Summary

Måling af tryk Volume Loops i Mus

Published: May 02, 2016
doi:

Summary

Dette håndskrift beskriver en detaljeret protokol for indsamling af pres-volume data fra musen.

Abstract

Forståelse af årsagerne og progression af hjertesygdom udgør en stor udfordring for den biomedicinske samfund. Den genetiske fleksibilitet af musen giver store muligheder for at udforske hjertefunktionen på det molekylære niveau. Musen lille størrelse gør præsentere nogle udfordringer i forhold til at udføre detaljerede hjerte-fænotypebestemmelse. Miniaturisering og andre fremskridt inden for teknologi har gjort mange metoder til mulige vurdering af hjertefunktionen i musen. Af disse samtidig samling af tryk og volumen data giver et detaljeret billede af hjertefunktionen, der ikke er tilgængelige via andre aktiviteter. Her en detaljeret procedure for indsamling af loop data tryk-volumen er beskrevet. Inkluderet er en diskussion af principperne bag målingerne og de potentielle fejlkilder. Bedøvelsesmiddel ledelse og kirurgiske metoder diskuteres i detaljer, da de er både afgørende for at opnå høj kvalitet hæmodynamisk målings. Principperne for hæmodynamisk protokol udvikling og relevante aspekter af dataanalyse er ligeledes omfattet.

Introduction

Hjerte-kar-sygdom fortsætter med at være en væsentlig årsag til sygelighed og dødelighed i hele verden 1. Sygdomme i hjerte præsentere særligt vanskelige udfordringer i udviklingen af ​​nye behandlingsformer. Fremskridt i genetik giver mulighed for at identificere et væld af potentielle genetiske bidragydere til udviklingen af ​​hjertesygdomme. Den integrerende karakter af det kardiovaskulære system kræver, at disse genetiske mål valideres i intakte dyremodeller. De genetiske fleksibilitet og lav boligudgifter af muse har bragt det til spidsen for vurdering af den fysiologiske rolle af et givet gen. Den lille størrelse af musen præsenterer nogle unikke udfordringer for vurdering af hjertefunktionen. Der er flere modaliteter, der kan give oplysninger om hjertefunktion, men kun den samtidige måling af ventrikulær tryk og volumen tillader tryk-volumen (PV) sløjfe analyse af ventrikulær funktion. PV loops alleow hjertefunktion skal analyseres uafhængigt af dets forbindelse til vaskulaturen; en vigtig faktor for funktionelle rolle af en bestemt genetisk element.

Vurderingen af tryk-volumen loops er blevet brugt både eksperimentelt og klinisk i mange år og omfattende litteratur eksisterer vedrørende analysen af disse datasæt 2,3. Tilpasningen af PV loop teknologi til musen har været en vigtig fremgang for forståelsen af murine hjerte-fysiologi 4-6. Kateter baseret PV loop teknologier par en tryktransducer og brugen af ​​konduktans at estimere ventrikulær volumen. Den ventrikulære volumen bestemmes ved at undersøge ændringer i et elektrisk felt genereret af kateteret. Denne metode modeller ventriklen som en cylinder, er hvis højde er defineret af afstanden mellem elektroderne på kateteret og radius beregnes fra ledning af et elektrisk felt gennem blod iventriklen 7-9. Konduktanssignalet målt ved kateteret har to komponenter. Den første er den ledning gennem blodet; dette varierer med volumenet af ventriklen og udgør det primære signal anvendes til at bestemme ventrikulær volumen. Den anden komponent skyldes ledning gennem og langs væggen af ​​ventriklen. Dette kaldes parallel konduktans og skal fjernes, for at bestemme den absolutte ventrikulære volumen. Der er to kommercielt tilgængelige systemer til indsamling af pres-volume data i forskningslaboratorium og den anvendte metode til at beregne og fjern parallelkonduktansen er den primære forskel mellem dem 6,10,11. Konduktans katetre kræver injektion af hypertonisk saltvand til beregning af parallelkonduktansen. Denne injektion transient ændrer ledningsevnen af ​​blod i ventriklen, medens ledningsevnen af ​​væggen forbliver konstant. Ud fra disse data er det muligt at bestemme denkomponent af konduktanssignalet, der stammer fra blodet og hvad der kommer fra den ventrikulære væg. Denne fremgangsmåde forudsætter, at parallelkonduktans ikke varierer i løbet af hjertecyklussen. Optagelse Metoden bygger på ændringer fase i det elektriske felt til at vurdere bidraget af den ventrikulære væg til den samlede mængde signal. Denne metode bygger på en række forudbestemte konstanter for konduktiviteten af ​​blodet og myocardium at bestemme det endelige rumfang, men gør kontinuerlige målinger af parallelkonduktans under hjertecyklussen. Begge disse systemer giver gode estimater af venstre ventrikel volumen og forskellene mellem dem er ikke sandsynligt, at være fysiologisk signifikant. Den cylindriske model af ventriklen og andre forudsætninger gøre disse kateter tilgange ikke så nøjagtige som andre modaliteter, men disse data er tilvejebragt på et beat-by-beat grundlag, der er afgørende for vurderingen af ​​belastning uafhængige målinger af hjertefunktion.

Fremgangsmåden er skitseret her, bruges i mit laboratorium og har leveret data for en lang række undersøgelser der undersøger de grundlæggende patofysiologiske mekanismer dystrofisk kardiomyopati 12-18. Den ovenfor skitserede procedure er en af ​​to, der kan anvendes til opnåelse af PV loop data. Mens mange af de principper, der gælder for begge tilgang, vil denne protokol fokusere på en åben kiste apikal tilgang; en lukket kiste protokol er blevet beskrevet andetsteds 19,20. Mens proceduren vil blive beskrevet detaljeret, de vigtige overordnede principper er at blotlægge hjertet med minimal skade på enten hjertet eller lungerne. Hele protokollen er det vigtigt at huske, at dette er et ikke-overlevelse procedure, og at have en god eksponering af hjertet er kritisk vigtigt for den korrekte placering af katetret.

Protocol

Inden du udfører nogen af ​​procedurerne i denne protokol, opnå godkendelse af den lokale institutionelle dyr pleje og brug udvalg. 1. Opsætning af Experimental Rig Bemærk: Denne procedure udføres på bedøvede dyr og kvaliteten af dataene er proportional med kvaliteten af den anæstetiske støtte, der tilbydes til dyret. Denne første afsnit vil detaljer udstyr og procedurer er nødvendige for at give bedøvelse til musen, mens de udføre…

Representative Results

Konventionelt er volumen plottet på X-aksen og tryk på Y-aksen som i figur 1. Tryk- volumen sløjfer følger plotte tryk mod volumen skal ligne et rektangel, lodrette kanter, der repræsenterer iso-volumetrisk ændringer i tryk (dvs., når både mitral og aorta ventiler er lukket). Den nederste vandrette repræsenterer ventrikulær fyldning gennem mitralklappen og den øverste vandrette del repræsenterer ventrikulær tømning gennem aortaklappen. I et sundt v…

Discussion

Der er tre kritiske trin i denne procedure: 1) anbringelse af endotrachealrøret og passende ventilation, 2) placering af jugular IV-kateter, og 3) den korrekte placering af PV-kateter i den venstre ventrikel. Fastsættelse af passende åndedrætsværn sats er en vigtig del af at yde ventilatorisk støtte. Bevidste mus generelt opretholde alveolær ventilation med hurtige lavvandede vejrtrækninger. Generelt vil ventilerede mus har meget større tidalvolumener. Således kræves der en langsommere respirationsfrekvens. D…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatteren vil gerne anerkende finansiering fra NHLBI (K08 HL102066 og R01 HL114832).

Materials

Dumont 5/45 (2) Fine Science Tools 11251-33
Vessel Dilating Forceps Fine Science Tools 18153-11
Castroviejo Micro Dissecting Spring Scissor Roboz Instruments RS-5668
Octogon Forceps – Serrated/Curved Fine Science Tools 11041-08
Octogon Forceps – Serrated/Straight Fine Science Tools 11040-08
Dissector Scissors- Heavy Blade Fine Science Tools 14082-09
Transpore Surgical Tape 3M 1527-1
3-0 Silk Suture Fine Science Tools 18020-30
TOPO Ventilator Kent Scientific TOPO
Martin ME 102 Electrosurgical Unit Harvard Apparatus PY2 72-2484
Syringe Pump Lucca Technologies GenieTouch
Stereomicroscope with boom stand Nikon SMZ-800N
Thermocouple Thermometer Cole Parmer EW-91100-40
T/Pump Warm Water Recirculator Kent Scientific TP-700
ADVantage Pressure-Volume System Transonic ADV500
Data Acquision and Analysis DSI Ponemah ACQ-16

References

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart disease and stroke statistics–2015 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 131 (4), e29-e322 (2015).
  2. Katz, A. M. Influence of altered inotropy and lusitropy on ventricular pressure-volume loops. J Am Coll Cardiol. 11 (2), 438-445 (1988).
  3. Kass, D. A., Maughan, W. L. From "Emax" to pressure-volume relations: a broader view. Circulation. 77 (6), 1203-1212 (1988).
  4. Georgakopoulos, D., et al. In vivo murine left ventricular pressure-volume relations by miniaturized conductance micromanometry. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (4 Pt 2), H1416-H1422 (1998).
  5. Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
  6. Feldman, M. D., et al. Validation of a mouse conductance system to determine LV volume: comparison to echocardiography and crystals. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279 (4), H1698-H1707 (2000).
  7. Baan, J., et al. Continuous measurement of left ventricular volume in animals and humans by conductance catheter. Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).
  8. Salo, R. W., Wallner, T. G., Pederson, B. D. Measurement of ventricular volume by intracardiac impedance: theoretical and empirical approaches. IEEE Trans Biomed Eng. 33 (2), 189-195 (1986).
  9. Wei, C. L., et al. Volume catheter parallel conductance varies between end-systole and end-diastole. IEEE Trans Biomed Eng. 54 (8), 1480-1489 (2007).
  10. Kutty, S., et al. Validation of admittance computed left ventricular volumes against real-time three-dimensional echocardiography in the porcine heart. Exp Physiol. 98 (6), 1092-1101 (2013).
  11. Kottam, A., Dubois, J., McElligott, A., Henderson, K. K. Novel approach to admittance to volume conversion for ventricular volume measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2514-2517 (2011).
  12. Meyers, T. A., Townsend, D. Early right ventricular fibrosis and reduction in biventricular cardiac reserve in the dystrophin-deficient mdx heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308 (4), H303-H315 (2015).
  13. Townsend, D., Yasuda, S., Li, S., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Emergent dilated cardiomyopathy caused by targeted repair of dystrophic skeletal muscle. Mol Ther. 16 (5), 832-835 (2008).
  14. Townsend, D., et al. Systemic administration of micro-dystrophin restores cardiac geometry and prevents dobutamine-induced cardiac pump failure. Mol Ther. 15 (6), 1086-1092 (2007).
  15. Strakova, J., et al. Dystrobrevin increases dystrophin’s binding to the dystrophin-glycoprotein complex and provides protection during cardiac stress. J Mol Cell Cardiol. 76, 106-115 (2014).
  16. Yasuda, S., et al. Dystrophic heart failure blocked by membrane sealant poloxamer. Nature. 436 (7053), 1025-1029 (2005).
  17. Townsend, D., Daly, M., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Age-dependent dystrophin loss and genetic reconstitution establish a molecular link between dystrophin and heart performance during aging. Mol Ther. 19 (10), 1821-1825 (2011).
  18. Townsend, D., Yasuda, S., McNally, E., Metzger, J. M. Distinct pathophysiological mechanisms of cardiomyopathy in hearts lacking dystrophin or the sarcoglycan complex. FASEB J. 25 (9), 3106-3114 (2011).
  19. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  20. Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect. J Vis Exp. (100), e52618-e52618 (2015).
  21. Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiol Genomics. 42A (2), 103-113 (2010).
  22. Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283 (5), H1829-H1837 (2002).
  23. Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
  24. Palpant, N. J., Day, S. M., Herron, T. J., Converso, K. L., Metzger, J. M. Single histidine-substituted cardiac troponin I confers protection from age-related systolic and diastolic dysfunction. Cardiovasc Res. 80 (2), 209-218 (2008).
  25. Palpant, N. J., D’Alecy, L. G., Metzger, J. M. Single histidine button in cardiac troponin I sustains heart performance in response to severe hypercapnic respiratory acidosis in vivo. FASEB J. 23 (5), 1529-1540 (2009).
  26. Palpant, N. J., et al. Cardiac disease in mucopolysaccharidosis type I attributed to catecholaminergic and hemodynamic deficiencies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 300 (1), H356-H365 (2011).
  27. Townsend, D. Diastolic dysfunction precedes hypoxia-induced mortality in dystrophic mice. Physiol Rep. 3 (8), e12513 (2015).
  28. Schmähl, D., Port, R., Wahrendorf, J. A dose-response study on urethane carcinogenesis in rats and mice. Int J Cancer. 19 (1), 77-80 (1977).
  29. Freeman, G. L., Little, W. C., O’Rourke, R. A. The effect of vasoactive agents on the left ventricular end-systolic pressure-volume relation in closed-chest dogs. Circulation. 74 (5), 1107-1113 (1986).
  30. Reyes, M., et al. Enhancement of contractility with sustained afterload in the intact murine heart: blunting of length-dependent activation. Circulation. 107 (23), 2962-2968 (2003).
  31. Segers, P., et al. Conductance catheter-based assessment of arterial input impedance, arterial function, and ventricular-vascular interaction in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1157-H1164 (2005).
  32. Townsend, D., et al. Chronic administration of membrane sealant prevents severe cardiac injury and ventricular dilatation in dystrophic dogs. J Clin Invest. 120 (4), 1140-1150 (2010).
  33. Sato, T., Shishido, T., et al. ESPVR of in situ rat left ventricle shows contractility-dependent curvilinearity. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (5 Pt 2), H1429-H1434 (1998).
  34. Sunagawa, K., et al. Effects of coronary arterial pressure on left ventricular end-systolic pressure-volume relation of isolated canine heart. Circ Res. 50 (5), 727-734 (1982).
  35. Cingolani, H. E., Pérez, N. G., Cingolani, O. H., Ennis, I. L. The Anrep effect: 100 years later. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 304 (2), H175-H182 (2013).
  36. Baan, J., van der Velde, E. T. Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs. Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).
  37. Rankin, J. S., Olsen, C. O., et al. The effects of airway pressure on cardiac function in intact dogs. Circulation. 66 (1), 108-120 (1982).
check_url/kr/53810?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. J. Vis. Exp. (111), e53810, doi:10.3791/53810 (2016).

View Video