven. Al met al kan de techniek van platte montage beter in staat stellen superieure analyse en presentatie van de resultaten van proeven met de vroegste stadia van de embryonale ontwikkeling in de zebravis.
Zebravis hebben bewezen een zeer waardevolle modelorganisme in de hele onderzoeksgemeenschap in de afgelopen jaren. Zebravis vertonen een aanzienlijke mate van instandhouding van genetisch materiaal met dat van hogere gewervelde dieren, en de voordelen met betrekking tot hun anatomie, fokken, en de levenscyclus maakt deze soort zeer vatbaar voor experimentele analyses. Bovendien heeft de vooruitgang van moleculaire technieken voor de zebravis verder bevorderd het gebruik van dit model organisme wetenschappelijk onderzoek. Zo hebben een grote verscheidenheid van transgene zebravis lijnen gegenereerd ziekteprogressie bestuderen en vele fundamentele vragen die de mechanismen van de ontwikkeling, waaronder de organogenese grondslag liggen beantwoorden.
Dientengevolge, gebaseerd op de dynamische gebruik van zebravis zowel ziekte en ontwikkelingsonderzoek cel labeling methoden en kwantificering signaal zijn een belangrijk aspect van data analyses. Terwijl de methoden die fluorescerende een diensttibodies kan worden gebruikt om eiwitexpressie te detecteren in transgene zebravis, onderzoekers normaliter afhankelijk standaardprocedures zoals WISH 12-16 de spatiotemporele localisatie van gentranscripten in een vaste, niet-transgene zebravis monster onderzocht. In feite, WISH is een van de meest gebruikte technieken in de biologie 16, en is een essentieel instrument gebruikt om het fenotype van genetische mutaties en genetische storingen chemische kenmerken. Toch wordt WISH geassocieerd met een aantal potentiële valkuilen en uitdagingen. Om de specificiteit van het antisense ribroprobe bevestiging kan sense riboprobes worden gebruikt als een controle om de specificiteit van antisense riboprobe kleurpatronen te beoordelen. Terwijl hoofdstuk 4 en 5 worden gepresenteerd in de volgorde van etikettering en detectie van een-digoxygenine gelabelde probe gevolgd door fluoresceïne-gelabelde probe, kan deze volgorde worden omgedraaid. Meestal worden zwakkere signalen (genen met een lagere expressie niveaus) best gedetecteerd met-digoxygenine gelabelde probes en deze vlekontwikkeld voor het eerst met een paarse substraat, gevolgd door opsporing en kleuring van de sterker signaal (overvloediger uitgedrukt gen) met de rode ondergrond. Indien twee kleuren reacties zullen worden uitgevoerd, wordt aanbevolen dat verschillende combinaties van labels en substraten getest volgens de procedure die het meest geschikt is voor het verzamelen en analyseren van gegevens vinden. Daarnaast is de tijd voorzien voor het blokkeren, antilichaam incubatie en wassen die in hoofdstukken 4-5 zijn toegesneden op embryo's die jonger zijn dan 24 uur na de bevruchting; lange intervallen van dezelfde stappen met oudere embryo's kunnen leiden tot zoutophoping op het monster. Uitgebreide tips voor het oplossen van standaard zebravis embryo WISH zijn al gedocumenteerd in de literatuur 12-16. Ongetwijfeld het meest voorkomende dilemma is hoog achtergrond. Wij raden het verhogen van het aantal MABT wasbeurten in stap 4.7 tot 15-20 wast als dat nodig is, maar in onze ervaring de toevoeging van de overnight MABT 'super-wash'geeft uitstekende resultaten bij gebruik in combinatie met 10 of meer korte MABT wast pas verder met stap 4.8. Een ander voorbeeld dilemma slecht probe infiltratie, die kan optreden bij langdurige riboprobes. Scheren de riboprobe volgende stap 3.6 door alkalische hydrolyse kan dit tegengaan. In onze ervaring met jonge monsters, wordt sonde scheren meestal niet nodig. Echter, men moet in gedachten houden dat parameters als dit kan ook een rol spelen in de uitkomst van een WISH experiment te houden, en wij stellen voor onderzoek van deze handige instructies voor probleemoplossing reeds gepubliceerd in de gemeenschap als nodig is om de experimentele parameters voor WISH verfijnen in uw eigen onderzoek 12.
Naast de traditionele WISH technieken 12-16, is er een voortdurende opkomst van de vooruitgang in WISH methoden en alternatieve protocollen die zijn geformuleerd geweest. Deze omvatten nieuwe manieren signaaldetectie, bijvoorbeeld door het gebruik van fluorescentie 17-19, met methoden die de lokalisatie van microRNA 20 mogelijk. Toch, ondanks de vele verbeteringen die zijn aangebracht in de huidige cel etiketteringsmodaliteiten, de doeltreffendheid van deze procedures worden genegeerd indien de vlek (s) niet gemakkelijk kan worden gevisualiseerd in het monster plaats op een gewenst tijdstip. Deze beperking is problematisch voor onderzoekers vooral als het gaat om de vroege embryonale stadia van zebravis ontogenie, die mogelijk kan leiden tot hiaten in onze kennis van de verschillende ontwikkelingsprocessen die zich voordoen in deze tijden. Tijdens de normale ontwikkeling van de zebravis, zal de dooierzak geleidelijk afnemen in grootte als het embryo leeftijden 11. Daarom bij deze latere ontwikkelingsstadia (> 24 uur na de bevruchting), WISH kleuring is vrij eenvoudig te analyseren, omdat het embryo is groter in vergelijking met de aangrenzende dooierzak. Dit is echter niet het geval uit de staart knopstadium vroeg somitogenesis (wanneer de embryonalemassa rondom de dooier) wanneer de opake dooierzak soms obscure de visualisatie van de vlek. Bijgevolg is de wijze van vlakke montage werd ontwikkeld om te helpen verlichten de beeldvorming en gegevensanalyse problemen bij de karakterisering van vroege zebravis embryo monsters (schematisch in figuur 1 en figuur 2), en is algemeen gebruikt sinds de systematische fenotypering van genetische mutaties geïsoleerde van de eerste grootschalige genetische screens 21.
Sinds de komst van de vlakke montage techniek, heeft de analyse van de vroege ontwikkelingsstadia aanzienlijk verbeterd. Zodra de dooier wordt verwijderd uit het embryo, kan de embryo plat op een glasplaatje in de gewenste richting voor beeldvorming. Deze tweedimensionale positie stelt het bekijken van het gehele embryo tegelijk, waarbij de noodzaak om het monster te draaien elimineert. Talrijke weefsels bevinden zich in grote gebieden van de embryo, zoalsde voorlopers dat bloed en nieren vormen. Verder moet men om verschillende ontwikkelende weefsels vergelijken tegelijk. Vlakke montage kan de onderzoeker om gelijktijdig te bekijken het hele domein van zulke celgroepen, en kan dus sterk hulp kwantificeringen zoals een gebied meting voor een weefsel of cel-tellingen. Deze techniek heeft uiteindelijk geholpen leiden tot vele ontdekkingen met betrekking tot een aantal belangrijke ontwikkelingsstoornissen mechanismen die ten grondslag liggen hematopoiesis, neurogenese en organogenese. Dus, eenmaal onder de knie, de toepassingen voor dit eenvoudige techniek voor onderzoekers zijn vrij aanzienlijk.
Bijvoorbeeld, in een studie die lijn keuze tijdens hematopoiese, vlak zet bereidingen van zebravis embryo's op de 14 en 18 somiet stadium (ss) werden gebruikt om de veranderingen die het expressiepatroon van de PU.1 zinkvinger transcriptiefactor tussen illustreren wild-type en GATA1 morfolinogroep geïnjecteerde embryo's 22.Deze werkwijze staat de detectie van een uitgebreide PU.1 domein aan 18 ss geven dat GATA1 is waarschijnlijk de expressie van PU.1 in de tussenliggende celmassa (ICM) rond dit tijdstip. Aanvullend vast gemonteerde embryo's gekleurd voor verschillende erythroid genen waaronder gtpbp1 en epsin toonde een verlies in de expressie van deze genen in VLT mutanten die GATA1 waren – / -. Verdere analyses toonden geen verandering in de expressie van genen erythoid zoals biklf en testhymin waarvan bekend was dat onafhankelijk van gata activiteit. Daarom, in combinatie met hun andere experimentele resultaten werd aangetoond dat GATA1 essentieel bij het reguleren van de differentiatie van cellen in de myelo-erytroïde afstammingslijn. In een studie van neurale ontwikkeling, werden plat mounts gebruikt om Crestin expressie onderzoeken in mont blanc (mob m610) mutanten in een studiehet onderzoeken van de rol van de Mont Blanc en tfap2a gen-functie 23. Op 10 en 20 ss, werd Crestin uitdrukking volledig ingetrokken in het hoofd en werd afgenomen in de kofferbak regio mob m610 mutanten in vergelijking met de normale wild-type expressie, uiteindelijk helpen deze groep aan te sluiten op het belang van de mont blanc en tfap2a regelgeving tijdens neurale vorming. Bovendien, in termen van organogenese, platte stroken hebben de ontdekking van de aanwezigheid van verschillende domeinen in de vroege renale progenitorcellen gebied tijdens de ontwikkeling van de zebravis embryonale nier, bekend als pronephros ingeschakeld. De zebravis embryo biedt een geconserveerd en toch anatomisch eenvoudig systeem om te bestuderen hoe de nier voorouders aanleiding geven tot het nefron functionele eenheden die de pronephros bestaan, een proces dat bekend staat als nefrogenese 6,7 (figuur 4). Flat mount analyse is nuttig document domeinen van re geweestNAL voorouders en om het resultaat van veranderingen in RA signalering ontleden tijdens pronephros patroonvorming van 6,7 (figuur 5), die eerder onbekend was. Tezamen bieden deze voorbeelden blijkt dat er inderdaad veel brede toepassingen voor deze flat monteren protocol in de studie van de diverse processen die optreden tijdens normale ontwikkeling en zieke staten.
Conceptueel, deze flat mount proces is redelijk eenvoudig in het algemeen. Echter, de manipulaties en de mate van finesse nodig is om deze methode onder de knie heel uitdagend om meester te zijn in de afwezigheid van visuele demonstratie. Daarom werd dit protocol opgesteld om onderzoekers, met name degenen die nieuw zijn de zebravis als model, met de mogelijkheid om beter te begrijpen hoe deze techniek uit te voeren en deel ons advies op de reagentia dat weefsel behandeling kunnen optimaliseren schakelen. Wij hopen dat dit protocol uiteindelijk zal toestaan dat anderen in de gemeenschap om de meest ideale monstercondities verfijnen om u besed voor premium imaging, data-analyse, en de communicatie van hun resultaten in publicaties. Uiteindelijk moet deze onderzoekers toelaten om de anatomische belemmeringen van de zebravis tijdens vroege embryogenese te overwinnen, waarbij het voorleggen van experimentele resultaten verduisteren en lossen die door het gebruik van deze eenvoudige maar belangrijke techniek.
The authors have nothing to disclose.
Dit werk werd mede ondersteund door financiering te RAW uit elk van de volgende: NIH subsidies K01 DK083512, DP2 OD008470 en R01 DK100237; March of Dimes Basil O'Connor Starter Scholar toekenning van een subsidie # 5-FY12-75; opstarten fondsen van de University of Notre Dame College of Science and Department of Biological Sciences. We zouden vooral willen Elizabeth en Michael Gallagher bedanken, samen met het hele Gallagher Familie, die een gulle gift meegedeeld aan de Universiteit van Notre Dame te bevorderen stamcelonderzoek. De financiers hadden geen rol in de onderzoeksopzet, gegevensverzameling en-analyse, besluit tot publicatie, of voorbereiding van het manuscript. Wij danken de medewerkers van de afdeling Biologische Wetenschappen voor hun steun, en het Centrum voor Onderzoek zebravis in Notre Dame voor hun uitstekende inzet in de zorg en het welzijn van onze zebravis kolonie. Tot slot danken wij de leden van onze research lab voor hun opmerkingen, discussies en inzichten over dit werk, zoalsevenals Goudsbloem (Maripooka) en Zinnia Wingert voor het verstrekken van nature werpen katachtige snorharen aan de meest uitstekende lash gereedschappen voor ons onderzoek te maken.
50 X E3 | 250 mM NaCl, 8.5 mM KCL, 16.5 mM CaCl2, 16.5 mM MgSO4 in distilled water. Supplement with methylene blue (1 x 10-5 M) (Sigma M9140) to inhibit contamination. | ||
1 X E3 | Dilute 50 X E3 in distilled water. | ||
mesh tea strainer | English Tea Store | SKU #ASTR_KEN, MPN#1705 | |
embryo incubation dish | Falcon | 35-1005 | |
transfer pipet | Samco | 202, 204 | |
flat-bottom microcentrifuge tube | VWR | 87003-300; 87003-298 | |
glass vial | Wheaton | 225012 | |
1 X Pbst | 0.1% Tween-20 detergent in 1 X Pbs, made by diluting 10 X Pbs in distilled water. | ||
Tween-20 stock | American Bioanalytical | AB02038 | |
10X Pbs | American Bioanalytical | AB11072 | |
paraformaldehyde | Electron Microscopy Services | 19210 | |
4% PFA/1X Pbs | Dissolve 4% PFA (w/v) in 1 X Pbs, bring to boil on a hot plate in a fume hood. Cool and freeze aliquots for storage at -20 °C. Thaw just before use and do not refreeze stocks. | ||
filter sterilization unit | Corning | 430516 | 1L filter system, 0.45 um CA |
MeOH | Sigma | 34860-4L | |
proteinase K | Roche | 03-115-879-001 | Dissolve in distilled water to make proteinase K stock (10 mg/mL) and store aliquots at -20 °C. |
HYB+ | 50% formamide, 5X SSC, 0.1% Tween-20, 5 mg/mL yeast torula RNA, 50 ug/ul heparin | ||
DIG/FLU labeled riboprobe in vitro transcription reaction reagents | Roche | 11175025910; 11685619910 | Refer to manufacturer instructions. |
SP6 RNA polymerase | Roche | 11487671001 | |
T7 RNA polymerase | Roche | 10881775001 | |
T3 RNA polymerase | Roche | 11031171001 | |
RNase 1 inhibitor | Roche | 3335399001 | |
DNase 1 inhibitor, 10 X DNase 1buffer | Roche | 4716728001 | |
glycogen | Roche | 10901393001 | |
Ethanol (EtOH) | Sigma | E7023 | Aliquot 50 ml aliquots of 100% EtOH and 70% EtOH (diluted with molecular grade water) and store at -20 °C. |
molecular grade distilled water | Mediatech | 25-055-CM | |
waterbath | Thermo | 51221073 | Model 2831 |
nanodrop | Thermo | ND-2000c | |
formamide | American Bioanalytical | AB00600 | Store at -20 °C. |
20X SSC | American Bioanalytical | AB13156 | |
MAB | 2L formula: Into 1.5 L of distilled water, mix 23.2 g maleic acid, 17.5 g NaCl, 55.0 g Trisma base, then add 8 mLs of 1M Tris-HCl pH 9.5, and then fill to 2 L. Autoclave. | ||
MABT | MAB + 0.1% Tween-20 | ||
block solution | We make in 50 ml fresh aliquots: 10 mLs of BSA (from 10% lab stock), 5 mls of FCS (from stock), and 35 mLs of MABT. Save unused block at 4 °C to use for antibody solution. Note: Thaw the BSA and FCS stocks at 37 °C—if you thaw at a higher temperature they become a thick gel (do not use). | ||
FCS (fetal calf serum) stock | Invitrogen | 16140089 | Aliquot in 5 or 10 ml portions and store at -20 °C. |
BSA (bovine serum albumin) stock | American Bioanalytical | AB00448 | Make a 10% stock diluted in MAB by dissolving the BSA flakes at room temperature with rapid stirring, then store 10 ml aliquots at -20 °C. Store undissolved BSA flakes at 4 °C. |
anti-digoxigenin antibody | Roche | 11-093-274-910 | Store at 4 °C. |
anti-fluorescein antibody | Roche | 11-426-338-910 | Store at 4 °C. |
12-well staining dish | BD-Falcon | 35-3225 | |
pre-staining buffer | 100 mM Tris pH 9.5, 50 mM MgCl2, 100 mM NaCl, 0.1% Tween-20. Always make fresh: it will precipitate in the course of a few days. | ||
staining solution-purple | For every 10mLs needed: add 45 uL of NBT and 35 uL of BCIP to fresh pre-staining buffer (not used on embryo samples). | ||
staining solution-red | For every 10mLs needed: add 31.5 uL of INT and 35 uL of BCIP to fresh pre-staining buffer (not used on embryo samples).. | ||
NBT stock | Sigma | N6876 | Stored at -20 °C; powder diluted 50mg/mL in 70% DMF, 30% water. |
INT stock | Sigma | I8377 | Stored at -20 °C; powder diluted 55mg/mL in 70% DMF, 35% water. |
BCIP stock | Sigma | B8503 | Stored at -20 °C; powder diluted 50mg/mL in 100% DMF. |
DMF (dimethylformaldehyde) | American Bioanalytical | AB00450 | |
glycine | Sigma | G8898 | 0.1 M glycine, pH 2.2 |
small plastic Petri dish | Corning | 430589, 430588 | |
glycerol | Sigma | G7893 | |
fine forceps | Roboz | RS-1050 | Dumont Tweezers Pattern #55 |
lash tool | Constructed by affixing a suitable lash to a pipet tip (sizes ranging from P10-P1000 can be used) using superglue. We use a naturally shed human eyelash, a naturally shed animal whisker or wiry fur coat hair, or a natural or synthetic lash purchased from the beauty department at a pharmaceutical or retail store (extra long lashes are most amenable to stable mounting on the pipet tip). The pipet tip is affixed onto a straight rod (8-10 cm in length) such as a needle holder (e.g. Fisher 08-965-A) for easy handling. See Figure 3 for images of these homemade tools. | ||
glass slide | Thermo-Fisher | 4445 | White Frost |
glass coverslip | Thermo-Fisher | 12-540A | 18 x 18 mm |
modeling clay | Hasbro | Playdoh | Other craft modeling clay products can be substituted |
slide holder | Thermo-Fisher | 12-587-10 | Cardboard tray to store slides flat |
stereomicroscope | Nikon | SMZ645, SMZ1000 | |
compound microscope | Nikon | 80i, 90i |