Summary

Stamcellsliknande<em> Xenopus</em> Embryonala Explantat att studera tidig Neural Utvecklings funktioner<em> In Vitro</em> Och<em> In Vivo</em

Published: February 02, 2016
doi:

Summary

In Xenopus embryos, cells from the roof of the blastocoel are pluripotent and can be programmed to generate various tissues. Here, we describe protocols to use amphibian blastocoel roof explants as an assay system to investigate key in vivo and in vitro features of early neural development.

Abstract

Understanding the genetic programs underlying neural development is an important goal of developmental and stem cell biology. In the amphibian blastula, cells from the roof of the blastocoel are pluripotent. These cells can be isolated, and programmed to generate various tissues through manipulation of genes expression or induction by morphogens. In this manuscript protocols are described for the use of Xenopus laevis blastocoel roof explants as an assay system to investigate key in vivo and in vitro features of early neural development. These protocols allow the investigation of fate acquisition, cell migration behaviors, and cell autonomous and non-autonomous properties. The blastocoel roof explants can be cultured in a serum-free defined medium and grafted into host embryos. This transplantation into an embryo allows the investigation of the long-term lineage commitment, the inductive properties, and the behavior of transplanted cells in vivo. These assays can be exploited to investigate molecular mechanisms, cellular processes and gene regulatory networks underlying neural development. In the context of regenerative medicine, these assays provide a means to generate neural-derived cell types in vitro that could be used in drug screening.

Introduction

Det ryggradsdjur nervsystemet utträder från neurala plattan som ett homogent skikt av neuroepitelceller. Att förstå hur utvecklingsprogram induceras, kodas, och etablerades under regionalisering av neurala plattan är för närvarande ett viktigt mål i utvecklingsbiologi. Jämfört med andra system, är den experimentellt mottaglig Xenopus embryo en modell av val för att analysera tidiga stegen av neural utveckling 1,2. Det är lätt att få ett stort antal embryon, och extern utveckling ger tillgång till de allra första stegen i neurulation 3. Många verktyg är tillgängliga för att experimentellt manipulera Xenopus laevis (X laevis) embryonal utveckling. Mikroinjektion av mRNA eller morpholinos (MO), inklusive inducerbara MO, tillsammans med biokemiska och farmakologiska verktyg, möjliggör kontrollerat funktionsökning (GOF) och förlust av funktion (LOF) och specifik förändring av signalvägar 4,5. Blastocoel tak ektoderm, ligger runt djuret polen i en blastula eller en mycket tidig gastrula embryo, och kallas "Animal Cap" (AC), är en källa av pluripotenta celler som kan programmeras genom manipulation av genuttryck före Explantat beredning. I detta manuskript är detaljerade protokoll att använda X. laevis AC explants att testa in vitro och in vivo molekylära mekanismer och cellulära processer som ligger bakom neurala utveckling.

En teknik presenteras, vilket gör fina observation av genexpressionsmönster i en Xenopus grodyngel neuralrörsdefekter, ett första steg i fastställandet av ödet bestämnings ledtrådar. Medan observationen av platta monterade vävnader används vanligen i studien av kycklingembryon 6, har det inte blivit korrekt beskrivits i Xenopus. Manipulering av genuttryck genom att injicera syntetisk mRNA eller MO i blastomerer av 2 eller 4 cell skede embryon tillåter programmering av ACExplantat 4. Exempelvis hämning av benmorfogenetiskt protein (BMP) -vägen genom uttryck av anti-BMP-faktor Noggin, ger en neural identitet till AC-celler 3. Protokollet specificeras för utförande lokal och tidsstyrt exponering av växelströms explantat till extrinsiska ledtrådar via direkt kontakt med ett anjonbytarharts pärla. Äntligen en teknik beskrivs för att testa utvecklings egenskaper hos neurala stamceller in vivo genom transplantation av blandade explantat framställda från olika programmerade celler dissocierade och åter associerade.

Grodan embryo är en kraftfull modell för att studera tidiga ryggradsdjur neural utveckling. Kombinera manipulation av genuttryck till explantation in vitro kulturer ger viktig information i studiet av neuroepithelium regionalisering, spridning och morfogenes 7-12. Programmeringen av AC explants tillåtet utvecklingen av en fungerande hjärta ex vivo 13,14. Användningenav Explantation ympning 15 ledde till identifieringen av den minimala transkriptions omkopplaren inducerar neurallisten differentieringsprogram 16. Zona limitans intrathalamica (ZLI) är en signalering som utsöndrar sonic hedgehog (Shh) för att kontrollera tillväxten och regionaliseringen av den kaudala framhjärnan. När löpande utsatt för Shh, neuro celler samuttrycker de tre transkriptionsfaktorgener – barH liknande homeobox-2 (barhl2), orthodenticle-2 (otx2) och Iroquois-3 (irx3) – förvärvar två egenskaper hos ZLI facket: befogenhet att uttrycka shh, och förmågan att segregera från främre neurala plattceller. Som modellsystem, kommer induktion av en ZLI öde i neuro celler presenteras 8.

Dessa protokoll syftar till att ge enkla, billiga och effektiva verktyg för utvecklingsbiologer och andra forskare att utforska den grundläggande mechanisms av viktiga nervcells beteenden. Dessa protokoll är mycket mångsidig och tillåter undersökning av ett stort utbud av yttre och inre neurala bestämnings ledtrådar. Det tillåter långsiktigt in vivo analys av neurala härstamning engagemang, induktiva interaktioner och cell beteenden.

Protocol

Experiment överensstämmer med nationell och europeisk lagstiftning om skydd av djur som används för vetenskapliga ändamål och med internationella principer för ersättning, begränsning och förfining. 1. Platt-montering av Xenopus laevis grodynglar Anterior Neural Tube Efter Whole-mount In Situ Hybridisering Erhåll X. laevis embryon enligt standardprocedurer 4 och ålder dem tills de når neurula etapp 26 år och äldre (enligt Nieuwk…

Representative Results

Baserat på morfologiska överväganden i olika arter, embryologiska manipulationer och uttrycksmönstret av reglerande gener, har en konceptuell modell som neurala plattan är uppdelad i tvärgående och längsgående segment som definierar en utvecklings rutnät genere distinkta histogenic fält. I neurala plattan, är primordia av framhjärnan, mitthjärnan, bakhjäman och ryggmärg alla redan etablerade längs antero-posterior (AP) axel under gastrulation (ses över 23-25).</sup…

Discussion

Neural utveckling iscensatt av ett komplext samspel mellan cellulära utvecklingsprogram och signaler från de omgivande vävnaderna (Omdömet på 3,31,32). Här beskriver vi en uppsättning protokoll som kan användas i X. laevis embryon att utforska yttre och inre faktorer som neurala öde beslutsamhet och neurala morfogenes in vitro och in vivo. Dessa protokoll kan användas som sådan på X. tropic embryon emellertid X. tropic embryon är fyra…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The author thanks Hugo Juraver-Geslin, Marion Wassef and Anne Hélène Monsoro-Burq for their help and advice, and the Animal Facility of the Institut Curie. The author thanks Paul Johnson for his editing work on the manuscript. This work was supported by the Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS UMR8197, INSERM U1024) and by grants from the “Association pour la Recherche sur le Cancer” (ARC 4972 and ARC 5115; FRC DOC20120605233 and LABEX Memolife) and the Fondation Pierre Gilles de Gennes (FPGG0039).

Materials

Paraformaldehyde VWR  20909.290 Toxic
anion exchange resin beads Biorad 140- 1231
Bovine Serum Albumin  SIGMA A-7888 For culture of animal cappH 7.6
Gentamycine  GIBCO 15751-045  antibiotic
Bovine Serum Albumin SIGMA A7906  for bead preparation

References

  1. Nieuwkoop, P. D. IIB, Pattern formation in the developing central nervous system (CNS) of the amphibians and birds (English). Proceedings of the Koninklijke Nederlandse Akademie van Wetenschappen. 94, 121-127 (1991).
  2. Nieuwkoop, P. D. The neural induction process; its morphogenetic aspects. Int J Dev Biol. 43, 615-623 (1999).
  3. Harland, R. Neural induction. Curr Opin Genet Dev. 10, 357-362 (2000).
  4. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. . Early development of Xenopus laevis : a laboratory manual. , (2000).
  5. Hoppler, S., Vize, P. D., Hoppler, S., Vize, P. D. . Xenopus protocols : post-genomic approaches. , (2012).
  6. Franklin Hughes, W., La Velle, A. The effects of early tectal lesions on development in the retinal gonglion cell layer of chick embryos. J Comp Neurol. 163, 265-283 (1975).
  7. Theveneau, E., Mayor, R. Beads on the run: beads as alternative tools for chemotaxis assays. Methods Mol Biol. 769, 449-460 (2011).
  8. Juraver-Geslin, H. A., Gomez-Skarmeta, J. L., Durand, B. C. The conserved barH-like homeobox-2 gene barhl2 acts downstream of orthodentricle-2 and together with iroquois-3 in establishment of the caudal forebrain signaling center induced by Sonic Hedgehog. Dev Biol. 396, 107-120 (2014).
  9. Green, J. B., New, H. V., Smith, J. C. Responses of embryonic Xenopus cells to activin and FGF are separated by multiple dose thresholds and correspond to distinct axes of the mesoderm. Cell. 71, 731-739 (1992).
  10. Wallingford, J. B., Ewald, A. J., Harland, R. M., Fraser, S. E. Calcium signaling during convergent extension in Xenopus. Curr Biol. 11, 652-661 (2001).
  11. Kiecker, C., Niehrs, C. A morphogen gradient of Wnt/beta-catenin signalling regulates anteroposterior neural patterning in Xenopus. DEVELOPMENT. 128, 4189-4201 (2001).
  12. Wilson, P. A., Hemmati-Brivanlou, A. Induction of epidermis and inhibition of neural fate by Bmp-4. Nature. 376, 331-333 (1995).
  13. Afouda, B. A., Hoppler, S. Xenopus explants as an experimental model system for studying heart development. Trends in cardiovascular medicine. 19, 220-226 (2009).
  14. Afouda, B. A. Stem-cell-like embryonic explants to study cardiac development. Methods Mol Biol. 917, 515-523 (2012).
  15. Milet, C., Monsoro-Burq, A. H. Dissection of Xenopus laevis neural crest for in vitro explant culture or in vivo transplantation. Journal of visualized experiments: JoVE. , (2014).
  16. Milet, C., Maczkowiak, F., Roche, D. D., Monsoro-Burq, A. H. Pax3 and Zic1 drive induction and differentiation of multipotent, migratory, and functional neural crest in Xenopus embryos. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 5528-5533 (2013).
  17. Nieuwkoop, P. D., Faber, J., Nieuwkoop, P. D., Faber, J. . Normal table of Xenopus laevis (Daudin): a systematical and chronological survey of the development from the fertilized egg till the end of metamorphosis. , (1994).
  18. Harland, R. M. In situ hybridization: an improved whole-mount method for Xenopus embryos. Methods Cell Biol. 36, 685-695 (1991).
  19. Turner, D. L., Weintraub, H. Expression of achaete-scute homolog 3 in Xenopus embryos converts ectodermal cells to a neural fate. Genes Dev. 8, 1434-1447 (1994).
  20. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Removing the Vitelline Membrane from Xenopus laevis Embryos. CSH protocols. , (2007).
  21. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Animal Cap Isolation from Xenopus laevis. CSH protocols. , (2007).
  22. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Embryo dissection and micromanipulation tools. CSH protocols. , (2007).
  23. Wilson, S. W., Houart, C. Review: Early Steps in the Development of the Forebrain. Developmental Cell. 6, 167-181 (2004).
  24. Juraver-Geslin, H. A., Durand, B. C. Early development of the neural plate: new roles for apoptosis and for one of its main effectors caspase-3. Genesis. 53, 203-224 (2015).
  25. Heasman, J. Patterning the early Xenopus embryo. Development. 133, 1205-1217 (2006).
  26. Rubenstein, J. L., Martinez, S., Shimamura, K., Puelles, L. The embryonic vertebrate forebrain: the prosomeric model. Science. 266, 578-580 (1994).
  27. Puelles, L., Rubenstein, J. L. R. Forebrain gene expression domains and the evolving prosomeric model. Trends in Neurosciences. 26, 469-476 (2003).
  28. Martinez-Ferre, A., Martinez, S. Molecular regionalization of the diencephalon. Frontiers In Neuroscience. 6, 73-73 (2012).
  29. Scholpp, S., Lumsden, A. Review: Building a bridal chamber: development of the thalamus. Trends in Neurosciences. 33, 373-380 (2010).
  30. Coffman, C., Harris, W., Kintner, C. Xotch, the Xenopus homolog of Drosophila notch. Science. 249, 1438-1441 (1990).
  31. Pera, E. M., Acosta, H., Gouignard, N., Climent, M., Arregi, I. Active signals, gradient formation and regional specificity in neural induction. Exp Cell Res. 321, 25-31 (2014).
  32. Stern, C. D. Neural induction: old problem, new findings, yet more questions. Development. 132, 2007-2021 (2005).
  33. Juraver-Geslin, H. A., Ausseil, J. J., Wassef, M., Durand, B. C. Barhl2 limits growth of the diencephalic primordium through Caspase3 inhibition of beta-catenin activation. Proc Natl Acad Sci U S A. 108, 2288-2293 (2011).
  34. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Dissociation and Reaggregation of Xenopus laevis Animal Caps. CSH protocols. , (2007).
  35. Harland, R. M., Grainger, R. M. Xenopus research: metamorphosed by genetics and genomics. Trends Genet. 27, 507-515 (2011).
  36. Beccari, L., Marco-Ferreres, R., Bovolenta, P. The logic of gene regulatory networks in early vertebrate forebrain patterning. Mech Dev. 130, 95-111 (2013).
  37. Pani, A. M., et al. Ancient deuterostome origins of vertebrate brain signalling centres. Nature. 483, 289-294 (2012).
  38. Holland, L. Z., et al. Evolution of bilaterian central nervous systems: a single origin?. Evodevo. 4, 27 (2013).
  39. Pratt, K. G., Khakhalin, A. S. Modeling human neurodevelopmental disorders in the Xenopus tadpole: from mechanisms to therapeutic targets. Disease models & mechanisms. 6, 1057-1065 (2013).
  40. Sasai, Y., Ogushi, M., Nagase, T., Ando, S. Bridging the gap from frog research to human therapy: a tale of neural differentiation in Xenopus animal caps and human pluripotent cells. Development, growth & differentiation. 50, s47-s55 (2008).
check_url/kr/53474?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Durand, B. C. Stem cell-like Xenopus Embryonic Explants to Study Early Neural Developmental Features In Vitro and In Vivo. J. Vis. Exp. (108), e53474, doi:10.3791/53474 (2016).

View Video