Summary

Måling av trykk Volum Loops i Mus

Published: May 02, 2016
doi:

Summary

Dette manuskriptet beskriver en detaljert protokoll for oppsamling av trykk-volum data fra musen.

Abstract

Forstå årsaker og progresjon av hjertesykdom presenterer en betydelig utfordring for biomedisinsk samfunnet. Den genetiske Fleksibiliteten i mus gir et stort potensiale for å utforske hjertefunksjonen på molekylært nivå. Musen er liten størrelse gjør presentere noen utfordringer i forhold til å utføre detaljert hjerte fenotyping. Miniatyrisering og andre fremskritt i teknologi har gjort mange metoder for hjertemålinger mulig i musen. Av disse samtidig samling av trykk og volum data gir et detaljert bilde av hjertefunksjon som ikke er tilgjengelig gjennom noen annen modalitet. Her en detaljert fremgangsmåte for innsamling av trykk-volum sløyfedata er beskrevet. Inkludert er en diskusjon av prinsippene målingene og de potensielle feilkilder. Bedøvelse ledelse og kirurgiske tilnærminger blir diskutert i stor detalj som de er begge kritiske til å oppnå høy kvalitet hemodynamisk målings. Prinsippene for hemodynamisk protokoll utvikling og relevante aspekter ved dataanalyse er også adressert.

Introduction

Hjerte- og karsykdommer fortsetter å være en viktig årsak til dødelighet og sykelighet i hele verden en. Sykdommer i hjertet presentere spesielt vanskelige utfordringer i å utvikle nye behandlingsformer. Fremskritt i genetikk for muligheten til å identifisere en rekke potensielle genetiske bidragsytere til utvikling av hjertesykdom. Den integrerende natur av det kardiovaskulære systemet krever at disse genetiske mål valideres i intakte dyremodeller. De genetiske fleksibilitet og lave bokostnader av musen har brakt den til teten for vurdering av den fysiologiske rollen til et gitt gen. Den lille størrelsen på mus viser noen spesielle utfordringer for vurdering av hjertefunksjonen. Det er flere modaliteter som kan gi informasjon om hjertefunksjon, men bare den samtidige måling av ventrikulære trykk og volum gjør det mulig for trykk-volum (PV) sløyfe analyse av ventrikulær funksjon. PV-buerow hjertefunksjonen som skal bli analysert uavhengig av dens forbindelse til blodkar; en viktig faktor for å bestemme den funksjonelle rolle av en spesiell genetisk element.

Vurderingen av trykk-volum sløyfer er blitt brukt både eksperimentelt og klinisk i mange år, og omfattende litteratur eksisterer når det gjelder analyse av disse datasett 2,3. Tilpasningen av PV sløyfe teknologi til musen har vært et viktig fremskritt for forståelsen av murine hjertefysiologi 4-6. Kateterbasert PV sløyfe teknologier par en trykktransduser og bruken av konduktansen til å estimere ventrikulær volum. Den ventrikulære volum bestemmes ved å undersøke forandringer i et elektrisk felt som genereres av kateteret. Denne metoden modeller ventrikkelen som en sylinder, er den høyde som er definert ved avstanden mellom elektrodene på kateteret og radius blir beregnet fra ledning av et elektrisk felt gjennom blod iventrikkelen 7-9. Ledningsevnesignalet målt av kateteret har to komponenter. Den første er conduction gjennom blod; dette varierer med volumet av ventrikkelen og utgjør primærsignalet brukes til å bestemme ventrikulær volum. Den andre komponenten er et resultat av ledning gjennom og langs veggen av ventrikkelen. Dette kalles parallelle konduktans og må fjernes for å bestemme den absolutte ventrikulært volum. Det er to kommersielt tilgjengelige systemer for innsamling av trykk-volum data i forskningslaboratorium og hvilken metode som brukes for å beregne og fjerne parallell konduktans er den primære forskjellen mellom dem 6,10,11. Konduktans katetre krever injeksjon av hypertonisk saltløsning for beregning av parallelle konduktans. Denne injeksjon forbigående endrer ledningsevnen i blodet i ventrikkelen, mens ledningsevnen i veggen forblir konstant. Fra disse data er det mulig å bestemmekomponent av ledningsevnesignalet som stammer fra blodet og det som kommer fra den ventrikulære veggen. Denne tilnærmingen forutsetter at parallell konduktans ikke varierer i løpet av hjertesyklusen. Adgang metoden er avhengig av faseendringer i det elektriske felt for å vurdere bidraget fra den ventrikulære veggen til det samlede volum signal. Denne fremgangsmåten er avhengig av en rekke forutbestemte konstanter for ledningsevnen i blodet og myokardium for å bestemme den endelige volum, men gjør kontinuerlige målinger av parallelle konduktans under hjertesyklusen. Begge disse systemene gir gode estimater av venstre ventrikkel volum og forskjellene mellom dem er ikke sannsynlig å være fysiologisk signifikant. Den sylindriske modell av ventrikkel og andre forutsetninger gjengi disse kateterbaserte tilnærminger ikke så nøyaktige som andre modaliteter, men disse dataene er gitt på en beat-for-beat basis som er avgjørende for vurderingen av last uavhengige målinger av hjertefunksjon.

Fremgangsmåten beskrevet her er brukt i laboratoriet min og har gitt data for et stort antall studier som undersøker de grunnleggende mekanismer for patofysiologiske dystrofiske kardiomyopati 12-18. Fremgangsmåten beskrevet nedenfor er en av to som kan bli anvendt for å oppnå PV sløyfedata. Mens mange av prinsippene gjelder for enten tilnærming, vil denne protokollen fokusere på en åpen kiste apikal tilnærming; en lukket kiste protokollen er beskrevet andre steder 19,20. Selv om fremgangsmåten vil bli beskrevet i detalj, de viktige overordnede prinsipper er å blottlegge hjertet med minimal skade på enten hjerte eller lunger. Gjennom hele-protokollen er det viktig å huske på at dette er et ikke-overlevelse prosedyre og at det å ha en god eksponering av hjertet er kritisk viktig for riktig plassering av kateteret.

Protocol

Før du utfører noen av prosedyrene som er beskrevet i denne protokollen, få godkjenning av den lokale institusjonelle dyr omsorg og bruk komité. 1. Sette opp Experimental Rig Merk: Denne prosedyren blir utført på bedøvede dyr og kvaliteten på dataene er proporsjonal med kvaliteten av narkosen støtte som tilbys til dyret. Denne første delen vil detalj utstyr og prosedyrer er nødvendig for å gi anestesi til musen mens du utfører denne pr…

Representative Results

Ved konvensjonen, er volumet plottet på X-aksen og trykk på Y-aksen som i figur 1. Trykk volum looper som følge av plotting press mot volum skal ligne et rektangel, de vertikale kantene representerer Isovolumisk endringer i trykk (dvs. når både mitral og aorta ventiler er lukket). Den nederste horisontale representerer ventrikulær fylling gjennom mitral ventil og den øvre horisontale del representerer ventrikulær tømming gjennom aorta ventilen. I en sun…

Discussion

Det er tre kritiske trinn i denne fremgangsmåte: 1) plassering av det endotrakeale røret og passende ventilasjon, 2) plassering av vena IV kateter, og 3) den riktige plassering av PV kateter i venstre ventrikkel. Bestemme egnet åndedrettsfrekvensen er en viktig del av å gi ventilasjonsstøtte. Bevisste mus generelt opprettholde alveolær ventilasjon med raske grunne åndedrag. Generelt vil ventilerte mus har mye større tidevolum. Dermed kreves en lavere lufthastighet. Dette er viktig som for lite ventilasjon vil re…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatteren ønsker å erkjenne finansiering fra NHLBI (K08 HL102066 og R01 HL114832).

Materials

Dumont 5/45 (2) Fine Science Tools 11251-33
Vessel Dilating Forceps Fine Science Tools 18153-11
Castroviejo Micro Dissecting Spring Scissor Roboz Instruments RS-5668
Octogon Forceps – Serrated/Curved Fine Science Tools 11041-08
Octogon Forceps – Serrated/Straight Fine Science Tools 11040-08
Dissector Scissors- Heavy Blade Fine Science Tools 14082-09
Transpore Surgical Tape 3M 1527-1
3-0 Silk Suture Fine Science Tools 18020-30
TOPO Ventilator Kent Scientific TOPO
Martin ME 102 Electrosurgical Unit Harvard Apparatus PY2 72-2484
Syringe Pump Lucca Technologies GenieTouch
Stereomicroscope with boom stand Nikon SMZ-800N
Thermocouple Thermometer Cole Parmer EW-91100-40
T/Pump Warm Water Recirculator Kent Scientific TP-700
ADVantage Pressure-Volume System Transonic ADV500
Data Acquision and Analysis DSI Ponemah ACQ-16

References

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart disease and stroke statistics–2015 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 131 (4), e29-e322 (2015).
  2. Katz, A. M. Influence of altered inotropy and lusitropy on ventricular pressure-volume loops. J Am Coll Cardiol. 11 (2), 438-445 (1988).
  3. Kass, D. A., Maughan, W. L. From "Emax" to pressure-volume relations: a broader view. Circulation. 77 (6), 1203-1212 (1988).
  4. Georgakopoulos, D., et al. In vivo murine left ventricular pressure-volume relations by miniaturized conductance micromanometry. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (4 Pt 2), H1416-H1422 (1998).
  5. Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
  6. Feldman, M. D., et al. Validation of a mouse conductance system to determine LV volume: comparison to echocardiography and crystals. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279 (4), H1698-H1707 (2000).
  7. Baan, J., et al. Continuous measurement of left ventricular volume in animals and humans by conductance catheter. Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).
  8. Salo, R. W., Wallner, T. G., Pederson, B. D. Measurement of ventricular volume by intracardiac impedance: theoretical and empirical approaches. IEEE Trans Biomed Eng. 33 (2), 189-195 (1986).
  9. Wei, C. L., et al. Volume catheter parallel conductance varies between end-systole and end-diastole. IEEE Trans Biomed Eng. 54 (8), 1480-1489 (2007).
  10. Kutty, S., et al. Validation of admittance computed left ventricular volumes against real-time three-dimensional echocardiography in the porcine heart. Exp Physiol. 98 (6), 1092-1101 (2013).
  11. Kottam, A., Dubois, J., McElligott, A., Henderson, K. K. Novel approach to admittance to volume conversion for ventricular volume measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2514-2517 (2011).
  12. Meyers, T. A., Townsend, D. Early right ventricular fibrosis and reduction in biventricular cardiac reserve in the dystrophin-deficient mdx heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308 (4), H303-H315 (2015).
  13. Townsend, D., Yasuda, S., Li, S., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Emergent dilated cardiomyopathy caused by targeted repair of dystrophic skeletal muscle. Mol Ther. 16 (5), 832-835 (2008).
  14. Townsend, D., et al. Systemic administration of micro-dystrophin restores cardiac geometry and prevents dobutamine-induced cardiac pump failure. Mol Ther. 15 (6), 1086-1092 (2007).
  15. Strakova, J., et al. Dystrobrevin increases dystrophin’s binding to the dystrophin-glycoprotein complex and provides protection during cardiac stress. J Mol Cell Cardiol. 76, 106-115 (2014).
  16. Yasuda, S., et al. Dystrophic heart failure blocked by membrane sealant poloxamer. Nature. 436 (7053), 1025-1029 (2005).
  17. Townsend, D., Daly, M., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Age-dependent dystrophin loss and genetic reconstitution establish a molecular link between dystrophin and heart performance during aging. Mol Ther. 19 (10), 1821-1825 (2011).
  18. Townsend, D., Yasuda, S., McNally, E., Metzger, J. M. Distinct pathophysiological mechanisms of cardiomyopathy in hearts lacking dystrophin or the sarcoglycan complex. FASEB J. 25 (9), 3106-3114 (2011).
  19. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  20. Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect. J Vis Exp. (100), e52618-e52618 (2015).
  21. Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiol Genomics. 42A (2), 103-113 (2010).
  22. Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283 (5), H1829-H1837 (2002).
  23. Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
  24. Palpant, N. J., Day, S. M., Herron, T. J., Converso, K. L., Metzger, J. M. Single histidine-substituted cardiac troponin I confers protection from age-related systolic and diastolic dysfunction. Cardiovasc Res. 80 (2), 209-218 (2008).
  25. Palpant, N. J., D’Alecy, L. G., Metzger, J. M. Single histidine button in cardiac troponin I sustains heart performance in response to severe hypercapnic respiratory acidosis in vivo. FASEB J. 23 (5), 1529-1540 (2009).
  26. Palpant, N. J., et al. Cardiac disease in mucopolysaccharidosis type I attributed to catecholaminergic and hemodynamic deficiencies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 300 (1), H356-H365 (2011).
  27. Townsend, D. Diastolic dysfunction precedes hypoxia-induced mortality in dystrophic mice. Physiol Rep. 3 (8), e12513 (2015).
  28. Schmähl, D., Port, R., Wahrendorf, J. A dose-response study on urethane carcinogenesis in rats and mice. Int J Cancer. 19 (1), 77-80 (1977).
  29. Freeman, G. L., Little, W. C., O’Rourke, R. A. The effect of vasoactive agents on the left ventricular end-systolic pressure-volume relation in closed-chest dogs. Circulation. 74 (5), 1107-1113 (1986).
  30. Reyes, M., et al. Enhancement of contractility with sustained afterload in the intact murine heart: blunting of length-dependent activation. Circulation. 107 (23), 2962-2968 (2003).
  31. Segers, P., et al. Conductance catheter-based assessment of arterial input impedance, arterial function, and ventricular-vascular interaction in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1157-H1164 (2005).
  32. Townsend, D., et al. Chronic administration of membrane sealant prevents severe cardiac injury and ventricular dilatation in dystrophic dogs. J Clin Invest. 120 (4), 1140-1150 (2010).
  33. Sato, T., Shishido, T., et al. ESPVR of in situ rat left ventricle shows contractility-dependent curvilinearity. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (5 Pt 2), H1429-H1434 (1998).
  34. Sunagawa, K., et al. Effects of coronary arterial pressure on left ventricular end-systolic pressure-volume relation of isolated canine heart. Circ Res. 50 (5), 727-734 (1982).
  35. Cingolani, H. E., Pérez, N. G., Cingolani, O. H., Ennis, I. L. The Anrep effect: 100 years later. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 304 (2), H175-H182 (2013).
  36. Baan, J., van der Velde, E. T. Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs. Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).
  37. Rankin, J. S., Olsen, C. O., et al. The effects of airway pressure on cardiac function in intact dogs. Circulation. 66 (1), 108-120 (1982).
check_url/kr/53810?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. J. Vis. Exp. (111), e53810, doi:10.3791/53810 (2016).

View Video