Summary

Genome-wide Kartlegging av narkotika DNA Interactions i Cells med COSMIC (Fornetting av små molekyler å isolere Chromatin)

Published: January 20, 2016
doi:

Summary

Identifisere de direkte målene for genom målretting molekyler er fortsatt en stor utfordring. For å forstå hvordan DNA-bindende molekyler engasjere genomet, har vi utviklet en metode som er avhengig av kryssbinding av små molekyler å isolere kromatin (COSMIC).

Abstract

Genomet er målet for noen av de mest effektive kjemoterapeutiske midler, men de fleste av disse stoffene mangler DNA-sekvens spesifisitet, noe som fører til dosebegrensende toksisitet, og mange uønskede bivirkninger. Målretting genomet med sekvensspesifikke små molekyler kan gjøre det mulig molekyler med økt terapeutisk indeks og færre off-target effekter. N -methylpyrrole / N metylimidazol polyamider er molekyler som kan rasjonelt utformet for å målrette spesifikke DNA-sekvenser med utsøkt presisjon. Og i motsetning til de fleste naturlige transkripsjonsfaktorer, kan polyamider binde til metylert og chromatinized DNA uten tap i affinitet. Sekvensen spesifisiteten av polyamider er blitt grundig undersøkt in vitro med beslektet område identifikasjon (CSI) og med tradisjonelle biokjemiske og biofysiske nærmer seg, men studiet av polyamid binding til genomiske mål i cellene fortsatt ukjent. Her kan vi rapportere en fremgangsmåte til tverrbinding av små molekyler isolate kromatin (COSMIC), som identifiserer polyamid bindingssteder over hele genomet. COSMIC er lik kromatin immunoutfelling (chip), men skiller seg i to viktige måter: (1) en photocrosslinker anvendes for å muliggjøre selektiv, midlertidig styrt innfanging av polyamid bindende hendelser, og (2) biotin affinitet håndtaket benyttes til å rense polyamid -DNA-konjugater i henhold til semi-denaturerende betingelser for å redusere DNA som er ikke-kovalent bundet. COSMIC er en generell strategi som kan brukes for å avsløre genombindingsbegivenheter av polyamider og andre genom-målretting kjemoterapeutiske midler.

Introduction

Den informasjon for å gjøre hver celle i kroppen er kodet i DNA. Den selektive bruk av denne informasjonen styrer skjebnen til en celle. Transkripsjonsfaktorer (TFS) er proteiner som binder seg til spesifikke DNA-sekvenser for å uttrykke en bestemt undergruppe av gener i genomet, og funksjonsfeil i TFS er knyttet til starten av en lang rekke sykdommer, inkludert utviklingsdefekter, kreft og diabetes . 1,2 Vi har vært interessert i å utvikle molekyler som selektivt kan binde til genomet og modulerer gen regulatoriske nettverk.

Polyamider består av N -methylpyrrole og N metylimidazol er rasjonelt utformet molekyler som kan målrette DNA med særegenheter og slektskap som rivaliserende naturtranskripsjonsfaktorer. 3-6 Disse molekylene binder seg til spesifikke sekvenser i mindre sporet av DNA. 4,5,7 -11 Polyamider har vært ansatt både undertrykke og aktivere uttrykk for spesifikke gEnes. 4,12-19 De har også interessante antivirale 20-24 og kreft 12,13,25-30 egenskaper. En attraktiv funksjon av polyamider er deres evne til å få tilgang til DNA-sekvenser som er metylert 31,32 og pakket rundt histonproteiner 9,10,33.

For å måle de omfattende bindingsspesifisiteter av DNA-bindende molekyler, vårt laboratorium opprettet beslektet område identifikator (CSI) -metoden. 34-39 Den antatte forekomsten av bindingsseter basert på in vitro-spesifisiteter (genomescapes) kan vises på genomet, fordi in vitro bindende intensiteter er direkte proporsjonal med foreningen konstanter (K a). 34,35,37 Disse genomescapes gi innsikt i polyamid belegg over genomet, men måle polyamid bindende i levende celler har vært en utfordring. DNA er tett pakket i kjernen, noe som kan påvirke tilgjengeligheten av bindingssteder. Accessibility av disse chromatinized DNA-sekvenser til polyamider forblir et mysterium.

Nylig, til mange metoder studere samspillet mellom små molekyler og nukleinsyrer har dukket opp. 40-48 Den affinitet fangst og massivt-parallell DNA-sekvensering (chem-seq) er en slik teknikk. Chem-seq bruker formaldehyd for å kryssbinde små molekyler til et genomisk mål av interesse og et biotinylert derivat av et lite molekyl av interesse å fange ligand-target-interaksjon. 48,49

Formaldehyd kryssbinding fører til indirekte vekselvirkninger som kan produsere falske positiver. 50 Vi har utviklet en ny metode, kryssbindingen av små molekyler å isolere kromatin (COSMIC), 51 med en photocrosslinker å eliminere disse såkalte "fantom" topper. 50 til å begynne, vi designet og syntetisert trifunksjonelle derivater av polyamider. Disse molekylene inneholdt et DNA-bindende polyamide, en photocrosslinker (psoralen), og en tilhørighet håndtaket (biotin, figur 1). Med trifunksjonelle polyamider, kan vi kovalent fange polyamid-DNA-interaksjoner med 365 nm UV-bestråling, en bølgelengde som ikke skader DNA eller indusere ikke-psoralen-baserte tverrbinding. 51 Deretter vi fragmentere genomet og rense det oppfangede DNA under strenge, semi -denaturing betingelser for å redusere DNA som er ikke-kovalent bundet. Således ser vi på kosmiske som en metode relatert til chem-seq, men med en mer direkte avlesning av DNA målretting. Viktigere, svak (K 10 3 -10 4 M -1) psoralen affinitet for DNA ikke påviselig effekt polyamid spesifisitet. 51,52 anriket DNA-fragmenter kan analyseres enten ved kvantitativ polymerasekjedereaksjon 51 (kosmiske-qPCR) eller ved neste generasjons sekvense 53 (COSMIC-seq). Disse data aktivere en objektiv, genom styrt design av ligander som interopptre med sine ønskede genomisk loci og minimere off-target effekter.

Figur 1
Figur 1. Bioaktive polyamider og COSMIC ordningen. (A) hårnål polyamider 1 – 2 målet DNA-sekvensen 5'-WACGTW-3 '. Lineære polyamider med 3 – 4 mål 5'-AAGAAGAAG-3 '. Ringer av N-methylimidazole er uthevet for klarhet. Åpne og fylte sirklene representerer N -methylpyrrole og N metylimidazol hhv. Square representerer tre-klortiofen og diamanter representerer β-alanin. Psoralen og biotin er betegnet med P og B, respektivt. (B) COSMIC ordningen. Celler behandles med trifunksjonelle derivater av polyamider. Etter kryssbinding med 365 nm UV-bestråling, cellene er lysed og genomisk DNA er skåret. Streptavidin-belagte magnetiske kuler blir tilsatt for å fange opp polyamid-DNA-addukter. DNA frigjøres og kan analyseres ved kvantitativ PCR (qPCR) eller ved neste generasjons sekvensering (NGS). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Protocol

1. Fornetting i levende celler Begynn med ~ 2.5×10 7 H1 celler, eller andre dyrkede celler. MERK: Dette nummeret av H1 celler tilsvarer fem 10-cm retter (ca. 40% konfluens). Grow celler i E8 media på retter belagt på en overflate som støtter pluripotente stamceller (se Materials List), og inkuber dem ved 37 ° C i fuktig atmosfære med 5% CO 2. Høste celler enzymatisk (se Materials List). Merk: Ikke la H1 celler til å overstige 90% confluency; confluency induserer s…

Representative Results

Å ta hensyn til ikke-uniform genom fragmentering og andre variabler, bør den rensede DNA alltid være normalisert mot en referanse av Input DNA. Primere som er spesifikke for et locus av interesse kan benyttes. Det er også nyttig å analysere et locus hvor molekylet ikke forventes å binde, som en negativ kontroll. Vi ser en> 100 ganger økning i polyamid belegg ved bestråling med 365-nm lys (figur 2). Anriket DNA kan også analyseres ved neste generasjons sekvenserin…

Discussion

One of the primary challenges with conventional ChIP is the identification of suitable antibodies. ChIP depends heavily upon the quality of the antibody, and most commercial antibodies are unacceptable for ChIP. In fact, the Encyclopedia of DNA Elements (ENCODE) consortium found only 20% of commercial antibodies to be suitable for ChIP assays.50 With COSMIC, antibodies are replaced by streptavidin. Because polyamides are functionalized with biotin, streptavidin is used in place of an antibody to capture polyam…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank members of the Ansari lab and Prof. Parameswaran Ramanathan for helpful discussions. This work was supported by NIH grants CA133508 and HL099773, the H. I. Romnes faculty fellowship, and the W. M. Keck Medical Research Award to A.Z.A. G.S.E. was supported by a Peterson Fellowship from the Department of Biochemistry and Molecular Biosciences Training Grant NIH T32 GM07215. A.E. was supported by the Morgridge Graduate Fellowship and the Stem Cell and Regenerative Medicine Center Fellowship, and D.B. was supported by the NSEC grant from NSF.

Materials

Phenylmethylsulfonyl fluoride (PMSF) any source
Benzamidine any source
Pepstatin any source
Proteinase K any source
Dynabeads MyOne Streptavidin C1 Life Technologies 65001
PBS, pH 7.4 Life Technologies 10010-023 Other sources can be used
StemPro® Accutase® Cell Dissociation Reagent Life Technologies A1110501
QIAquick PCR Purification Kit Qiagen 28104 We have tried other manufacturers of DNA columns with success.
TruSeq ChIP Sample Prep Kit Illumina IP-202-1012 This Kit can be used to prepare COSMIC DNA for next-generation sequencing
Matrigel Basement Membrane Matrix BD Biosciences 356231 Used to coat plates in order to grow H1 ESCs
pH paper any source
amber microcentrifuge tubes any source
microcentrifuge tubes any source
pyrex filter any source Pyrex baking dishes are suitable
qPCR master mix any source
RNase any source
HCl (6 N) any source
10-cm tissue culture dishes any source
Serological pipettes any source
Pasteur pipettes any source
Pipette tips any source
15-mL conical tubes any source
centrifuge any source
microcentrifuge any source
nutator any source
Magnetic separation rack any source
UV source CalSun B001BH0A1A Other UV sources can be used, but crosslinking time must be optimized empirically
Misonix Sonicator Qsonica S4000 with 431C1 cup horn Other sonicators can be used, but sonication conditions must be optimized empirically
Humidified CO2 incubator any source
Biological safety cabinet with vacuum outlet any source

References

  1. Lee, T. I., Young, R. A. Transcriptional Regulation and Its Misregulation in Disease. Cell. 152, 1237-1251 (2013).
  2. Vaquerizas, J. M., Kummerfeld, S. K., Teichmann, S. A., Luscombe, N. M. A census of human transcription factors: function, expression and evolution. Nat Rev Genet. 10, 252-263 (2009).
  3. Meier, J. L., Yu, A. S., Korf, I., Segal, D. J., Dervan, P. B. Guiding the Design of Synthetic DNA-Binding Molecules with Massively Parallel Sequencing. J. Am. Chem. Soc. 134, 17814-17822 (2012).
  4. Dervan, P. B. Molecular recognition of DNA by small molecules. Bioorg. Med. Chem. 9, 2215-2235 (2001).
  5. Wemmer, D. E., Dervan, P. B. Targeting the minor groove of DNA. Curr. Opin. Struct. Biol. 7, 355-361 (1997).
  6. Eguchi, A., Lee, G. O., Wan, F., Erwin, G. S., Ansari, A. Z. Controlling gene networks and cell fate with precision-targeted DNA-binding proteins and small-molecule-based genome readers. Biochem. J. 462, 397-413 (2014).
  7. Mrksich, M., et al. Antiparallel side-by-side dimeric motif for sequence-specific recognition in the minor groove of DNA by the designed peptide 1-methylimidazole-2-carboxamide netropsin. Proc Natl Acad Sci U S A. 89, 7586-7590 (1992).
  8. Edayathumangalam, R. S., Weyermann, P., Gottesfeld, J. M., Dervan, P. B., Luger, K. Molecular recognition of the nucleosomal “supergroove”. Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 6864-6869 (2004).
  9. Suto, R. K., et al. Crystal structures of nucleosome core particles in complex with minor groove DNA-binding ligands. J. Mol. Biol. 326, 371-380 (2003).
  10. Gottesfeld, J. M., et al. Sequence-specific Recognition of DNA in the Nucleosome by Pyrrole-Imidazole Polyamides. J. Mol. Biol. 309, 615-629 (2001).
  11. Chenoweth, D. M., Dervan, P. B. Structural Basis for Cyclic Py-Im Polyamide Allosteric Inhibition of Nuclear Receptor Binding. J. Am. Chem. Soc. 132, 14521-14529 (2010).
  12. Raskatov, J. A., et al. Modulation of NF-κB-dependent gene transcription using programmable DNA minor groove binders. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 109, 1023-1028 (2012).
  13. Yang, F., et al. Antitumor activity of a pyrrole-imidazole polyamide. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110, 1863-1868 (2013).
  14. Mapp, A. K., Ansari, A. Z., Ptashne, M., Dervan, P. B. Activation of gene expression by small molecule transcription factors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 97, 3930-3935 (2000).
  15. Ansari, A. Z., Mapp, A. K., Nguyen, D. H., Dervan, P. B., Ptashne, M. Towards a minimal motif for artificial transcriptional activators. Chem. Biol. 8, 583-592 (2001).
  16. Arora, P. S., Ansari, A. Z., Best, T. P., Ptashne, M., Dervan, P. B. Design of artificial transcriptional activators with rigid poly-L-proline linkers. J. Am. Chem. Soc. 124, 13067-13071 (2002).
  17. Nickols, N. G., Jacobs, C. S., Farkas, M. E., Dervan, P. B. Modulating Hypoxia-Inducible Transcription by Disrupting the HIF-1–DNA Interface. ACS Chemical Biology. 2, 561-571 (2007).
  18. Pandian, G. N., et al. A synthetic small molecule for rapid induction of multiple pluripotency genes in mouse embryonic fibroblasts. Sci. Rep. 2, 544 (2012).
  19. Pandian, G. N., et al. Synthetic Small Molecules for Epigenetic Activation of Pluripotency Genes in Mouse Embryonic Fibroblasts. Chem Bio Chem. 12, 2822-2828 (2011).
  20. He, G., et al. Binding studies of a large antiviral polyamide to a natural HPV sequence. Biochimie. 102, 83-91 (2014).
  21. Edwards, T. G., Vidmar, T. J., Koeller, K., Bashkin, J. K., Fisher, C. DNA Damage Repair Genes Controlling Human Papillomavirus (HPV) Episome Levels under Conditions of Stability and Extreme Instability. PLoS ONE. 8, e75406 (2013).
  22. Edwards, T. G., Helmus, M. J., Koeller, K., Bashkin, J. K., Fisher, C. HPV Episome Stability is Reduced by Aphidicolin and Controlled by DNA Damage Response Pathways. Journal of Virology. , (2013).
  23. Edwards, T. G., et al. HPV episome levels are potently decreased by pyrrole-imidazole polyamides. Antiviral Res. 91, 177-186 (2011).
  24. Dickinson, L. A., et al. Inhibition of RNA polymerase II transcription in human cells by synthetic DNA-binding ligands. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 95, 12890-12895 (1998).
  25. Dickinson, L. A., et al. Arresting Cancer Proliferation by Small-Molecule Gene Regulation. Chem. Biol. 11, 1583-1594 (2004).
  26. Nickols, N. G., et al. Activity of a Py–Im Polyamide Targeted to the Estrogen Response Element. Molecular Cancer Therapeutics. 12, 675-684 (2013).
  27. Raskatov, J. A., Puckett, J. W., Dervan, P. B. A C-14 labeled Py–Im polyamide localizes to a subcutaneous prostate cancer tumor. Bioorg. Med. Chem. 22, 4371-4375 (2014).
  28. Jespersen, C., et al. Chromatin structure determines accessibility of a hairpin polyamide–chlorambucil conjugate at histone H4 genes in pancreatic cancer cells. Bioorg. Med. Chem. Lett. 22, 4068-4071 (2012).
  29. Chou, C. J., et al. Small molecules targeting histone H4 as potential therapeutics for chronic myelogenous leukemia. Molecular Cancer Therapeutics. 7, 769-778 (2008).
  30. Nickols, N. G., Dervan, P. B. Suppression of androgen receptor-mediated gene expression by a sequence-specific DNA-binding polyamide. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 10418-10423 (2007).
  31. Minoshima, M., Bando, T., Sasaki, S., Fujimoto, J., Sugiyama, H. Pyrrole-imidazole hairpin polyamides with high affinity at 5CGCG3 DNA sequence; influence of cytosine methylation on binding. Nucleic Acids Res. 36, 2889-2894 (2008).
  32. Warren, C. L., et al. Fabrication of duplex DNA microarrays incorporating methyl-5-cytosine. Lab on a Chip. 12, 376-380 (2012).
  33. Dudouet, B., et al. Accessibility of nuclear chromatin by DNA binding polyamides. Chem. Biol. 10, 859-867 (2003).
  34. Carlson, C. D., et al. Specificity landscapes of DNA binding molecules elucidate biological function. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 4544-4549 (2010).
  35. Warren, C. L., et al. Defining the sequence-recognition profile of DNA-binding molecules. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 103, 867-872 (2006).
  36. Tietjen, J. R., Donato, L. J., Bhimisaria, D., Ansari, A. Z., Voigt, C. Chapter One – Sequence-Specificity and Energy Landscapes of DNA-Binding Molecules. Methods Enzymol. 497, 3-30 (2011).
  37. Puckett, J. W., et al. Quantitative microarray profiling of DNA-binding molecules. J. Am. Chem. Soc. 129, 12310-12319 (2007).
  38. Keles, S., Warren, C. L., Carlson, C. D., Ansari, A. Z. CSI-Tree: a regression tree approach for modeling binding properties of DNA-binding molecules based on cognate site identification (CSI) data. Nucleic Acids Res. 36, 3171-3184 (2008).
  39. Hauschild, K. E., Stover, J. S., Boger, D. L., Ansari, A. Z. CSI-FID: High throughput label-free detection of DNA binding molecules. Bioorg. Med. Chem. Lett. 19, 3779-3782 (2009).
  40. Lee, M., Roldan, M. C., Haskell, M. K., McAdam, S. R., Hartley, J. A. . In vitro Photoinduced Cytotoxicity and DNA Binding Properties of Psoralen and Coumarin Conjugates of Netropsin Analogs: DNA Sequence-Directed Alkylation and Cross-Link. 37, 1208-1213 (1994).
  41. Wurtz, N. R., Dervan, P. B. Sequence specific alkylation of DNA by hairpin pyrrole–imidazole polyamide conjugates. Chem. Biol. 7, 153-161 (2000).
  42. Tung, S. -. Y., Hong, J. -. Y., Walz, T., Moazed, D., Liou, G. -. G. Chromatin affinity-precipitation using a small metabolic molecule: its application to analysis of O-acetyl-ADP-ribose. Cell. Mol. Life Sci. 69, 641-650 (2012).
  43. Rodriguez, R., Miller, K. M. Unravelling the genomic targets of small molecules using high-throughput sequencing. Nat Rev Genet. 15, 783-796 (2014).
  44. Guan, L., Disney, M. D. Covalent Small-Molecule–RNA Complex Formation Enables Cellular Profiling of Small-Molecule–RNA Interactions. Angew. Chem. Int. Ed. 52, 10010-10013 (2013).
  45. White, J. D., et al. Picazoplatin, an Azide-Containing Platinum(II) Derivative for Target Analysis by Click Chemistry. J. Am. Chem. Soc. 135, 11680-11683 (2013).
  46. Rodriguez, R., et al. Small-molecule–induced DNA damage identifies alternative DNA structures in human genes. Nat Chem Biol. 8, 301-310 (2012).
  47. Bando, T., Sugiyama, H. Synthesis and Biological Properties of Sequence-Specific DNA-Alkylating Pyrrole−Imidazole Polyamides. Acc. Chem. Res. 39, 935-944 (2006).
  48. Anders, L., et al. Genome-wide localization of small molecules. Nat. Biotechnol. 32, 92-96 (2014).
  49. Jin, C., et al. Chem-seq permits identification of genomic targets of drugs against androgen receptor regulation selected by functional phenotypic screens. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 111, 9235-9240 (2014).
  50. Landt, S. G., et al. ChIP-seq guidelines and practices of the ENCODE and modENCODE consortia. Genome Research. 22, 1813-1831 (2012).
  51. Erwin, G. S., Bhimsaria, D., Eguchi, A., Ansari, A. Z. Mapping Polyamide–DNA Interactions in Human Cells Reveals a New Design Strategy for Effective Targeting of Genomic Sites. Angew. Chem. Int. Ed. 53, 10124-10128 (2014).
  52. Hyde, J. E., Hearst, J. E. Binding of psoralen derivatives to DNA and chromatin: influence of the ionic environment on dark binding and photoreactivity. 생화학. 17, 1251-1257 (1978).
  53. Erwin, G. S., Bhimsaria, D., Rodríguez-Martínez, J. A., Grieshop, M. P., Ansari, A. Z. Genome-wide localization of polyamide-based genome readers reveals sequence-based binding to repressive heterochromatin. In preparation. , (2015).
  54. Chen, G., et al. Chemically defined conditions for human iPSC derivation and culture. Nat Meth. 8, 424-429 (2011).
  55. Deliard, S., Zhao, J., Xia, Q., Grant, S. F. A. Generation of High Quality Chromatin Immunoprecipitation DNA Template for High-throughput Sequencing (ChIP-seq). J Vis Exp. (74), e50286 (2013).
  56. Shi, Y. B., Spielmann, H. P., Hearst, J. E. Base-catalyzed reversal of a psoralen-DNA cross-link. 생화학. 27, 5174-5178 (1988).
  57. Kumaresan, K. R., Hang, B., Lambert, M. W. Human Endonucleolytic Incision of DNA 3′ and 5′ to a Site-directed Psoralen Monoadduct and Interstrand. J. Biol. Chem. 270, 30709-30716 (1995).
  58. Cimino, G. D., Shi, Y. B., Hearst, J. E. Wavelength dependence for the photoreversal of a psoralen-DNA crosslink. 생화학. 25, 3013-3020 (1986).
  59. Heinz, S., et al. Simple Combinations of Lineage-Determining Transcription Factors Prime cis-Regulatory Elements Required for Macrophage and B Cell Identities. Mol. Cell. 38, 576-589 (2010).
  60. Zhang, Y., et al. Model-based analysis of ChIP-Seq (MACS). Genome Biol. 9, R137 (2008).
  61. Kharchenko, P. V., Tolstorukov, M. Y., Park, P. J. Design and analysis of ChIP-seq experiments for DNA-binding proteins. Nat Biotech. 26, 1351-1359 (2008).
  62. Diamandis, E. P., Christopoulos, T. K. The biotin-(strept)avidin system: principles and applications in biotechnology. Clin. Chem. 37, 625-636 (1991).
  63. Martinson, H. G., True, R. J. On the mechanism of nucleosome unfolding. 생화학. 18, 1089-1094 (1979).
  64. Gloss, L. M., Placek, B. J. The Effect of Salts on the Stability of the H2A−H2B Histone Dimer. 생화학. 41, 14951-14959 (2002).
  65. Jackson, V. Formaldehyde Cross-Linking for Studying Nucleosomal Dynamics. Methods. 17, 125-139 (1999).
  66. Kasinathan, S., Orsi, G. A., Zentner, G. E., Ahmad, K., Henikoff, S. High-resolution mapping of transcription factor binding sites on native chromatin. Nat Meth. 11, 203-209 (2014).
  67. Teytelman, L., Thurtle, D. M., Rine, J., van Oudenaarden, A. Highly expressed loci are vulnerable to misleading ChIP localization of multiple unrelated proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110, 18602-18607 (2013).
  68. . Phantompeakqualtools home page Available from: https://www.encodeproject.org/software/phantompeakqualtools/ (2010)
  69. Wang, D., Lippard, S. J. Cellular processing of platinum anticancer drugs. Nature Reviews Drug Discovery. 4, 307-320 (2005).
  70. Hurley, L. H. DNA and its associated processes as targets for cancer therapy. Nat. Rev. Cancer. 2, 188-200 (2002).

Play Video

Cite This Article
Erwin, G. S., Grieshop, M. P., Bhimsaria, D., Eguchi, A., Rodríguez-Martínez, J. A., Ansari, A. Z. Genome-wide Mapping of Drug-DNA Interactions in Cells with COSMIC (Crosslinking of Small Molecules to Isolate Chromatin). J. Vis. Exp. (107), e53510, doi:10.3791/53510 (2016).

View Video