Summary

Isolierung von Murine Peritonealmakrophagen zur Durchführung Genexpressionsanalyse Nach Toll-like Rezeptoren Stimulation

Published: April 29, 2015
doi:

Summary

We describe here a simple protocol to isolate murine peritoneal macrophages. This procedure is followed by RNA extraction to carry out gene expression analysis upon Toll-like receptors stimulation.

Abstract

Während der Infektion und Entzündung, lassen zirkulierenden Monozyten in die Blutbahn und wandern ins Gewebe, wo sie in Makrophagen zu differenzieren. Makrophagen exprimieren Oberflächen Toll-like Rezeptoren (TLRs), die molekulare Muster in einer Vielzahl von Mikroorganismen durch Evolution konserviert zu erkennen. TLRs spielen eine zentrale Rolle in Makrophagenaktivierung, die in der Regel mit Genexpressionsänderung verbunden ist. Makrophagen sind kritisch bei vielen Krankheiten und werden als attraktive Ziele für eine Therapie entwickelt. In dem folgenden Protokoll beschreiben wir ein Verfahren, um murine peritoneale Makrophagen mit Brauerei Thioglykolat-Medium zu isolieren. Letzteres wird Monozytenmigration in das Peritoneum zu steigern, entsprechend wird dies Makrophagen-Ausbeute um das 10-fache zu erhöhen. Mehrere Studien wurden unter Verwendung von Knochenmark, Milz und peritoneale Makrophagen durchgeführt. Allerdings wurden peritoneale Makrophagen gezeigt reiferen auf Isolation zu sein und sind in ihrer funktionalen stabilerkeit und Phänotyp. So Makrophagen aus murinen Bauchhöhle isoliert präsentieren eine wichtige Zellpopulation, die in verschiedenen immunologischen und metabolischen Untersuchungen dienen kann. Nach der Isolierung wurden Makrophagen mit verschiedenen TLR-Liganden stimuliert und damit die Genexpression wurde ausgewertet.

Introduction

Retikuloendothelialen phagozytische System von Zellen in verschiedenen Geweben und Organen, wie Knochenmark, Blut, Leber und Milz besteht. Makrophagen werden in großem Umfang um den Körper, wo sie vor allem in angeborenen teilzunehmen und adaptiven Immunantwort zu steuern und zu Infektionen klar verteilt. Zusätzlich zu ihrer Rolle bei der Immunabwehr, Makrophagen spielen eine wichtige Rolle bei der Wundheilung und bei der Aufrechterhaltung Gewebshomöostase 1,2. Darüber hinaus sind Makrophagen nicht nur die Immunfunktion wichtig, sondern auch aktiv in Eisenhomöostase 3 teilzunehmen. Im Körper ist etwa 80% der Eisen im Hämoglobin in Erythrozyten vorhanden ist, die bei seneszenten werden von Makrophagen phagozytiert 4. Täglich, diese Makrophagen recyceln 25 mg von Erythrozyten-abgeleitete Eisen und bringt ihren Transport in das Plasma 5. Darüber hinaus während der Infektion und Entzündung, proinflammatorischen Makrophagen maskieren Serum-Eisen auf Eisen VERFÜGBARK reduzierenty, um Krankheitserreger, die an beiden systemischen und lokalen Ebenen 6-8. Wie gut, Studien haben gezeigt, dass vor allem Makrophagen und Hepatozyten erzeugen ein antimikrobielles Peptid namens Hepcidin, das als das Master-Regulator des Eisenstoffwechsels 9, 10 ist. Hepcidin wird hauptsächlich durch inflammatorische Stimuli erhöht und ist teilweise für die Eisenspeicherung in Makrophagen bei chronischen Entzündungen 11-13 verantwortlich. Wie Hepcidin-Expression in Makrophagen ist nicht sehr gut verstanden, haben wir untersucht die mögliche Rolle von Toll-like Rezeptoren (TLRs) in dieser Regelung. Die TLRs sind in erster Linie auf Makrophagen und spielen eine zentrale Rolle in der Aktivierung. Zusätzlich ist LPS induzierte Hepcidin Expression in der Leber hängt von TLR4 13. Daher unserer Untersuchung auszuführen, verwendeten wir ein Verfahren, das auf die Isolierung von murinen peritonealen Makrophagen.

Makrophagen-Zelllinien werden im Großen und Ganzen in Makrophagen Zucht eingesetzter Jahren; dennoch ausgedehnte Kultur Genverluste provozieren und verringerte Immunfunktionen in diesen Zelllinien. Somit ist die Isolierung von Makrophagen aus der Peritonealhöhle entscheidend.

Die Maus Bauchhöhle stellt eine ideale Ort, um Makrophagen 13-15 ernten. Isolated murinen peritonealen Makrophagen sind bequem für mehrere Studien in Bezug auf ihre immunologische Funktion. Jedoch ist die Anzahl von Makrophagen in das Peritoneum nicht ausreichend ist für umfangreiche Untersuchungen und wird geschätzt etwa 1 x 10 6 Makrophagen pro Maus. Somit Makrophagen Ausgang zu erhöhen, wurde eine sterile Hervorrufen Mittel wie Thioglykolat in die Bauchhöhle vor der Zellernte injiziert. Nach Thioglycolat Injektion wurde die Ausbeute an Makrophagen pro Maus durch das 10-fache erhöht. Trotz der Zunahme der Makrophagen Ertrag, Thioglycolat-Medium wirkt Brewer als Reizmittel, die eine Entzündungsreaktion induziert, was zur Rekrutierung von Makrophagen, die may, aber nicht notwendig Auswirkungen auf die Genexpression. Daher muss eine Kontrollgruppe, bestehend aus nicht-behandelten Makrophagen in jedem Experiment eingeschlossen sein. In unseren Händen, wurde Hepcidin-Expression, die stark durch eine Entzündung stimuliert wird nicht in nicht-behandelten Thioglycolat erkannt ausgelöst Peritonealmakrophagen. Darüber hinaus haben Studien gezeigt, dass Brewer Thioglycolat rekrutiert zahlreiche Makrophagen, aber nicht 16 aktivieren. Andererseits löste Brewer Thioglycolat Makrophagen zeigten einen Anstieg der lysosomalen Enzyms, aber eine Verringerung in der Tötung von Mikroorganismen 17 eingenommen. Allerdings wurde die Phagozytose nicht, wenn sie mit nicht-ausgelöst Makrophagen 16 im Vergleich betroffen.

Einmal in Schalen kultiviert, die Peritonealmakrophagen verwachsen und ermöglicht damit ihre Trennung von einer anderen Art von Zellen, die aus der Peritonealhöhle isoliert wird. Anschließend wurden die isolierten Makrophagen mit verschiedenen TLR Agonisten herausgefordert.Schließlich mRNA wurde aus den kultivierten Zellen extrahiert, und die Genexpression wurde durch quantitative reverse Transkriptase-Polymerasekettenreaktion (qRT-PCR) analysiert.

Protocol

Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit dem Canadian Council on Animal Care Leitlinien nach Genehmigung durch die Institutional Animal Care Committee des Centre de recherche du Centre Hospitalier de l'Université de Montréal (CRCHUM) durchgeführt. 1. Isolierung, Identifizierung und Kultur von Murine Peritonealmakrophagen Bereiten Sie 3,8% Brau Thioglykolat-Medium. Um dies zu tun, aussetzen 38 g Thioglykolat-Medium in 1000 ml destilliertem Wasser. Bringen Lösung zum Ko…

Representative Results

Zunächst gekennzeichnet die isolierten murinen peritonealen Makrophagen mittels Durchflusszytometrie. Um dies zu tun, haben wir (F4 / 80) Antikörper, die spezifisch Marker nur durch Makrophagen zu erkennen. Diese Charakterisierung wird benötigt, um die Prozentzahl der isolierten Makrophagen zu bestimmen und sie unter den Zellen während des Isolierungsprozesses erhaltenen unterscheiden. Wie in (1) gezeigt, ist der Prozentsatz von Zellen, die das Antigen F4 / 80 wurde übereinstimmend festgestellt, ü…

Discussion

Makrophagen sind von entscheidender Bedeutung für das Überleben und ein verlockendes Ziel, um den Host für immunologische Ziele zu manipulieren. Die Entdeckung von TLR und andere Erkennungsmoleküle das Makrophagen zur Mitte der immunologischen Debatte geführt. Makrophagen sind auf eine Vielzahl von Stimuli, einschließlich Cytokinen, Schadens-associated molecular pattern Moleküle (dämpft) 20 und Moleküle mit Gruppen von Pathogenen (PAMPS) 21 verbunden. Diese Reaktionen unterschiedliche Stim…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde unterstützt durch einen Zuschuss aus den Natur- und Ingenieurwissenschaften Research Council of Canada unterstützt (NSERC, gewähren keine 298.515-2011). AL ist der Empfänger eines Ph.D. Stipendium von den Natur- und Ingenieurwissenschaften Research Council of Canada (NSERC) und MS wurde aus einem Zuschuss von der kanadischen Institutes of Health Research (CIHR, gewähren keine. MOP123246).

Materials

C57BL/6 mice Charles River Laboratories, Inc. (Wilmington, MA, USA) 475
Thioglycollate Sigma-Aldrich, (St. Louis, MO) 19032-500G
70% ethanol
10% sodium pentobarbital (Used for mice anesthesia (80 mg/kg, i.p.))
Dulbecco’s phosphate-buffered saline (DPBS), placed on ice and will serve to harvest macrophages WISENT INC Canada (QC) 311-425-CL
RPMI medium 1640 (Supplement with penicillin, streptomycin, L-glutamine, and 10 % fetal calf serum). WISENT INC Canada (QC) 350-000-CL
1 and 5 ml syringes BD USA (NJ) 309659
Six-well plates Corning Incorporated (NY, USA) MCT-150-C
Bacterial lipoprotein Pam3CSK4 (0.5 mg/ml) InvivoGen (San Diego, USA) TLRL-pm25
Polyionosine–polycytidylic acid (Poly(I:C)) (10 mg/ml) InvivoGen (San Diego, USA) TLRL-PIC
LPS from Escherichia coli 055:B5 (100 ng/ml) InvivoGen (San Diego, USA) L2880
Purified flagellin from Salmonella typhimurium (100 ng/ml) InvivoGen (San Diego, USA) TLR-FLIC-10
Lipoprotein synthetic FSL1 (100 ng/ml) InvivoGen (San Diego, USA) TLR-FSL
ssRNA derived from the HIV-1 long terminal repeat ssRNA40 (1 μg/ml) InvivoGen (San Diego, USA) TLR-LRNA-40
Type B CpG oligonucleotide ODN1826 (1 μM) InvivoGen (San Diego, USA) 11B16-MM
TRIZOL Invitrogen, (Burlington, ON, Canada) 15596-026
20g and 23g needles BD USA (NJ) 305175
Scissor
Forceps
50 ml conical tubes placed on ice Sarstedt (Newton, MA, USA) 62.547.205
Red Blood Cells Lysis Buffer Sigma-Aldrich, (St. Louis, MO) R7757-100ML
Refrigerated centrifuge
Hemocytometer
F4/80 antibody BIO-RAD ( CA, USA) MCA497APC
CD16/CD32 antibodies Pharmingen, {Mississauga, ON, CA) 553141
Flow Cytometer Coulter Epics Elite counter, Coulter, (Hialeah, FL,USA)
Six-well plates Corning Incorporated (NY, USA) MCT-150-C
Bacterial lipoprotein Pam3CSK4 (0.5 mg/ml) InvivoGen (San Diego, USA) TLRL-pm25
Polyionosine–polycytidylic acid (Poly(I:C)) (10 mg/ml) InvivoGen (San Diego, USA) TLRL-PIC
LPS from Escherichia coli 055:B5 (100 ng/ml) InvivoGen (San Diego, USA) L2880
Purified flagellin from Salmonella typhimurium (100 ng/ml) InvivoGen (San Diego, USA) TLR-FLIC-10
Lipoprotein synthetic FSL1 (100 ng/ml) InvivoGen (San Diego, USA) TLR-FSL
ssRNA derived from the HIV-1 long terminal repeat ssRNA40 (1 μg/ml) InvivoGen (San Diego, USA) TLR-LRNA-40
Type B CpG oligonucleotide ODN1826 (1 μM) InvivoGen (San Diego, USA) 11B16-MM
TRIZOL Invitrogen, (Burlington, ON, Canada) 15596-026
1.5 ml Eppendorf tubes Axygen Scietific (CA,USA) 3516
Chloroform Fisher Scientific (ON, Canada) UN1888
Isopropyl alcohol JT Baker (PA, USA) 70566
75% ethanol (in DEPC treated water) Commercial Alchohols (QC, Canada) 17394
0.01% diethyl pyrocarbonate (DEPC) treated water (let stand overnight and autoclave) Sigma-Aldrich, (St. Louis, MO) 216.542.8
Omniscript RT-PCR system Qiagen, (Mississauga, ON, Canada) 205113
Rotor Gene 3000 Montreal Biotech, (Kirkland, QC, Canada)
QuantiTect SYBR Green I PCR kits Qiagen, (Mississauga, ON, Canada) 204141

References

  1. Pollard, J. W. Trophic macrophages in development and disease. Nat Rev Immunol. 9 (4), 259-270 (2009).
  2. Gordon, S. Alternative activation of macrophages. Nat Rev Immunol. 3 (1), 23-35 (2003).
  3. Koury, M. J., Ponka, P. New insights into erythropoiesis: the roles of folate, vitamin B12, and iron. Annu Rev Nutr. 24, 105-131 (2004).
  4. Sheftel, A. D., Kim, S. F., Ponka, P. Non-heme induction of heme oxygenase-1 does not alter cellular iron metabolism. J Biol Chem. 282 (14), 10480-10486 (2007).
  5. Hershko, C. Storage iron regulation. Prog Hematol. 10, 105-148 (1977).
  6. Collins, H. L. Withholding iron as a cellular defence mechanism–friend or foe. Eur J Immunol. 38 (7), 1803-1806 (2008).
  7. Noyes, W. D., Bothwell, T. H., Finch, C. A. The role of the reticulo-endothelial cell in iron metabolism. Br J Haematol. 6, 43-55 (1960).
  8. Layoun, A., Huang, H., Calve, A., Santos, M. M. Toll-like receptor signal adaptor protein MyD88 is required for sustained endotoxin-induced acute hypoferremic response in mice. Am J Pathol. 180 (6), 2340-2350 (2012).
  9. Zumerle, S., et al. Targeted disruption of hepcidin in the liver recapitulates the hemochromatotic phenotype. Blood. 123 (23), 3646-3650 (2014).
  10. Nguyen, N. B., Callaghan, K. D., Ghio, A. J., Haile, D. J., Yang, F. Hepcidin expression and iron transport in alveolar macrophages. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 291 (3), L417-L425 (2006).
  11. Nemeth, E., et al. Hepcidin, a putative mediator of anemia of inflammation, is a type II acute-phase protein. Blood. 101 (7), 2461-2463 (2003).
  12. Nemeth, E., et al. Hepcidin regulates cellular iron efflux by binding to ferroportin and inducing its internalization. Science. 306 (5704), 2090-2093 (2004).
  13. Constante, M., et al. Distinct requirements for Hfe in basal and induced hepcidin levels in iron overload and inflammation. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 291 (2), G229-G237 (2006).
  14. Zhang, X., Goncalves, R., Mosser, D. M. The isolation and characterization of murine macrophages. Curr Protoc Immunol. Chapter 14 (Unit 14 11), (2008).
  15. Ray, A., Dittel, B. N. Isolation of mouse peritoneal cavity cells. J Vis Exp. (35), (2010).
  16. Leijh, P. C., van Zwet, T. L., ter Kuile, M. N., van Furth, R. Effect of thioglycolate on phagocytic and microbicidal activities of peritoneal macrophages. Infect Immun. 46 (2), 448-452 (1984).
  17. Dy, M., Debray-Sachs, M., Kamoun, P., Hamburger, J. Effect of thioglycollate on macrophage lysosomal enzymes. Biomedicine. 29 (5), 167-170 (1978).
  18. Li, Y. M., Baviello, G., Vlassara, H., Mitsuhashi, T. Glycation products in aged thioglycollate medium enhance the elicitation of peritoneal macrophages. J Immunol Methods. 201 (2), 183-188 (1997).
  19. Layoun, A., Santos, M. M. Bacterial cell wall constituents induce hepcidin expression in macrophages through MyD88 signaling. Inflammation. 35 (4), 1500-1506 (2012).
  20. Oppenheim, J. J., Yang, D. Alarmins: chemotactic activators of immune responses. Curr Opin Immunol. 17 (4), 359-365 (2005).
  21. Akira, S., Uematsu, S., Takeuchi, O. Pathogen recognition and innate immunity. Cell. 124 (4), 783-801 (2006).
  22. Lang, R., Patel, D., Morris, J. J., Rutschman, R. L., Murray, P. J. Shaping gene expression in activated and resting primary macrophages by IL-10. J Immunol. 169 (5), 2253-2263 (2002).
  23. Wang, C., et al. Characterization of murine macrophages from bone marrow, spleen and peritoneum. BMC Immunol. 14 (6), (2013).
  24. Austin, P. E., McCulloch, E. A., Till, J. E. Characterization of the factor in L-cell conditioned medium capable of stimulating colony formation by mouse marrow cells in culture. J Cell Physiol. 77 (2), 121-134 (1971).
  25. Cannon, G. J., Swanson, J. A. The macrophage capacity for phagocytosis. J Cell Sci. 101 (Pt 4), 907-913 (1992).
  26. Wang, Y., Harris, D. C. Macrophages in renal disease. J Am Soc Nephrol. 22 (1), 21-27 (2011).
  27. Edwards, J. P., Zhang, X., Frauwirth, K. A., Mosser, D. M. Biochemical and functional characterization of three activated macrophage populations. J Leukoc Biol. 80 (6), 1298-1307 (2006).
  28. Hoover, D. L., Nacy, C. A. Macrophage activation to kill Leishmania tropica: defective intracellular killing of amastigotes by macrophages elicited with sterile inflammatory agents. J Immunol. 132 (3), 1487-1493 (1984).
  29. Schleicher, U., Bogdan, C. Generation culture and flow-cytometric characterization of primary mouse macrophages. Methods Mol Biol. 531, 203-224 (2009).
check_url/kr/52749?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Layoun, A., Samba, M., Santos, M. M. Isolation of Murine Peritoneal Macrophages to Carry Out Gene Expression Analysis Upon Toll-like Receptors Stimulation. J. Vis. Exp. (98), e52749, doi:10.3791/52749 (2015).

View Video