Summary

Udviklet 3D Silke-collagen-baserede model for polariseret nervevæv

Published: October 23, 2015
doi:

Summary

Insight into the complex actions of the brain requires advanced research tools. Here we demonstrate a novel silk-collagen-based 3D engineered model of neural tissue resembling brain-like architecture. The model can be used to study neuronal network assembly, axonal guidance, cell-cell interactions and electrical activity.

Abstract

Despite huge efforts to decipher the anatomy, composition and function of the brain, it remains the least understood organ of the human body. To gain a deeper comprehension of the neural system scientists aim to simplistically reconstruct the tissue by assembling it in vitro from basic building blocks using a tissue engineering approach. Our group developed a tissue-engineered silk and collagen-based 3D brain-like model resembling the white and gray matter of the cortex. The model consists of silk porous sponge, which is pre-seeded with rat brain-derived neurons, immersed in soft collagen matrix. Polarized neuronal outgrowth and network formation is observed with separate axonal and cell body localization. This compartmental architecture allows for the unique development of niches mimicking native neural tissue, thus enabling research on neuronal network assembly, axonal guidance, cell-cell and cell-matrix interactions and electrical functions.

Introduction

Centralnervesystemet (CNS) kan påvirkes af en række lidelser, der involverer vaskulære, strukturelle, funktionelle, infektiøs eller degenerativ. Det anslås 6,8 millioner mennesker dør hvert år som følge af neurologiske lidelser, der udgør en stigende samfundsøkonomisk byrde på verdensplan 1. Det er dog kun få af de lidelser har tilgængelige behandlinger. Der er derfor et kritisk behov for innovative terapeutiske strategier for patienter, der lider af neurologiske lidelser. Desværre er der mange CNS-målrettede lægemidler mislykkes i kliniske forsøg, delvis på grund af udnyttelsen af ​​utilstrækkelige prækliniske forskning modeller, som ikke tillader vurdering af akutte og kroniske virkninger med fysiologisk relevante funktionelle udlæsninger.

Trods betydelige forskningsindsats i løbet af de seneste årtier, er der et stort beløb ukendt om strukturen og funktionen af ​​CNS. For at få mere viden, dyremodeller ofte osed til at modellere patologiske tilstande, såsom traumatisk hjerneskade (TBI) eller demens, især i prækliniske studier. Adskiller sig imidlertid væsentligt fra dyr mennesker både anatomi CNS, samt i funktion, genekspression og metabolisme 2-4. På den anden side, 2D in vitro kulturer er den fælles metode til at undersøge cellebiologi og anvendes rutinemæssigt til lægemiddelforskning. Men 2D cellekulturer mangler kompleksitet og fysiologiske relevans i forhold til menneskelige hjerne 5-7. Mens der er ingen erstatning for de lave omkostninger og enkelhed i cellekultur studier 2D eller kompleksitet, som dyremodeller, kunne 3D tissue engineering generere forbedrede forskning modeller til at lukke hullet, der eksisterer mellem 2D in vitro og in vivo tilgange. 3D tissue engineering giver mere fysiologisk relevante forsøgsbetingelser opnået af 3D celle-celle interaktioner og ekstracellulære signaler fra de biomateriale stilladser. DespITE den betydelige beviser bag værdien af 3D-kulturer, der i øjeblikket kun få 3D CNS væv modeller som stamcelle-afledte organoide kulturer 8-10, neurospheroids 11 og spredte hydrogel kulturer 12,13. Der er blevet anvendt avancerede tekniske metoder, herunder flerlags litografi 14 og 3D-print 15 for at studere lunge-, lever- og nyrevæv. Der er imidlertid manglen på 3D CNS modeller, der giver mulighed for opdelte neuronal vækst, såsom efterligne den korticale arkitektur og biologi. Adskilt væksten af neuritter fra neuronale cellelegemer er tidligere blevet påvist i 2D kulturer ved hjælp microfabrication 16,17 tillader studiet af axon-tarmkanalen opsporing, calciumindstrømning, netværksarkitektur og aktiviteter. Denne idé inspireret os til at udvikle en 3D-polariseret nervevæv, hvor celle organer og axonale skrifter er placeret i forskellige rum efterligner den lagdelte arkitektur af hjernen 18 </sup>. Vores tilgang er baseret på anvendelsen af ​​unikke silke stillads design, som kan rumme høj tæthed af celler i et lukket volumen og tillader udvækst af tætte axonal netværk i en kollagengel. Her demonstrerer vi den fulde samling proceduren for hjerne-lignende væv, herunder stillads fabrikation og neuronal kultur.

Protocol

Hjernevævet isolation protokol blev godkendt af Tufts University Institutional Animal Care og brug Udvalg og i overensstemmelse med de National Institutes of Health Guide til Pleje og anvendelse af forsøgsdyr (Institutional Animal Care og brug Udvalg B2011-45). 1. Silke Scaffold Forberedelse Forbehandling af silke løsning fra Bombyx mori kokoner som beskrevet tidligere 19,20. Skær hver puppe i 8 lige store stykker med en saks. Brug omkring 11 kokoner til 5 g af fragmenterede kokoner. (15 min) Forbered 2 liter 0,02 M Na 2 CO 3-opløsning og bringe det til at koge under anvendelse af en varmeplade. (15 min) 5 g af fragmenterede kokoner vejes, og kog dem i Na 2 CO 3 opløsning i 30 minutter. Rør det kogende silke hvert par minutter med en spatel. Dette trin, også kaldet de-Gumming, renser silkefibroin fra hydrofile proteiner, sericins. (30 min) <li> Vrid fibroin i hånden og skyl det i destilleret vand mindst tre gange for at udvaske resterende sericin og kemikalier. (5 min) Placer den våde fibroin på en petriskål og tør fibroin ekstrakt i strømmen hætte O / N. Den næste dag vejer den tørre fibroin masse og placer fibroin i et glas bægerglas. (15 min) For at opløse fibroin i 9,3 M opløsning LiBr, beregner det nødvendige volumen (i ml) af LiBr ved at multiplicere massen af ​​tør fibroin med 4. Hæld langsomt LiBr opløsning over silkefibroinet og fordybe alle fibroin fibre ved hjælp af spatel. Bægerglasset dækkes for at forhindre fordampning og placere den ved 60 ° C i 4 timer for at tillade fibrene at opløse. (15 min) Ved hjælp af sprøjten, indsamle fibroin løsning fra bægeret, og læg det ind i MWCO 3.500 dialyse kassetter. Udfør dialyse mod destilleret vand i 48 timer. Skift vandet hver par timer. Ved hjælp af sprøjten, indsamle fibroin løsning frakassetterne i 50 ml koniske rør og centrifugeres to gange ved 9.000 rpm (12.700 x g ~) ved 4 ° C i 20 minutter. Hæld supernatanten til et frisk rør efter hvert centrifugeringstrin og kassér pellet. (40 min) Måle koncentrationen af ​​fibroin ved at estimere tørvægt. Hæld 1 ml silke opløsning i en vejer båd. Tør prøven i ovnen ved 60 ° C i 2 timer. Tør silkefibroinet vejes, og beregne koncentrationen af ​​silkefibroinet opløsning ved at multiplicere den opnåede vægt med 100. Den forventede koncentration af silke løsning er 6-9% (vægt / volumen). Juster silke fusions 6% (vægt / volumen) ved at fortynde det i destilleret vand. Stoppunkt: Den flydende silkefibroin kan opbevares ved 4 ° C i op til en måned i en lukket beholder. Udarbejdelse af porøse stilladser fra silke løsning. Si granulære NaCl at adskille granulatet størrelse 500-600 um, som vil blive anvendt i senere trin. Kassér granulatets størrelse under 500 um og 600 um over. (15 min) Hæld 30 ml 6% silke opløsning i polytetrafluorethylen (PTFE) formen (figur 1). Scatter forsigtigt 60 g sigtet NaCI over silke. Tryk på beholderen for at opnå et ensartet lag af salt. Inkuber 48 timer ved stuetemperatur for at polymerisere silke. Anbring formen PTFE stilladset-holdige i ovnen ved 60 ° C i 1 time for at færdiggøre polymerisation og fordampe den resterende væske. Placer indholdet af skimmel PTFE i et bægerglas indeholdende 2 l destilleret vand i 48 timer for at sive ud saltet. Skift vandet 2-3 gange om dagen. Fjern svamp stilladser fra formene når saltet er fuldstændigt udvaskes Standsningssted:. Svampene kan opbevares nedsænket i vand ved 4 ° C i en lukket beholder for at forhindre stilladser af dehydrering. Når du er klar, skåret ud af stilladser med 5 mm i diameter biopsi punch. Forskårne scaffolds at nå ca. 2 mm i højden. PuNCH ​​ud midten af stilladset med 2 mm diameter biopsitang (figur 2A). (1 time) Autoklaver stilladserne nedsænket i vand for at sterilisere dem (våd cyklus, 121 ° C, 20 min) Standsningssted:. Svampene kan opbevares nedsænket i vand ved 4 ° C i en lukket beholder for at forhindre stilladser af dehydrering. Før den planlagte cellepodning, fordybe stilladser i sterilt 0,1 mg / ml poly-D-lysin (PDL) opløsning. Der inkuberes i 1 time ved 37 ° C. Vask scaffolds 3x med phosphatbufret saltvand (PBS) for at fjerne ikke-bundet PDL. (30 min) 2. Isolering af rotte corticalneuroner Dissekere cortex fra fosterdag 18 (E18) Sprague-Dawley-rotter som tidligere beskrevet af Pacifici og Peruzzi 27 efter godkendt dyreprotokollen opnås. (2 timer) Inkuber 10 cortex i 5 ml 0,25% trypsin med 0,3% DNase I (fra bovin pancreas) i 20 minutter ved 37 ° C. Inaktivere trypsin ved tilsætning lige så stort volumen 1 mg / ml sojabønne protein. Udriv cortex under anvendelse af 10 ml Pasteur pipette ved pipettering op og ned 20 gange, indtil en enkelt cellesuspension genereres. Være blid og undgå luftboble formation. (10 min) Centrifuger cellesuspensionen ved 127 xg i 5 minutter. Resuspender cellepelleten i 10 ml dyrkningsmedium (Neurobasal medium, 1x B27 supplement, 1x Glutamax, 1% penicillin / streptomycin). Tæl cellerne. Koncentrationen af forventede celle er omkring 2×10 7 / ml. (20 min) 3. Konstruer Samling og Kultur Stillads podning med celler. Flyt sterile stilladser og alle de nødvendige redskaber i en cellekultur hætte. Ved hjælp af en steril pincet placere stilladser i en 96-brønds celledyrkningsplade fordeling én stillads per brønd. (10 min) Fordybe stilladser i cellekulturmedium at ækvilibrere dem forud for celle frøING. Der inkuberes i 1 time ved 37 ° C. (10 min) Aspirer overskud af mediet fra skeletterne. Påfør 100 pi cellesuspension / stillads. (10 min) Inkuber cellerne ved 37 ° CO / N for at tillade cellebinding til stilladset. Den følgende morgen aspirere de ikke-bundne celler og anvende 200 ul / brønd af frisk dyrkningsmedium. (10 min) Scaffold indlejring med collagenmatrix. (2 timer) Placer 10x PBS, vand, 1 N NaOH og rotte hale I collagen på is. Forbered en arbejdsgruppe løsning af kollagen som pr fabrikantens anvisninger. Opretholde på is, indtil de celle-podet konstruktioner er klar (op til 1 time). Fjern celle-seedede silke-konstruktioner fra inkubatoren og opsug overskud af mediet. Ved hjælp af en steril pincet overføre stilladser til de tomme brønde på brøndplade og fordybe hvert stillads i 100 pi 3 mg / ml collagen-opløsning. Placer vævskulturplade tilbagei inkubatoren i 30 minutter for at tillade polymerisering af collagen. Påfør 100 pi foropvarmet celledyrkningsmedium / brønd. Kultur konstruktionerne i en uge ændre mediet hver dag ved kun at erstatte halvdelen af ​​volumenet af mediet. 4. mikroskopianalyse Levende / dead farvning (1 time) Forbered stamopløsning af propidiumiodid (PI) 1 mg / ml (1,5 mM) i destilleret vand. Forbered stamopløsning af fluoresceindiacetat (FDA) 2 mg / ml i acetone. Forbered arbejdet opløsning indeholdende 10 uM PI og 0,15 uM FDA fortyndet i PBS. Pre-varme opløsningen til 37 ° C i et vandbad. Vask cellerne med forvarmet PBS for at fjerne de serumesteraser. Aspirere PBS. Anvend det foropvarmede brugsopløsning på cellerne i 2 minutter og vask det med PBS. Brug epifluorescensmikroskop til billedet cellerne (PI ex λ = 490 nm, em λ = 570 nm; FDA ex λ = 490 nm, em λ = 514 nm). Pletten forbliver stabil over 40 min. Langvarig farvning kan resultere i uspecifik farvning som følge af PI-optagelse af cellerne og co-lokalisering af PI / FDA i celler. Immunfarvning Ved det ønskede tidspunkt for kultur fikseres cellerne med 4% paraformaldehyd (PFA) i 30 minutter ved stuetemperatur. På grund af giftigheden af ​​PFA dampe fastsættelse trin skal udføres i stinkskab. Vask stilladser med 3x PBS Standsningssted:. PFA-faste konstruktioner kan opbevares i PBS ved 4 ° C i flere dage før man går videre med yderligere skridt. Inkubér stilladser i 0,2% Triton, 0,25% bovint serumalbumin (BSA) i PBS indeholdende primære antistof O / N ved 4 ° C. Den følgende dag skille farveopløsningen og vask stilladser 3 x 30 min med PBS for at fjerne det ubundne primære antistof. Inkuber prøverne med sekundært antistof fortyndet i 0,2% Triton, 0,25% BSA i PBS i 2timer ved stuetemperatur. Fjern farveopløsningen og vask stilladser 3 x 30 min med PBS for at fjerne det ubundne sekundært antistof. Billede stilladserne ved hjælp af en konfokal mikroskop med 20X målsætning ved at tage 100 um z-sektioner af prøven med 1 um trin. At visualisere de tynde neuritter billedets opløsning bør være på minimum 1.024 x 1.024 pixel. RNA, DNA og protein isolering Bemærk: RNA, DNA og protein isolering udføres ved anvendelse af et kommercielt AllPrep DNA / RNA / Protein Mini Kit ifølge producentens instruktioner. Ved hjælp af en steril pincet overføre stilladser ud af dyrkningsplade til et 2 ml sterilt rør. Placer en stillads per rør. Tilsæt 200 pi RLT buffer til hvert rør. Forstyrre konstruktionen ved at fragmentere det med sterile microscissors. At homogenisere forstyrret væv, overføre indholdet af røret til spin-søjle. Spin i 2 min ved fuld hastighed i en mikrocentrifuge.Lysatet homogeniseres, idet den passerer gennem spinkolonne. Saml gennemstrømningen og bruge det samme at isolere RNA, DNA og protein ved at følge fabrikantens protokol. Kvantificere udbyttet af nukleinsyrerne enhver anden kompatibel metode (f.eks NanoDrop). Kvantificere proteinudbyttet hjælp BCA Protein Assay ifølge producentens instruktioner. Måle resultatet af assayet under anvendelse mikropladelæser ved en bølgelængde 562 nm. Bemærk: Det forventede udbytte af nukleinsyrer og protein pr konstruktion i forhold til celledensiteten er vist i figur 4.

Representative Results

Solid silke svampe forskåret til doughnutform repræsenterer en unik og enkel ide at opnå en rumopdelt arkitektur ligner nervevæv (figur 2A). Den meget porøse struktur af stilladset med porestørrelse på ca. 500 um resulterer i usædvanligt højt overfladeareal muliggør podning og vækst af høj celledensitet inden for et lille volumen (2×10 7 / ml) (figur 2B). Derudover høje porøsitet stilladset muliggør ubegrænset diffusion af næringsstoffer og affald resulterer i overlegen levedygtighed tætte cellekulturer over længere tidsrammer. Efter podning neuronerne hurtigt og ensartet vedhæfte til overfladen af ​​stilladset porer. Efter cellebinding er færdig og cellerne ækvilibreres på silke substrat, svampen stillads fyldt med bløde collagenmatrix med henblik på at give et 3D-miljø for axonal netværksdannelse (figur 3 </strong>). I fravær af collagen matrix af opdelingen i axoner og cellelegemer er ikke mulig, da neuroner vokser forlængelser kun på overfladen af porerne, hvilket resulterer i blandede netværk, som findes med 2D overflader (figur 3B). I modsætning hertil kollagengelen giver en meshwork der understøtter omfattende axonal udvækst i 3D, mens neuronale cellelegemer forbliver fastgjort til silke scaffold (figur 3C). Dette mønster vækst fører til opdeling af celle organer og rene axonale netværk (figur 3D), som ligner den grå og hvide substans i cortex i hjernen. Bortset fra mikroskopi, kan konstruktionerne evalueres med en række andre metoder 18, afhængigt af spørgsmålet bag forsøget. For eksempel kan isolering af DNA, RNA og protein fra konstruktionerne let udføres under anvendelse af kommercielle kits (figur 4). Udbyttet af nukleinsyrer og proteiner peR konstrukt afhænger af antallet af celler oprindeligt podet på silke stilladser. Jo flere celler podet jo højere udbytte af DNA, RNA og protein. Figur 1. PTFE støbeform anvendt til silke svamp stillads forberedelse Dimensionerne:.. 10 cm i diameter, 2 cm højde Klik her for at se en større version af dette tal. Figur 2. 3D hjerne-lignende væv model. (A) porøs silke svamp stillads. (B) Levende / døde farvning af neuroner på dag 1 efter såning på silke stillads før kollagen indlejring (grøn-levende celler, røde døde celler). Paneler på højre side viser magnification af areal fanget i røde rammer. Klik her for at se en større version af dette tal. Figur 3. Neuronal opdelte udvækst i 3D hjerne-lignende væv model (A) Scaffold rum:. Rød-celle krop rum, Blue-axonal rum. (B) Neuronal vækstmønster på dag 1 efter såning før kollagen indlejring. (C). Neuronal udvækst på dag 7 efter podning i cellen kroppen rum. (D) Neuronal udvækst på dag 7 efter podning i axonal rum. Grøn -. ΒIIITubulin Klik her for at se en større version af dennefigur. Figur 4. Forventede udbytte af (A) RNA og DNA og (B) protein pr konstruktionen i forhold til mængden af celler podet pr stilladset (± SD, n = 5). Venligst klik her for at se en større version af dette tal .

Discussion

Here we described the guidelines to assemble a compartmentalized 3D brain-like tissue model. The model is characterized by dense polarized culture of neurons resulting in the development of two morphologically different compartments: one containing densely packed cell bodies, second containing pure axonal networks. Overall, the scaffold architecture and growth pattern mimic brain cortical tissue including the six laminar layers and white matter tracts21.

The donut-shaped silk protein-based tissue model allows for modifications and tuning of mechanical properties, versatile structural forms, hydrogel fillers and cellular components. Thus, this tissue model establishes a base platform for a wide range of studies. Silk is a favorable candidate for biomaterial platforms due to its biocompatibility, aqueous-based processing, and robust mechanical and degradation properties22. The silk matrix also serves as a stable anchor to reduce collagen gel contraction over time in culture. The properties such as silk concentration and porosity of the scaffold used in this model have been previously adjusted to achieve optimal cell growth and mechanical properties resulting in brain-like tissue elasticity18,23,24. We suggest to keep these parameters constant to ensure the successful outcome and reproducibility of the experiments.

The 3D neuronal network formation was achieved by combining two types of biomaterials with different mechanical properties: a stiff scaffold to provide neuronal anchoring and a softer gel matrix to permit axon penetration and connectivity in 3D. Selective material preferences of the silk scaffold and soft hydrogel provide the underlying principle for compartmentalizing the neurons from the axonal connections. Due to the inert nature of the silk scaffold, functionalization with poly-D-lysine is required for neuronal attachment. However, other cell adhesion promoting factors can be applied such as RGD25 or fibronectin26. To achieve the 3D network formation the silk scaffold needs to be filled with hydrogel in a timely manner as soon as neurons are attached to the scaffold. Likewise, the collagen matrix filler can be replaced by other hydrogels, thus allowing the study of the influence of 3D extracellular environments on axonal network formation to serve as a platform to evaluate novel hydrogels in terms of neuronal compatibility. Additionally, apart from rat cortical neurons other neuronal sources such as hippocampal neurons or induced pluripotent cell (iPSc)-derived neurons can be utilized. Moreover, the tissue model can be used to study heterocellular interactions by including glial cells along with neurons and to build more complex brain-like tissue.

As shown previously, our model can be utilized to evaluate neuronal functionality in 3D microenvironment with a variety of assays such as cell viability, gene expression, LC-MS/MS and electrophysiology, thus demonstrating physiological relevance of the model18. Other methods, which are frequently utilized to evaluate 3D tissue-engineered constructs, such as immunostaining and microscopy8,9,11 can also be used to assess cell distribution and extent of axonal network formation. However, it has to be noted, that due to the high density of the collagen matrix, the penetration of antibodies and depth of the imaging is limited to few hundred micrometers. Moreover, the signal to noise ratio may be affected by nonspecific background fluorescence. This can be overcome by using lipophilic cell tracers and genetically expressed fluorescent proteins which diminish the need for immunostaining11. Alternatively, the imaging can be performed with 2-photon microscopy instead of usual one-photon technique, which may reduce the signal loss, photobleaching, and can be extended to several hundred micrometers of depth.

Summarizing, the silk and collagen-based brain-like tissue offers a robust platform to study neuronal networks in 3D and is a starting point for the development of more advanced models of neurological disorders in the future. Independent from the mode of evaluation, the relative simplicity of this tissue model supports its utility, success and reproducibility.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank the laboratory of Dr. Stephen Moss for providing embryonic rat brain tissues. M.D.T. designed the original protocol. This work was funded by National Institutes of Health P41 Tissue Engineering Resource Center Grant EB002520. K.C. was supported with Postdoctoral Fellowship from German Research Foundation (DFG) (CH 1400/2-1).

Materials

Na2CO3 Sigma-Aldrich 223530
LiBr Sigma-Aldrich 213225
MWCO 3500 dialysis cassettes  Thermo Fisher 66110
Heating plate Fisher Scientific Isotemp
Centrifuge 5804 R Eppendorf
Sieve Fisher Scientific No. 270, No. 35, No. 30
PTFE mold made in house (Figure 1) 10 cm diameter, 2 cm height
NaCl Sigma-Aldrich 71382
Biopsy Punch 5mm World Precision Instrument 501909
Biopsy Punch 2mm World Precision Instrument 501908
poly-D-lysine Sigma-Aldrich P6407-5MG final concentration 10 ug/ml, dissolved in water
PBS Sigma-Aldrich D1283-500ML
Trypsin Sigma-Aldrich T4049-500ML
DNase Roche 10104159001 final concentration 0.3%
Soybean protein Sigma-Aldrich T6522-100MG final concentration 1 mg/ml
Neurobasal medium Gibco 21103049 warm up to 37°C before use
B27 supplement 50x Gibco 17504-044
Glutamax Gibco 35050-061
Penicilin Streptomycin Corning 30-002-CI
Collagen I, rat tail, 100 mg Corning 354236 final concentration 3 mg/ml
NaOH Sigma-Aldrich S2770 corrosive
Propidium Iodide Sigma-Aldrich P4170-10MG toxic
Fluorescein Diacetate Sigma-Aldrich F7378-5G
Olympus MVX10 Olympus
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich P6148 toxic, final concentration 4%
Bovine Serum Albumin Sigma-Aldrich A7906-10G
anti-βIIITubulin antibody  Sigma-Aldrich T2200 rabbit 1:500
anti-rabbit Alexa-546 Molecular Probes A11010 goat 1:250
goat serum Sigma-Aldrich G9023-5ML
Leica SP2 confocal microscope Leica objective 20x
QIAshredder Qiagen 79654
AllPrep DNA/RNA/Protein Mini Kit Qiagen 80004
Ethyl alcohol, Pure Sigma-Aldrich E7023 
2-Mercaptoethanol Sigma-Aldrich 63689
NanoDrop 2000c/2000 UV-Vis Spectrophotometer Thermo Scientific
BCA protein assay Thermo Scientific 23225
Plate reader Spectramax M2 Molecular Devices absorbance 562 nm
Micro Scissors, Economy, Vannas-type TedPella 1346

References

  1. Dua, T., Janca, A., Kale, R., Montero, F., Muscetta, A., Peden, M. Chapter 1, Public health principles and neurological disorders. Neurological Disorders. , (2005).
  2. Ohtsuki, S., Hirayama, M., Ito, S., Uchida, Y., Tachikawa, M., Teresaki, T. Quantitative targeted proteomics for understanding the blood-brain barrier: towards pharmacoproteomics. Expert. Rev. Proteomic. 11 (3), 303-313 (2014).
  3. Hyder, F., Rothman, D. L., Bennett, M. R. Cortical energy demands of signaling and nonsignaling components in brain are conserved across mammalian species and activity levels. Proc Natl Acad Sci USA. 110 (9), 3549-3554 (2013).
  4. Wesseling, H., et al. A combined metabonomic and proteomic approach identifies frontal cortex changes in a chronic phencyclidine rat model in relation to human schizophrenia brain pathology. Neuropsychopharmacology. 38 (12), 2532-2544 (2013).
  5. Fawcett, J. W., Housden, E., Smith-Thomas, L., Meyer, R. L. The growth of axons in three-dimensional astrocyte cultures. Dev Biol. 135 (2), 449-458 (1989).
  6. Cullen, D. K., Simon, C. M., LaPlaca, M. C. Strain rate-dependent induction of reactive astrogliosis and cell death in three-dimensional neuronal-astrocytic co-cultures. Brain Res. 1158, 103-115 (2007).
  7. East, E., de Oliveira, D. B., Golding, J. P., Phillips, J. B. Alignment of astrocytes increases neuronal growth in three-dimensional collagen gels and is maintained following plastic compression to form a spinal cord repair conduit. Tissue Eng. Part A. 16 (10), 3173-3184 (2010).
  8. Dubois-Dauphin, M. L., Toni, N., Julien, S. D., Charvet, I., Sundstrom, L. E., Stoppini, L. The long-term survival of in vitro engineered nervous tissue derived from the specific neural differentiation of mouse embryonic stem cells. Biomaterials. 31 (27), 7032-7042 (2010).
  9. Lancaster, M. A., et al. Cerebral organoids model human brain development and microcephaly. Nature. 501 (7467), 373-379 (2013).
  10. Hogberg, H. T., et al. Toward a 3D model of human brain development for studying gene/environment interactions. Stem Cell Res Ther. 4, S4 (2013).
  11. Kato-Negishi, M., Morimoto, Y., Onoe, H., Takeuchi, S. Millimeter-sized neural building blocks for 3D heterogeneous neural network assembly. Adv Healthc Mater. 2 (12), 1564-1570 (2013).
  12. Watanabe, K., Nakamura, M., Okano, H., Toyama, Y. Establishment of three-dimensional culture of neural stem/progenitor cells in collagen type-1 gel. Restor Neurol Neurosci. 25 (2), 109-117 (2007).
  13. Aurand, E. R., Wagner, J. L., Shandas, R., Bjugstad, K. B. Hydrogel formulation determines cell fate of fetal and adult neural progenitor cells. Stem Cell Res. 12 (1), 11-23 (2014).
  14. Gurkan, U. A., et al. et al..Simple precision creation of digitally specified, spatially heterogeneous, engineered tissue architectures. Adv Mater. 25 (8), 1192-1198 (2013).
  15. Mironov, V., Boland, T., Trusk, T., Forgacs, G., Markwald, R. R. Organ printing: computer-aided jet-based 3D tissue engineering. Trends Biotechnol. 21 (4), 157-161 (2003).
  16. Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport. Nature. 2 (8), 599-605 (2005).
  17. Tang-Schomer, M. D., Davies, P., Graziano, D., Thurber, A. E., Kaplan, D. L. Neural circuits with long-distance axon tracts for determining functional connectivity. J Neurosci Methods. 222, 82-90 (2014).
  18. Tang-Schomer, M. D., et al. Bioengineered functional brain-like cortical tissue. Proc Natl Acad Sci USA. 111 (38), 13811-13816 (2014).
  19. Rockwood, D. N., Preda, R. C., Yücel, T., Wang, X., Lovett, M. L., Kaplan, D. L. Materials fabrication from Bombyx mori silk fibroin. Nat Protoc. 6, 1612-1631 (2011).
  20. Lawrence, B. D., Pan, Z., Weber, M. D., Kaplan, D. L., Rosenblatt, M. I. Silk film culture system for in vitro analysis and biomaterial design. J. Vis. Exp. (62), e3646 (2012).
  21. Maddah, M., Grimson, W. E., Warfield, S. K., Wells, W. M. A unified framework for clustering and quantitative analysis of white matter fiber tracts. Med Image Anal. 12 (2), 191-202 (2008).
  22. Vepari, C., Kaplan, D. L. Silk as a biomaterial. Prog Polym Sci. 32 (8-9), 8-9 (2007).
  23. Yao, D., et al. Salt-leached silk scaffolds with tunable mechanical properties. Biomacromolecules. 13 (11), 3723-3729 (2012).
  24. Kim, U. J., Park, J., Kim, H. J., Wada, M., Kaplan, D. L. Three-dimensional aqueous-derived biomaterial scaffolds from silk fibroin. Biomaterials. 26 (15), 2775-2785 (2005).
  25. Gil, E. S., Mandal, B. B., Park, S. H., Marchant, J. K., Omentetto, F. G., Kaplan, D. L. Helicoidal multi-lamellar features of RGD-functionalized silk biomaterials for corneal tissue engineering. Biomaterials. 31 (34), 8953-8963 (2010).
  26. Hopkins, A. M., et al. Silk hydrogels as soft substrates for neural tissue engineering. Adv Funct Mater. 23 (41), 5140-5149 (2013).
  27. Pacifici, M., Peruzzi, F. Isolation and culture of rat embryonic neural cells: A quick protocol. Vis. Exp. (63), e3965 (2012).
check_url/kr/52970?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Chwalek, K., Sood, D., Cantley, W. L., White, J. D., Tang-Schomer, M., Kaplan, D. L. Engineered 3D Silk-collagen-based Model of Polarized Neural Tissue. J. Vis. Exp. (104), e52970, doi:10.3791/52970 (2015).

View Video