We describe a method to knock down gene expression in a growing population of E. coli cells using sequence-targeted sRNA expression cassettes delivered by an M13 phagemid vector.
RNA-medieret knockdowns er almindeligt anvendt til at kontrollere genekspression. Denne alsidige familie af teknikker gør brug af korte RNA (Srna), der kan syntetiseres med en hvilken som helst sekvens og designet til at supplere helst gen målrettet til nedregulering. Fordi Srna konstruktioner kan indføres på mange celletyper direkte eller ved anvendelse af en række vektorer, kan genekspression undertrykkes i levende celler uden besværlige genetisk modifikation. Den mest almindelige RNA knockdown teknologi, RNA-interferens (RNAi), gør brug af det endogene RNA-induceret silencing kompleks (RISC) til at mediere sekvens genkendelse og spaltning af mål-mRNA'et. Anvendelser af denne teknik er derfor begrænset til RISC-udtrykkende organismer, primært eukaryoter. For nylig har en ny generation af RNA bioteknologer udviklet alternative mekanismer til styring af genekspression gennem RNA, og så gjort mulige RNA-medieret gen knockdowns i bakterier. Her beskriver vi en metode til lyddæmpning gen expression i E. coli, som funktionelt ligner RNAi. I dette system en syntetisk phagmid er designet til at udtrykke Srna, som kan designet til at målrette helst sekvens. Ekspressionskonstruktionen afgives til en population af E. coli-celler med ikke-lytisk M13-fag, hvorefter det er i stand til stabilt at replicere et plasmid. Antisense anerkendelse og lyddæmpning af mål-mRNA'et medieres af Hfq proteinet, endogene for E. coli. Denne protokol omfatter metoder til at designe antisense Srna, konstruere fagmidvektoren, emballering fagmidet i M13 bakteriofag, forbereder en levende celle population for infektion, og udfører infektionen selv. Den fluorescerende protein mKate2 og antibiotikaresistensgenet chloramphenicolacetyltransferase (CAT) er målrettet til at generere repræsentative data og kvantificere knockdown effektivitet.
RNA-medieret gen knockdowns frem i to etaper. Først et RNA-molekyle indført i en cellelinie eller organisme af undersøgelsen. For det andet, endogene RNA-bindende proteiner lette RNA-target anerkendelse og producere den lyddæmpende effekt. Alle RNA knockdown teknologier drage fordel af den tilpasses karakteren af syntetiske sRNA'er, som let kan fremstilles til at matche et specifikt mål af interesse. Men de molekylære detaljer RNA optagelse og lyddæmpning varierer meget i modelsystem, begrænse, hvor og hvordan RNA knockdowns kan anvendes.
I nematoder, dobbeltstrenget RNA (dsRNA) molekyler kan indføres direkte i medierne eller ved at fodre ormene med en befolkning på dsRNA-udtrykkende E. coli-celler 1,2. I Drosophila, kan RNAi opnås ved mikroinjektion embryoner med dsRNA 3, eller gennemføres i cellelinier ved blot at tilføje dsRNA til dyrkningsmediet 4. I mammale cellelinjer,syntetiske små interfererende RNA'er (siRNA'er) kan leveres til levende celler ved elektroporering 1,2,5, pakket i liposomer 3,6, eller udtrykt fra DNA plasmidvektorer 4,7. Når RNA-species når cytosolen, RNAi pathway afhængig af RISC-komplekset til at behandle dsRNA, lette antisense genkendelsen af målet, og katalysere translationel undertrykkelse, mRNA nedbrydning eller heterochromatin formation, afhængig af værten.
På grund af disse krav, kan klassisk RNAi kun udføres i organismer, der optager eksogen RNA effektivt og udtrykker RISC eller en RISC-lignende aktivitet. Især dette udelukker model bakterien E. coli, som mangler RNAi pathway. Men de seneste fremskridt i syntetisk biologi give værktøjer til at løse både levering problemet og lyddæmpning problem.
I denne protokol, er Srna konstruktioner udtrykt i E. coli fra en DNA-vektor leveret til living celler under anvendelse af M13 phagmid / hjælper-system. En fagmid er enhver plasmid med en fag-afledt f1-replikationsstartsted. En hjælpe-plasmid, i dette tilfælde M13KO, bærer alle maskiner kræves for at producere viruspartikler, men er ikke selv kompetent til replikation og pakning. Når en phagemid og hjælper plasmid er co-transformeret, er alene fagmidet replikeres på f1 oprindelse, pakket og udskilles. Den vektoriseret phagmid er derefter kompetent til at inficere levende E. coli via F pilus.
I dette system er den lyddæmpende virkning, som brugerdefinerede Srna kassetter kombinerer et stillads sekvens med en mål-bindende sekvens. Target-bindende sekvens er 24 basepar antisense til et mRNA target, typisk ved ribosom-bindingssted (RBS). Stilladset sekvens, udviklet af Na og kolleger 8, indeholder en Hfq-bindende motiv ekstraheret fra MICC, en lille regulerende RNA endogent for E. coli. Den Hfq protein stimulerer RNA-RNA binding eng og mRNA nedbrydning, der betjener en rolle i dette system svarer til RISC i RNAi. Figur 1 viser en komplet ordning for fag-medieret Srna knockdowns, herunder Srna kassette struktur, phagemid vectorization og lyddæmpning mekanisme.
Som en fremgangsmåde til at modulere genekspression i E. coli, Srna nedregulering er enkel, hurtig og alsidig. Den målrettede E. coli ikke belastes udover formerings fagmidet og udtrykker Srna. Dette kan være relevant i forbindelse med syntetisk biologi eller grundforskning hvor udtrykket af større heterologe konstruktioner kan belaste cellulære ressourcer 9. Fagmider med nye mål kan fremstilles med en enkelt PCR og høstet en dag efter fagmid transformation. Endelig kan næsten enhver mRNA målrettes. Den Srna forordning kassette (på en standard plasmid) har vist sig at arbejde på en række forskellige mål i stofskiftet med typiske undertrykkelse niveauer> 90% 8.
<p class = "jove_content"> Denne protokol gengiver og udvider på tidligere arbejde ved hjælp phagemid-fødte Srna kassetter 10. Først en emballeret phagemid introduceret til en batch kultur af E. coli-celler og bruges til at lukke munden ekspressionen af det fluorescerende protein mKate2. Efterfølgende fluorescensændringer overvåges i realtid. For det andet, banker ned CAT-genet er vist at reducere fænotypisk chloramphenicolresistens på agarplader. I begge tilfælde fagmidet selv bærer en GFP markering, tillader infektion, der skal måles uafhængigt af knockdown effektivitet.Den foreliggende fremgangsmåde opnåede 80% reduktion i mKate fluorescensniveauer sammenlignet med ikke-målrettede kontroller. Dette er i overensstemmelse med andre RNA knockdown metoder, når fuldstændige lyddæmpning ikke overholdes, og 50-90% effektivitet er typisk 16,17. På den fænotypiske niveau, CAT målrettet knockdowns kunne væsentligt dæmpe chloramphenicol resistens, og fjerne det under visse betingelser.
Knockdown fænotype var detekterbar på populationsniveau efter kun få timer efter infektion (figur 3B). Dette illustrerer en vigtig egenskab af fag-baserede levering: en høj knockdown frekvens kan fås direkte i batch kultur uden forudgående genetisk modifikation. I modsætning til konventionelle genetiske modifikationer ved anvendelse af plasmid transformation eller genomisk integration, går faginfektion ikke kræve, at en population re-vokset fra en enkelt isoleret koloni. Dette tillader virkningerne af faginfektion at være udfored i populationer med komplekse rumlige dynamik 11, med præ-eksisterende rumlige strukturer som biofilm 18, eller i genetisk blandede naturlige populationer 19.
Et kritisk trin i denne metode er fremstilling af emballeret fagmid ved høj titer. Den metaboliske byrde forbundet med produktion fagpartikel kan medføre høje mutation eller plasmidtab i fagmidet produktionsstamme. Det anbefales, at fagmidet produktionsstamme dyrkes direkte fra en enkelt cotransformeret koloni og ikke kølet, frosset eller sub-dyrket før fag høst. En lav effektivitet i co-transformation kan også ses ved indførelsen fagmidet og hjælper plasmid til E. coli samtidigt. I dette tilfælde kan højere effektivitet opnås ved at transformere hjælpe-plasmid først, derefter fremstille kompetente celler, der bærer hjælpe-plasmid til efterfølgende transformation med fagmidet.
Phagemid infektion eller Srna udtryk pålægger også en påviselig metabolisk byrde på målcellerne, og kan resultere i nogle fænotypisk forstyrrelse. For eksempel blev et fald i mKate2 observerede fluorescens, selv når celler blev inficeret med en fagmid målretning CAT (figur 3). Infektion med M13 menes ikke at udløse systemiske stressreaktioner i E. coli 20, men kan ændre transskriptionelle mønstre indirekte. Alternativt kan GFP eller ampicillin resistens markører opført på fagmidet konkurrerer om cellulære ressourcer, reducere mKate2 udtryk og vækst 9. Endelig kan Srna kassette selv globalt ændrer genekspressionsprofiler ved titrering af Hfq proteinet, eller gennem off-target mRNA silencing. Forbi mål effekter er almindelige i in vivo-RNAi målrettet 21-23, men de har endnu ikke systematisk undersøgt for dette system.
En begrænsning ved denne metode er, at infektionen effvitet er mindre end 100%, så nogle ikke-inficerede bakterier at fortsætte i befolkningen. Resultaterne af dette arbejde og tidligere arbejde 10 tyder på, at inficerede celler udgør 1-10% af den endelige befolkning, og er ansvarlige for de fleste af de nonsilenced fænotyper observerede. En række veje til M13-resistens er kendte, med de mest almindelige er mutations tab af pilus-ekspression 24. I lyset af disse begrænsninger, bør kontrol bruges til at bekræfte høje smittespredningen og knockdown effektivitet.
En anden potentiel begrænsning for nogle anvendelser er lejlighedsvis overførsel af kontaminerende hjælperfag. Selvom M13K07 indeholder et muteret emballage signal, kan det pakkes i fag-capsidet ved lav frekvens og overført til inficerede populationer, hvilket resulterer i celler kompetente til fag produktion og den fortsatte spredning af fag ud over den oprindelige infektion begivenhed 25. Modifikationer af hjælperfag har vist sig effektiveat reducere uspecifik emballage, men nogle gange på bekostning af reduceret fag produktion 26.
Udviklet bakteriofager er blevet et uundværligt værktøj for E. coli syntetisk biologi, så hurtig levering af nye gener til en voksende befolkning. Nyligt arbejde har produceret intercellulære kommunikation kredsløb 11 eller udtrykt transkriptionsfaktorer til at undertrykke antibiotikaresistens veje 27. Protokollen præsenteres her føjer til en voksende samling af værktøjer, der giver kontrol af bakteriel fysiologi gennem programmerede RNA. CRISPR-Cas nukleaser, når muteret for at eliminere nukleaseaktivitet, har vist sig at undertrykke transkription ved RNA-styrede genmål 17,28. I modsætning hertil Srna nedregulering virker på det translationelle niveau og kræver ikke eksogent protein ekspression. Næste generation af bioteknologi kan forene transkriptionel og translationel kontrol med fag-medieret levering at programmere komplekse phenotyper i realtid.
The authors have nothing to disclose.
Finansieringen af dette arbejde blev leveret af Fondation Bettencourt Schueller til støtte for Paris Bettencourt iGEM hold. Vi takker INSERM U1001 forskningsenheden og Chantal Lotton til teknisk bistand og rådgivning. Phagemid Litmus28i_J23115-B0032-GFP blev leveret af Monica Ortiz og Drew Endy fra Stanford.
Plasmid Miniprep Kit | Qiagen | 27104 | |
DpnI Enzyme | NEB | R0176S | |
Phusion High Fidelity Polymerase | NEB | M0530S | |
Taq 2x Master Mix | NEB | M0270L | |
M13KO7 Helper Phage | NEB | N0315S | |
DH5α Competent Cells | Life Technologies | 18265-017 | |
TOP10F' Cells | Life Technologies | C3030-03 | |
LB Broth | Sigma | L3022-250G | |
Ampicillin | Sigma | A9393-5G | |
Kanamycin | Sigma | 60615-5G | |
Chloramphenicol | Sigma | C0378-5G | |
Tetracycline | Sigma | 87128-25G |