Summary

Elektro på Isolerade hjärnstammen-ryggmärgen Förberedelser från nyfödda Gnagare Tillåter Neural Respiratory Network Output inspelning

Published: November 19, 2015
doi:

Summary

The central respiratory drive is located in the brainstem. Spontaneous respiratory motor output from an isolated brainstem-spinal cord is recorded by placing an electrode on the fourth ventral root. This experimental approach is valuable for pharmacological investigations or the assessment of respiratory challenges and genetic manipulations on rhythmic motor behavior.

Abstract

While it is well known that the central respiratory drive is located in the brainstem, several aspects of its basic function, development, and response to stimuli remain to be fully understood. To overcome the difficulty of accessing the brainstem in the whole animal, isolation of the brainstem and part of the spinal cord is performed. This preparation is maintained in artificial cerebro-spinal fluid where gases, concentrations, and temperature are controlled and monitored. The output signal from the respiratory network is recorded by a suction electrode placed on the fourth ventral root. In this manner, stimuli can be directly applied onto the brainstem, and the effect can be recorded directly. The signal recorded is linked to the inspiratory signal sent to the diaphragm via the phrenic nerve, and can be described as bursts (around 8 bursts per minute). Analysis of these bursts (frequency, amplitude, length, and area under the curve) allows precise characterization of the stimulus effect on the respiratory network. The main limitation of this method is the viability of the preparation beyond the early post-natal stages. Thus, this method greatly focuses on the study of the whole network without the peripheral inputs in the newborn rat.

Introduction

Andning är en komplex och viktig näring styrs av hjärnan, vilket gör dioxygen (O 2) upptag och koldioxid (CO 2) eliminering. Den centrala andningsdrift genereras av ett komplext nätverk som ligger i hjärnstammen i både däggdjur 1, amfibier 2, reptiler 3, fåglar 4 och fiskar 5. Även om studien av andning kan bearbetas in vivo, precisa mekanistiska undersökningar kräver direkt tillgång till andningsnätverksstyrning. För detta ändamål, Adrian och Buytendijk utvecklat en reducerad beredning guldfisk, där elektroder placeras på hjärnstammen ytan posten den genererade rytmen i samband med gill ventilation 5. Detta tillvägagångssätt anpassades därefter av Suzue 1984 6 för användning hos nyfödda gnagare. Tillkomsten av detta preparat har lett till betydande framsteg i andnings neurobiologi. Eftersom det är relativt enkelt, den teknik som presenteras here är mottaglig för ett brett spektrum av grundläggande undersökningar av rytmiska motor beteenden och deras ursprung hos nyfödda gnagare.

Det övergripande målet med denna metod är att registrera neurala korrelat av inandnings aktivitet, en så kallad andningsliknande rytm fiktiva andning, som produceras av andnings nätverket. Denna metod kan användas i ett brett spektrum av forskningsmålen, med inriktning inandnings svar på respiratoriska variationer eller farmakologi i både vilda typ 7 och transgena 8 djur. Med tanke på att experimenten utförs vid låg temperatur, utan sensoriska afferenter, och under förhållanden där koncentrationerna av glukos och O2 inom aCSF är höga, har frågor väckts om den fysiologiska relevansen av signalen registreras. Även om det finns tydliga skillnader mellan in vivo och in vitro-förhållanden (t.ex.., Frekvensen av inandnings skurar) kvarstår det faktum att förekomsten avde centrala delarna av andnings nätverket 6 gör det möjligt att studera en robust rytm associerad med en vital homeostatisk funktion 9,10.

Den logiska grunden bakom utvecklingen och användningen av denna teknik är att underlätta direkt tillgång till hjärnstammen elementen i andnings nätverket, som är knappast tillgängliga in vivo, speciellt i nyfödda. Hjärnstammen placeras under strängt kontrollerade betingelser: den inspelade rytm inte moduleras av perifera afferenta input från lungorna eller hals organ, vilket gör studien att fokusera på central andnings själva enheten 11. Således är denna tillgång utnyttjas för att tillämpa stimuli och registrera utsignalen. I motsats till pletysmografi inspelningar, är andningsrytm modul av alla dess komponenter i hela kroppen (t ex., Lung buk, perifera kemosensorer), vilket gör det svårt att tillämpa exakta stimuli.

I enewborn råtta, protokollet består av registrering av fjärde ventrala roten signal på en isolerad hjärnstam och en stympad ryggmärg, hålls i artificiell cerebrospinalvätska (aCSF). Rytmen genereras av hjärnstammen-ryggmärgen förberedelser består av enskilda långsamma skurar som är kopplade till inandnings signalen 9. Isolerade hjärnstammen-ryggmärg preparat lätt inspelningsbara hos råttor från postnatal dag 0-4 (P0 – P4) 7. Denna metod används ofta för att utvärdera den hypoxiska svaret hos andnings nätverket och också svaret på hyperkapni, acidos eller droger. En akut syrebrist protokollet presenteras här. Denna stimulering erhålles genom indragning av O 2 i aCSF; denna metod används ofta för att bedöma tolerans och lyhördhet för hypoxiska förolämpningar. Protokollet inducerar en rytm depression från första minuten till slutet av hypoxi exponering (Figur 1) 12. Denna fördjupning är omvändunder efter hypoxisk återhämtning 12. När det gäller experimentell design, är det viktigt att märka att pons, som ligger vid den rostrala delen av hjärnstammen, har en hämmande verkan på rytmgeneratorn 8. Således, beredningar av hela hjärnstammen och rostralt ryggmärgen visa ett lägre rytm. Inkludering av hjärnbryggan i det isolerade provet för inspelningen bestäms enligt målet av experimentet 13; studiet av pontina inflytande på förlängda märgen nätverket skulle kräva inspelningar med och utan pons att jämföra resultaten 14. Dessutom är en av fördelarna med denna teknik möjligheten att utvidga rostralt del av förberedelserna för att inkludera mesencefal och / eller diencephalic regioner 15,16, vilket gör det möjligt att bedöma effekten av dessa regioner på ponto-medullär andnings nätverk.

Protocol

Denna metod kräver användning av djurpatienter, tillåts av Laval University Animal etikkommitté (protokoll # 2012-170). 1. Inställningar och förberedelse Lösningar Bered aCSF stamlösningar i enlighet med följande recept 7,17. Andra recept med variationer koncentrations finns i litteraturen. Butiksstamlösningar vid 4 ° C i upp till en månad. Salt lösning: tillsätt 75,39 g NaCl (129 mM slutlig); 2,5 g KCl (3,35 mM slutlig); 0,81 g Na…

Representative Results

Såsom nämndes i inledningen, är en av de viktigaste fördelarna med denna teknik den direkt tillgång till hjärnstammen att tillämpa olika stimuli. Som ett exempel, var hypoxi tillämpas här. Figur 1. AB uppvisar en komplett protokoll inspelning, med både normoxiska och hypoxiska förhållanden. Figur 1.CE visar rytmen inspelad i normoxiska förhållanden (dvs, aCSF bubblade med 95% O2 och 5% CO2 vid 26 ° C). Såsom tidigare visats i denna specifik…

Discussion

Exakt kvantifiering av andningsaktivitet kan vara en utmaning. I själva verket är andningen en funktion som kan vara både automatisk och frivilliga, och det regleras i enlighet med miljön, kroppens behov, känslomässiga tillstånd och beteende. Fördelen med denna teknik är isoleringen av de neurala element som är ansvariga för att producera respirations kommandot. Således, elektrofysiologiska inspelningar av hjärnstammen-ryggmärgen förberedelser och pletysmografi är kompletterande tekniker för att studera…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors sincerely thank the Canadian Institutes of Health Research MOP 130258 and the Star Foundation for Children’s Health Research, along with the Molly Towell Foundation, for the provision of the research facility and financial support. The authors also sincerely thank Dr. Kinkead Richard for manuscript proofreading and advice.

Materials

Sylgard Sigma Aldrich 761036-5EA Use under hood
NaCl Bioshop SOD002
KCl Bioshop POC888
CaCl2 Bioshop CCL444
MgCl2 Bioshop MAG510
NaHCO3 Bioshop SOB999
NaH2PO4 Bioshop SPM306
D-glucose Bioshop GLU501
Carbogen Linde 343-02-0006 
Temperature Controller Warner Instruments, Hamden, CT, USA TC-324B
Suction electrode A-M Systems, Everett, WA, USA model 573000
Differential AC amplifier A-M Systems, Everett, WA, USA model 1700
Moving averager CWE, Ardmore, PA, USA model MA-821
Data acquisition system Dataq Instruments, Akron, OH, USA model DI-720
LabChart software ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA
Prism sofware Graphpad, La Jolla, CA, USA
Dissection chamber Plastic box (e.g. petri box) will do
Recording chamber Home made
Base Kanetec, Bensenville, IL, USA MB
Micromanipulator World Precision Instrument Inc, Sarasota, FL, USA KITE-R
Base Kanetec, Bensenville, IL, USA MB
Peristaltic pump Gilson, Middleton, WI, USA MINIPULS 3
Faraday Cage Home made
Computer

References

  1. Feldman, J. L., Del Negro, ., A, C., Gray, P. A. Understanding the rhythm of breathing: so near, yet so far. Annu Rev Physiol. 75, 423-452 (2013).
  2. Taylor, A. C., Kollros, J. J. Stages in the normal development of Rana pipiens larvae. Anat Rec (Hoboken). 94, 7-13 (1946).
  3. Takeda, R., Remmers, J. E., Baker, J. P., Madden, K. P., Farber, J. P. Postsynaptic potentials of bulbar respiratory neurons of the turtle. Respir Physiol. 64, 149-160 (1986).
  4. Bouverot, P. Control of breathing in birds compared with mammals. Physiol Rev. 58, 604-655 (1978).
  5. Adrian, E. D., Buytendijk, F. J. Potential changes in the isolated brain stem of the goldfish. J Physiol. 71, 121-135 (1931).
  6. Suzue, T. Respiratory rhythm generation in the in vitro brain stem-spinal cord preparation of the neonatal rat. J Physiol. 354, 173-183 (1984).
  7. Fournier, S., et al. Gestational stress promotes pathological apneas and sex-specific disruption of respiratory control development in newborn rat. J Neurosci. 33, 563-573 (2013).
  8. Caravagna, C., Kinkead, R., Soliz, J. Post-natal hypoxic activity of the central respiratory command is improved in transgenic mice overexpressing Epo in the brain. Respir Physiol Neurobiol. 200, 64-71 (2014).
  9. Onimaru, H., Arata, A., Homma, I. Neuronal mechanisms of respiratory rhythm generation: an approach using in vitro preparation. Jpn J Physiol. 47, 385-403 (1997).
  10. Onimaru, H. Studies of the respiratory center using isolated brainstem-spinal cord preparations. Neurosci Res. 21, 183-190 (1995).
  11. Ballanyi, K., Onimaru, H., Homma, I. Respiratory network function in the isolated brainstem-spinal cord of newborn rats. Prog Neurobiol. 59, 583-634 (1999).
  12. Viemari, J. C., Burnet, H., Bevengut, M., Hilaire, G. Perinatal maturation of the mouse respiratory rhythm-generator: in vivo and in vitro studies. Eur J Neurosci. 17, 1233-1244 (2003).
  13. Rybak, I. A., Abdala, A. P., Markin, S. N., Paton, J. F., Smith, J. C. Spatial organization and state-dependent mechanisms for respiratory rhythm and pattern generation. Prog Brain Res. , 165-201 (2007).
  14. Hilaire, G., Viemari, J. C., Coulon, P., Simonneau, M., Bevengut, M. Modulation of the respiratory rhythm generator by the pontine noradrenergic A5 and A6 groups in rodents. Respir Physiol Neurobiol. 143, 187-197 (2004).
  15. Okada, Y., Kawai, A., Muckenhoff, K., Scheid, P. Role of the pons in hypoxic respiratory depression in the neonatal rat. Respir Physiol. 111, 55-63 (1998).
  16. Voituron, N., Frugiere, A., Gros, F., Macron, J. M., Bodineau, L. Diencephalic and mesencephalic influences on ponto-medullary respiratory control in normoxic and hypoxic conditions: an in vitro study on central nervous system preparations from newborn rat. 신경과학. 132, 843-854 (2005).
  17. Somjen, G. G. Ion regulation in the brain: implications for pathophysiology. Neuroscientist. 8, 254-267 (2002).
  18. Danneman, P. J., Mandrell, T. D. Evaluation of five agents/methods for anesthesia of neonatal rats. Lab Anim Sci. 47, 386-395 (1997).
  19. Formenti, A., Zocchi, L. Error signals as powerful stimuli for the operant conditioning-like process of the fictive respiratory output in a brainstem-spinal cord preparation from rats. Behav Brain Res. 272, 8-15 (2014).
  20. Bierman, A. M., Tankersley, C. G., Wilson, C. G., Chavez-Valdez, R., Gauda, E. B. Perinatal hyperoxic exposure reconfigures the central respiratory network contributing to intolerance to anoxia in newborn rat pups. J App Physiol. 116, 47-53 (2014).
  21. Umezawa, N., et al. Orexin-B antagonized respiratory depression induced by sevoflurane, propofol, and remifentanil in isolated brainstem-spinal cords of neonatal rats. Respir Physiol Neurobiol. 205, 61-65 (2015).
  22. Ruangkittisakul, A., Secchia, L., Bornes, T. D., Palathinkal, D. M., Ballanyi, K. Dependence on extracellular Ca2+/K+ antagonism of inspiratory centre rhythms in slices and en bloc preparations of newborn rat brainstem. J Physiol. 584, 489-508 (2007).
  23. Cayetanot, F., Bodineau, L., Frugiere, A. 5-HT acting on 5-HT(1/2) receptors does not participate in the in vitro hypoxic respiratory depression. Neurosci Res. 41, 71-78 (2001).
  24. Onimaru, H., Homma, I. Whole cell recordings from respiratory neurons in the medulla of brainstem-spinal cord preparations isolated from newborn rats. Pflugers Archiv : European journal of physiology. 420, 399-406 (1992).
  25. Paton, J. F. Rhythmic bursting of pre- and post-inspiratory neurones during central apnoea in mature mice. J Physiol. 502 (Pt 3), 623-639 (1997).
  26. Morin-Surun, M. P., Boudinot, E., Kato, F., Foutz, A. S., Denavit-Saubie, M. Involvement of NMDA receptors in the respiratory phase transition is different in the adult guinea pig in vivo and in the isolated brain stem preparation. J Neurophysiol. 74, 770-778 (1995).
  27. Otsuka, H. Effects of volatile anesthetics on respiratory activity and chemosensitivity in the isolated brainstem-spinal cord of the newborn rat. Hokkaido Igaku Zasshi. 73, 117-136 (1998).
  28. Gestreau, C., et al. Task2 potassium channels set central respiratory CO2 and O2 sensitivity. PNAS. 107, 2325-2330 (2010).
  29. Caravagna, C., Soliz, J. PI3K and MEK molecular pathways are involved in the erythropoietin-mediated regulation of the central respiratory command. Respir Physiol Neurobiol. 206C, 36-40 (2014).
  30. Tree, K., Caravagna, C., Hilaire, G., Peyronnet, J., Cayetanot, F. Anandamide centrally depresses the respiratory rhythm generator of neonatal mice. 신경과학. 170, 1098-1109 (2010).
  31. Arata, A. Respiratory activity of the neonatal dorsolateral pons in vitro. Respir Physiol Neurobiol. 168, 144-152 (2009).
  32. Onimaru, H., Homma, I. A novel functional neuron group for respiratory rhythm generation in the ventral medulla. J Neurosci. 23, 1478-1486 (2003).
  33. St-John, W. M., Paton, J. F. Characterizations of eupnea, apneusis and gasping in a perfused rat preparation. Respir Physiol. 123, 201-213 (2000).
check_url/kr/53071?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Rousseau, J., Caravagna, C. Electrophysiology on Isolated Brainstem-spinal Cord Preparations from Newborn Rodents Allows Neural Respiratory Network Output Recording. J. Vis. Exp. (105), e53071, doi:10.3791/53071 (2015).

View Video