JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
자동 번역
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
의학

In Vivo Dynamiek van retinale Microgliale Activering Tijdens Neurodegeneratie: Confocal oftalmoscopisch Imaging en Cell Morphometry in Mouse Glaucoom

Published: May 11, 2015
doi:
10.3791/52731
, , ,
1Department of Neurobiology & Anatomy,University of Utah, 2Department of Ophthalmology & Visual Sciences,University of Utah

Summary

Microglia-activatie en microgliose zijn de belangrijkste reacties op chronische neurodegeneratie. Hier presenteren we werkwijzen voor in vivo visualisatietechnieken retinale CX3CR1-GFP + cellen door microgliale confocale Ophthalmoscopie, en drempel en morfometrische analyses worden geïdentificeerd en gekwantificeerd hun activering. We monitoren microglia veranderingen tijdens de vroege stadia van leeftijdsgebonden glaucoom.

Abstract

Microglia, die CNS-resident neuro-cellen zijn, te transformeren van hun morfologie en grootte in reactie op de CNS-letsel, schakelen naar een geactiveerde staat met verschillende functies en genexpressie profielen. De rollen van microgliale activering in gezondheid, verwondingen en ziekten blijven onvolledig begrepen vanwege hun dynamische en complexe regulering in reactie op veranderingen in hun micromilieu. Het is dus essentieel om niet-invasief bewaken en veranderingen in microgliale activering tijd in het intacte organisme te analyseren. In vivo studies van microglia activering zijn vertraagd door technische beperkingen aan het volgen van microglia gedrag zonder dat de CNS milieu. Dit is bijzonder moeilijk geweest tijdens chronische neurodegeneratie, waar de veranderingen op lange termijn moet worden gevolgd. Het netvlies is een CNS orgaan vatbaar is voor non-invasieve beeldvorming levende, een krachtig systeem te visualiseren en de dynamiek van microglia activatie karakteriseren tijdens chronische aandoeningen.

<p class = "jove_content"> Dit protocol beschrijft werkwijzen voor de lange termijn in vivo beeldvorming van retinale microglia, via confocale oftalmoscopie (cSLO) en CX3CR1 GFP / + reporter muizen te microglia met cellulaire resolutie te visualiseren. Ook beschrijven we methoden om de maandelijkse veranderingen in cel activatie en dichtheid in grote cel subsets (200-300 cellen per netvlies) te kwantificeren. Wij bevestigen het gebruik van Somal gebied als een nuttige metrische live volgen van microgliale activering in het netvlies door het toepassen van geautomatiseerde-drempel op basis van morfometrische analyse van in vivo afbeeldingen. Wij gebruiken deze live image registratie en verwerking strategieën om de dynamische veranderingen in microgliale activering en microgliose volgen tijdens de vroege stadia van retinale neurodegeneratie in een muizenmodel van chronische glaucoom. Deze benadering is handig voor de bijdragen van microglia neuronale en axonale afname van chronische CNS aandoeningen die de retina en optische zenuw invloed te onderzoeken.

Introduction

Microglia vormen neuroimmune cellen die uitsluitend bevinden in het centrale zenuwstelsel (CNS) sinds de vroege embryonale ontwikkeling en de volwassen leeftijd. Voorzien van een complex repertoire receptoren, microgliale activiteit en regionale heterogeniteit worden geregeld door de bidirectionele interactie met aangrenzende neuronen, glia, bloed-hersenbarrière en infiltrerende cellen neuroinflammatory 1,2. Basale microglia functies bijdragen aan fysiologische onderhoud en reparatie, omdat ze proeven op hun grondgebied voor verstoringen in de homeostase 3,4. Tijdens CNS verwonding of ziekte, microglia zijn de first responders om neuronale signalen die vervolgens leiden tot de overgang naar een reactieve fenotype, aangeduid als "geactiveerde microglia 2,5-7. Microglia-activatie gaat om een ingewikkelde cyclus van gen en eiwit expressie, die gekoppeld zijn aan de cel soma en proces resizen en remodeling 6-9. Microglia activatie, alsook cellen Redistributieclustering kan vergezeld de plaatselijke totale stijging van het aantal cellen (genoemd microgliosis). Dit kan het gevolg zijn van celproliferatie en zelfvernieuwing, al dan niet rekrutering van bloed monocyten 3,4,7,10-14. In een breed scala van leeftijdsafhankelijke, chronische CNS ziekten, aanhoudende microgliose en microglia-activatie parallel progressie van de ziekte 15-19. Hoe microglia invloed neurodegeneratie blijft onduidelijk, vooral omdat ze allebei neurobeschermend en schadelijke rollen die diverse bijdragen aan de ziekte ontstaan ​​en de progressie kan hebben afgespeeld. Live-imaging studies gericht op het begrijpen chronische ziekte CNS hebben microglia gedrag in de beschadigde CNS diermodellen en mensen gecontroleerd en aangetoond dat microglia wijzigingen zijn detecteerbaar begin in de vroege stadia van de ziekte 15-17,19,20. Het is dus essentieel om benaderingen te sporen en te controleren microgliale activering in vivo ontwikkelen.

Niet-invasieve detectie van de regionale veranderingen in de hersenen microglia activering werd opgericht als een belangrijke in vivo indicator van neurodegeneratieve progressie van de ziekte, met behulp van moleculaire beeldvorming of bioluminescentie en positron emissie tomografie of magnetische resonantie beeldvorming 18,21,22. Deze zeer kwantitatieve en non-invasieve moleculaire en nucleaire beeldvorming opsporen gliosis regionale oplossing. Als alternatief, twee-foton confocale beeldvorming in CX3CR1 GFP / + muizen kon de observatie van de hersenen microglia met cellulaire resolutie 3,4,9,20,23-28. Deze benadering beperkt langdurige en herhaalde observatie van chronische microgliale veranderingen, daar het gevaar bestaat van hun gedrag verstoren door ten minste minimaal invasieve brain imaging procedures 29. Als alternatief, het netvlies biedt optimale omstandigheden voor directe, in vivo visualisatie en herhaalde controle van microglia in hun intact CNS niche gedurende veroudering, na acuut letsel, eneventueel tijdens chronische neurodegeneratieve aandoeningen. Zo hebben recente onderzoeken de haalbaarheid van een hoge-resolutie beeldvorming van het netvlies microglia die GFP bewezen door het aanpassen van de confocale laser scanning oftalmoscopie (cSLO) naar het live-CX3CR1 GFP / + muizen. Deze is gebruikt om wekelijks veranderingen in GFP + celaantallen in individuele muizen gedurende maximaal 10 weken volgen na acuut geïnduceerd letsel of oculaire hypertensie 30-36.

We hebben deze benadering uitgebreid tot langdurige imaging voeren gedurende enkele maanden, en kwantitatief veranderingen in microglia activatie basis van soma size middels morfometrische analyse volgen. Somal grootte werd gedefinieerd als nuttige metriek van microglia activatie in levende imaging studies met behulp van twee-foton confocale microscopie in corticale schijfjes te functioneren in vivo beeldvorming van CX3CR1-GFP + microglia 9. Deze en andere studies toonden ook het verband tussen Somal shape and Iba1 niveaus van eiwitexpressie, which verhoogt ook activatie 9,37. Aldus kan geactiveerde microglia worden geïdentificeerd levende muizen, en hun aantal en verdeling in de tijd gevolgd bij CNS gezondheid en ziekte.

Dit protocol beschrijft werkwijzen voor cSLO levende beeldacquisitie en analyse microgliale cel aantallen, distributie en morfologische activatie tijdens retinale ganglioncellen (RGC) degeneratie (figuur 1) bewaken. Aldus is deze studie gebruikt: 1) een muismodel van erfelijke glaucoom (DBA / 2J) die leeftijdsafhankelijke oogzenuw en netvlies neurodegeneratie en ondergaat toont opmerkelijke variatie in ziekteprogressie tussen 5 en 10 maanden 38,39, 2) maandelijkse cSLO in vivo imaging voor langdurige visualisatie van GFP + cellen in de retina en optische zenuw ongemyelineerde heterozygote CX3CR1 GFP / + DBA / 2J muizen 3-5 maanden, 3) levende beeldanalyse door het segmenteren en drempelwaarden naar cel somata en meten isoleren leeftijd deir gebied. Deze strategieën zijn toegepast om de kinetiek van retinale microgliale activatie toestanden beoordelen tijdens de vroege stadia van chronisch glaucoom.

Protocol

In vivo beeldvorming wordt uitgevoerd in pathogeenvrije faciliteiten met protocollen door de Institutional Animal Care en gebruik Comite aan de Universiteit van Utah goedgekeurd. Opmerking: Deze imaging protocol wordt gebruikt voor reporter muizen die retinale microglia en infiltrerende monocyten / macrofagen tot expressie groen-fluorescerend eiwit (GFP) onder de controle van de fractalkine receptor locus (CX3CR1). 1. In vivo beeldvorming van het netvlies GFP …

Representative Results

Onze recente in vivo studies gebruikten deze levende beeldacquisitie en analysemethoden te visualiseren en volgen de kinetiek en patronen van ONH en retinale microgliale veranderingen tijdens vroege stadia van chronisch glaucoom en hun relatie tot eind neurodegeneratie 59. Hier tonen we een cSLO beeldacquisitie protocol microgliale cellen te visualiseren over een groot gebied van de centrale retina individuele jonge heterozygote CX3CR1-GFP DBA / 2J retina (Figuur 5). Op basis van de …

Discussion

Live bewaking van microgliale celaantal en morfologische activatie bij een neurodegeneratieve ziekte vereist het gebruik van niet-invasieve beeldvorming methoden dat de gedetailleerde visualisatie van cel functies mogelijk. Na beeldvorming, moet microgliale cellen worden geïsoleerd (gesegmenteerd) voor morfometrische analyse met gebruik van meervoudige drempel stappen Somal grootte en / of complexiteit van het proces als uitlezingen voor microglia activatie beoordelen. In dit protocol beschrijven we methoden voor liveb…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank the Scientific Computing and Imaging Institute of the University of Utah for use of FluoRender software (R01GM09815). This work was supported by grants from the Glaucoma Research Foundation, Melsa M. and Frank Theodore Barr Foundation and the US National Institute of Health, (R01EY020878 and R01EY023621) to M.L.V., and (R01EY017182 and R01EY017950) to B.K.A.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
DBA/2J and
CX3CR1-GFP/+ mice		 The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME 000671 and 00582 Mice are breed in-house, introducing new breeders every 3 to 4 generations to prevent genetic drift.
301/2G needle and 1 ml tuberculin slip-tip syringe BD, East Rutherford, NJ 305106 and 309659
2,2,2-tribromoethanol, tert-Amyl alcohol 99% and phosphate buffer saline tablets Sigma-Aldrich, St. Louis, MO T48402, 152463 and P4417 Avertin solution (pH 7.3, sterile filtered) must be freshly made solution or stored at 4ºC for up to 1 week.
Heat therapy T/Pump Gaymar Industries, Orchard Park, NY TP-650
Cotton-tipped applicators Fisher Scientific, Pittsburgh, PA 23-400-100
Tropicamide 1%  Bausch & Lomb, Rochester, NY NDC 24208-585-64
PMMA contact lenses, 1.70-base curve, 3.2 mm total diameter, 0.40 mm-thick center Cantor & Nissel Ltd., Northamptonshire, UK G003709 Lenses are rinsed with sterile PBS and stored in polypropylene boxes.
HRA/Spectralis confocal scanning laser ophthalmoscope and Eye Explorer software Heidelberg Engineering GmbH, Carlsbad, CA Version 1.7.1.0
PowerPoint Microsoft, Redmond, WA Version 14.4.3
Adobe Photoshop Adobe, San Jose, CA Version CS3
FluoRender Scientific Computing and Imaging Institute, University of Utah Version 2.13 Freeware. http://www.sci.utah.edu/software/13-software/127-fluorender.html
NIS-Elements C Nikon, Melville, NY Version 4.30.01
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hanisch, U. K. Functional diversity of microglia – how heterogeneous are they to begin with. Front. Cell. Neurosci. 7 (65), 1-18 (2013).
  2. Kettenmann, H., Hanisch, U. K., Noda, M., Verkhratsky, A. . Physiology of microglia. Physiol. Rev. 91 (2), 461-553 (2011).
  3. Davalos, D., et al. ATP mediates rapid microglial response to local brain injury in vivo. Nat. Neurosci. 8 (6), 752-758 (2005).
  4. Nimmerjahn, A., Kirchhoff, F., Helmchen, F. Resting microglial cells are highly dynamic surveillants of brain parenchyma in vivo. Science. 308 (5726), 1314-1318 (2005).
  5. Ransohoff, R. M., Perry, V. H. Microglial physiology: unique stimuli, specialized responses. Annu. Rev. Immunol. 27, 119-145 (2009).
  6. Stence, N., Waite, M., Dailey, M. E. Dynamics of microglial activation: a confocal time-lapse analysis in hippocampal slices. Glia. 33 (3), 256-266 (2001).
  7. Streit, W. J., Walter, S. A., Pennell, N. A. Reactive microgliosis. Prog. Neurobiol. 57 (6), 563-581 (1999).
  8. Jonas, R. A., et al. The spider effect: morphological and orienting classification of microglia in response to stimuli in vivo. PloS One. 7 (2), e30763 (2012).
  9. Kozlowski, C., Weimer, R. M. An automated method to quantify microglia morphology and application to monitor activation state longitudinally in vivo. PloS One. 7 (2), 1-9 (2012).
  10. Ajami, B., Bennett, J. L., Krieger, C., Tetzlaff, W., Rossi, F. M. Local self-renewal can sustain CNS microglia maintenance and function throughout adult life. Nat. Neurosci. 10 (12), 1538-1543 (2007).
  11. Elmore, M. R., et al. Colony-stimulating factor 1 receptor signaling is necessary for microglia viability, unmasking a microglia progenitor cell in the adult brain. Neuron. 82 (2), 380-397 (2014).
  12. Lawson, L. J., Perry, V. H., Dri, P., Gordon, S. Heterogeneity in the distribution and morphology of microglia in the normal adult mouse brain. 신경과학. 39 (1), 151-170 (1990).
  13. Ransohoff, R. M., Cardona, A. E. The myeloid cells of the central nervous system parenchyma. Nature. 468, 253-262 (2010).
  14. Solomon, J. N., et al. Origin and distribution of bone marrow-derived cells in the central nervous system in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Glia. 53, 744-753 (2006).
  15. Ajami, B., Bennett, J. L., Krieger, C., McNagny, K. M., Rossi, F. M. Infiltrating monocytes trigger EAE progression, but do not contribute to the resident microglia pool. Nat. Neurosc. 14 (9), 1142-1149 (2011).
  16. Sapp, E., et al. Early and progressive accumulation of reactive microglia in the Huntington disease brain. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 60 (2), 161-172 (2001).
  17. Maeda, J., et al. In vivo positron emission tomographic imaging of glial responses to amyloid-beta and tau pathologies in mouse models of Alzheimer’s disease and related disorders. J. Neurosc. 31 (12), 4720-4730 (2011).
  18. Jacobs, A. H., Tavitian, B. Noninvasive molecular imaging of neuroinflammation. J. Cereb. Blood Flow Metab. 32 (7), 1393-1415 (2012).
  19. Ouchi, Y., et al. Microglial activation and dopamine terminal loss in early Parkinson’s disease. Ann. Neurol. 57 (2), 168-175 (2005).
  20. Fuhrmann, M., et al. Microglial Cx3cr1 knockout prevents neuron loss in a mouse model of Alzheimer’s disease. Nat. Neurosci. 13 (4), 411-413 (2010).
  21. Trapani, A., Palazzo, C., de Candia, M., Lasorsa, F. M., Trapani, G. Targeting of the translocator protein 18 kDa (TSPO): a valuable approach for nuclear and optical imaging of activated microglia. Bioconjug. Chem. 24 (9), 1415-1428 (2013).
  22. Venneti, S., Lopresti, B. J., Wiley, C. A. Molecular imaging of microglia/macrophages in the brain. Glia. 61 (1), 10-23 (2013).
  23. Davalos, D., et al. Fibrinogen-induced perivascular microglial clustering is required for the development of axonal damage in neuroinflammation. Nat. Comm. 3 (1227), 1-15 (2012).
  24. Dibaj, P., et al. In Vivo imaging reveals distinct inflammatory activity of CNS microglia versus PNS macrophages in a mouse model for ALS. PloS One. 6 (3), e17910 (2011).
  25. Evans, T. A., et al. High-resolution intravital imaging reveals that blood-derived macrophages but not resident microglia facilitate secondary axonal dieback in traumatic spinal cord injury. Exp. Neurol. 254 (214), 109-120 (2014).
  26. Nayak, D., Zinselmeyer, B. H., Corps, K. N., McGavern, D. B. In vivo dynamics of innate immune sentinels in the CNS. Intravital. 1 (2), 95-106 (2012).
  27. Tremblay, M. E., Lowery, R. L., Majewska, A. K. Microglial interactions with synapses are modulated by visual experience. PLoS Biol. 8 (11), 1-16 (2010).
  28. Wake, H., Moorhouse, A. J., Jinno, S., Kohsaka, S., Nabekura, J. Resting microglia directly monitor the functional state of synapses in vivo and determine the fate of ischemic terminals. J. Neurosci. 29 (13), 3974-3980 (2009).
  29. Marker, D. F., Tremblay, M. E., Lu, S. M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. A thin-skull window technique for chronic two-photon in vivo imaging of murine microglia in models of neuroinflammation. J. Vis. Exp. 19 (43), (2010).
  30. Alt, C., Runnels, J. M., L, T. G. S., P, L. C. In vivo tracking of hematopoietic cells in the retina of chimeric mice with a scanning laser ophthalmoscope. Intravital. 1 (2), 132-140 (2012).
  31. Eter, N., et al. In vivo visualization of dendritic cells, macrophages, and microglial cells responding to laser-induced damage in the fundus of the eye. Invest. Ophthalmol., & Vis. Sci. 49 (8), 3649-3658 (2008).
  32. Liu, S., et al. Tracking retinal microgliosis in models of retinal ganglion cell damage. Investigative ophthalmology & visual science. 53, 6254-6262 (2012).
  33. Maeda, A., et al. Two-photon microscopy reveals early rod photoreceptor cell damage in light-exposed mutant mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 111 (14), E1428-E1437 (2014).
  34. Paques, M., et al. High resolution fundus imaging by confocal scanning laser ophthalmoscopy in the mouse. Vision Res. 46 (8-9), 1336-1345 (2006).
  35. Seeliger, M. W., et al. In vivo confocal imaging of the retina in animal models using scanning laser ophthalmoscopy. Vision Res. 45 (28), 3512-3519 (2005).
  36. Alt, C., Runnels, J. M., Mortensen, L. J., Zaher, W., Lin, C. P. In vivo imaging of microglia turnover in the mouse retina after ionizing radiation and dexamethasone treatment. Invest. Ophthalmol., & Vis. Sci. 55 (8), 5314-5319 (2014).
  37. Bosco, A., et al. Reduced retina microglial activation and improved optic nerve integrity with minocycline treatment in the DBA/2J mouse model of glaucoma. Invest. Ophthalmol., & Vis. Sci. 49 (4), 1437-1446 (2008).
  38. Anderson, M. G., et al. Mutations in genes encoding melanosomal proteins cause pigmentary glaucoma in DBA/2J mice. Nat. Genet. 30 (1), 81-85 (2002).
  39. Chang, B., et al. Interacting loci cause severe iris atrophy and glaucoma in DBA/2J mice. Nat. Genet. 21 (4), 405-409 (1999).
  40. Smith, R. S., Korb, D., John, S. W. A goniolens for clinical monitoring of the mouse iridocorneal angle and optic nerve. Mol. Vis. 8, 26-31 (2002).
  41. Buckingham, B. P., et al. Progressive ganglion cell degeneration precedes neuronal loss in a mouse model of glaucoma. J. Neurosci. 28 (11), 2735-2744 (2008).
  42. Howell, G. R., et al. Axons of retinal ganglion cells are insulted in the optic nerve early in DBA/2J glaucoma. J. Cell Biol. 179 (7), 1523-1537 (2007).
  43. Jakobs, T. C., Libby, R. T., Ben, Y., John, S. W., Masland, R. H. Retinal ganglion cell degeneration is topological but not cell type specific in DBA/2J mice. J. Cell Biol. 171 (2), 313-325 (2005).
  44. Soto, I., et al. Retinal ganglion cells downregulate gene expression and lose their axons within the optic nerve head in a mouse glaucoma model. J. Neurosci. 28 (2), 548-561 (2008).
  45. Bosco, A., Steele, M. R., Vetter, M. L. Early microglia activation in a mouse model of chronic glaucoma. J. Comp. Neurol. 519 (4), 599-620 (2011).
  46. Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Mol. Cell. Biol. 20 (11), 4106-4114 (2000).
  47. Broux, B., et al. CX(3)CR1 drives cytotoxic CD4(+)CD28(-) T cells into the brain of multiple sclerosis patients. J. Autoimmun. 38 (1), 10-19 (2012).
  48. Paques, M., et al. In vivo observation of the locomotion of microglial cells in the retina. Glia. 58 (14), 1663-1668 (2010).
  49. Charbel Issa, P., et al. Optimization of in vivo confocal autofluorescence imaging of the ocular fundus in mice and its application to models of human retinal degeneration. Invest. Ophthalmol., & Vis. Sci. 53 (2), 1066-1075 (2012).
  50. Beynon, S. B., Walker, F. R. Microglial activation in the injured and healthy brain: what are we really talking about? Practical and theoretical issues associated with the measurement of changes in microglial morphology. 신경과학. 225 (2012), 162-171 (2012).
  51. Chan, J. W. Recent advances in optic neuritis related to multiple sclerosis. Acta Ophthalmol. 90 (3), 203-209 (2012).
  52. Frost, S., Martins, R. N., Kanagasingam, Y. Ocular biomarkers for early detection of Alzheimer’s disease. J. Alzheimer’s Dis. 22 (1), 1-16 (2010).
  53. Guo, L., Duggan, J., Cordeiro, M. F. Alzheimer’s disease and retinal neurodegeneration. Curr. Alzheimer Res. 7 (1), 3-14 (2010).
  54. Ikram, M. K., Cheung, C. Y., Wong, T. Y., Chen, C. P. Retinal pathology as biomarker for cognitive impairment and Alzheimer’s disease. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 83 (9), 917-922 (2012).
  55. Kersten, H. M., Roxburgh, R. H., Danesh-Meyer, H. V. Ophthalmic manifestations of inherited neurodegenerative disorders. Nat. Rev. Neurol. 10 (6), 349-362 (2014).
  56. Kesler, A., Vakhapova, V., Korczyn, A. D., Naftaliev, E., Neudorfer, M. Retinal thickness in patients with mild cognitive impairment and Alzheimer’s disease. Clin. Neurol. Neurosurg. 113 (7), 523-526 (2011).
  57. Petzold, A., et al. Optical coherence tomography in multiple sclerosis: a systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 9 (9), 921-932 (2010).
  58. Satue, M., et al. Retinal thinning and correlation with functional disability in patients with Parkinson’s disease. Br. J. Ophthalmol. 98 (3), 350-355 (2014).
  59. Bosco, A., Romero, C. O., Breen, K. T., Chagovetz, A. A., Steele, M. R., Ambati, B. K., Vetter, M. L. Neurodegeneration severity can be predicted from early microglia alterations monitored in vivo in a mouse model of chronic glaucoma. Dis Model Mech. , (2015).

Tags

Keywords: Retinal MicrogliaIn Vivo ImagingConfocal OphthalmoscopyCX3CR1GFP/+ Reporter MiceMicroglial ActivationMicroglial MorphometryChronic NeurodegenerationGlaucomaRetinal NeurodegenerationOptic Nerve
check_url/kr/52731?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Bosco, A., Romero, C. O., Ambati, B. K., Vetter, M. L. In Vivo Dynamics of Retinal Microglial Activation During Neurodegeneration: Confocal Ophthalmoscopic Imaging and Cell Morphometry in Mouse Glaucoma. J. Vis. Exp. (99), e52731, doi:10.3791/52731 (2015).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image