Summary

Immobilisering av Multi-biokatalysatorer i alginatpärlor för Cofactor Regeneration och förbättrad Återanvändning

Published: April 22, 2016
doi:

Summary

Presenteras är protokollet för co-immobilisera hela celler biokatalysatorer för kofaktor förnyelse och förbättrad återanvändbarhet, med hjälp av produktionen av L-xylulos som ett exempel. Kofaktorn regenere uppnås genom att koppla två Escherichia coli-stammar som uttrycker funktionellt kompletterande enzymer; helcell-biokatalysator immobilisering åstadkommes genom cellinkapsling på kalcium alginatpärlor.

Abstract

Vi har nyligen utvecklat en enkel, återanvändbar och kopplade helcells-biokatalytisk system med förmågan att kofaktor förnyelse och biokatalysator immobilisering för förbättrad produktionsutbyte och ihållande syntes. Beskrivs härmed är den experimentella proceduren för utvecklingen av ett sådant system som består av två E. coli-stammar som uttrycker funktionellt kompletterande enzymer. Tillsammans kan dessa två enzymer fungera kooperativt att mediera regenerering av dyra kofaktörer för att förbättra produktutbyte av den Bioreaktionsteknik. Dessutom är metoden för syntetisering av en immobiliserad form av det kopplade biokatalytisk systemet genom inkapsling av hela celler i kalcium alginatpärlor rapporterats. Som ett exempel presenterar vi den förbättrade biosyntesen av L-xylulos från L-arabinitol genom koppling E. coli-celler som uttrycker enzymerna L-arabinitoldehydrogenas eller NADPH-oxidas. Under optimala förhållanden och med användning av en initial koncentration av 150mM L-arabinitol, nådde den maximala L-xylulos utbyte 96%, vilket är högre än de som rapporterats i litteraturen. Den immobiliserade formen av de kopplade helcells-biokatalysatorer visade god driftstabilitet, bibehålla 65% av avkastningen som erhålls i den första cykeln efter 7 cykler av successiv återanvändning, medan den fria cellsystemet nästan helt förlorat den katalytiska aktiviteten. Därför metoder rapporterade här ger två strategier som kan bidra till att förbättra den industriella produktionen av L-xylulos, liksom andra mervärdes föreningar kräver användning av kofaktorer i allmänhet.

Introduction

Reduktiv helcells-biotransformation med hjälp av mikroorganismer har blivit en utbredd metod för kemo-enzymatisk syntes av kommersiellt och terapeutiskt viktiga biomolekyler 1 3. Den presenterar flera fördelar jämfört med användning av isolerade enzymer, särskilt avskaffandet av kostnadsintensiva nedströms reningsprocesser och demonstration av en förlängd livslängd 4-7. För biokatalytiska vägar där det krävs kofaktörer för produktbildning, hela-cellsystem har potential att ge in situ kofaktor förnyelse via tillsats av billiga elektrondone samsubstrat 5,8,9. Emellertid är denna kapacitet minskas för reaktioner som kräver en stökiometrisk koncentration av sällsynta eller dyra samsubstrat 10 13. Tillsammans med dålig återanvändning av hela celler, hindrar detta inrättandet av en skalbar och kontinuerlig produInsatser systemet. Strategiska modifieringar av hel-cellsystem för dessa kofaktor beroende biotransformationer krävs för att övervinna ovannämnda begränsningar. Specifikt har kombinationen av hela celler biokatalysatorer som arbetar kooperativt visat sig signifikant öka produktiviteten och stabiliteten av de hyste enzymerna 14. Dessa faktorer, som ofta kritisk för att möjliggöra storskalig produktion av kommersiellt gångbara produkter, kan optimeras ytterligare genom samtidig immobilisering biokatalytiska mikrober 15. Vi har nyligen utvecklat en enkel och återanvändbar hel-cell biokatalytisk system som tillåter både kofaktor förnyelse och biokatalysator immobilisering för L-xylulos produktion 16. I denna studie var detta system som används som ett exempel för att illustrera de experimentella förfarandena för att tillämpa dessa två strategier för förbättrad biotransformation produktionsutbyte och biokatalysator återanvändbarhet.

L-xylulos tillhör en class av biologiskt användbara molekyler som heter sällsynta sockerarter. Sällsynta sockerarter är unika monosackarider eller sockerderivat som förekommer mycket sällan i naturen, men spelar viktiga roller som igenkänningselement i bioaktiva molekyler 17,18. De har en mängd olika tillämpningar som sträcker sig från sötningsmedel, funktionella livsmedel för potentiella terapeutiska medel 19. L-xylulos kan användas som en potentiell inhibitor av flera a-glukosidaser, och kan också användas som en indikator på hepatit eller levercirros 17,20. Hög omvandlingseffektivitet av xylitol till L-xylulos i hel-cellsystem har tidigare rapporterats i Pantoea ananatis 21,22, Alcaligenes sp. 701B 23, Bacillus pallidus Y25 24,25 och Escherichia coli 26. I E. coli, men det var endast uppnås med hjälp av låga (<67 mm) xylitolkoncentrationerna 26 på grund av potentiella inhibitoriska effekterna av en initial xylitol koncentration högre än 100 mM om xylitol-4-dehydrogenas aktivitet 21,26. Termodynamisk jämvikt mellan xylulos och xylitol har visat sig starkt gynna bildandet av xylitol 25,27. Dessutom är xylulos avkastning begränsas av mängden av dyra kofaktorer som måste levereras i frånvaro av en in situ kofaktor regenereringssystem. Tillsammans utgör dessa faktorer begränsar risken för skalning i hållbara system för L-xylulos biosyntesen.

För att övervinna dessa begränsningar och förbättra L-xylulos biotransformation avkastning, var strategin att kofaktor regenere anställd först genom att upprätta en kopplad helcells-biokatalytisk systemet. Specifikt, L-arabinitol 4-dehydrogenas (EC 1.1.1.12) från svampdynor jecorina (HjLAD), ett enzym i L-arabinos katabolism av svampar, valdes för att katalysera omvandlingen av L-arabinitol till L-xylulos 28,29 . Liksom många biosyntetiska enzymer, en stor limitation HjLAD är att det kräver en stökiometrisk mängd av den dyra nikotinamidadenindinukleotid cofaktor (NAD +, den oxiderade formen av NADH) för att genomföra denna omvandling. NADPH-oxidas hittades i Streptococcus pyogenes (SpNox) har visat att visa hög kofaktor-regenereringsaktivitet 30,31. Med utnyttjande av detta attribut av SpNox, E. coli-celler som uttrycker HjLAD för produktion av L-xylulos kopplades med E. coli-celler som uttrycker SpNox för regenerering av NAD + för att öka L-xylulos produktion avbildas av den kopplade reaktionen som visas i figur 1A. Under optimala förhållanden och med användning av en initial koncentration av 150 mM L-arabinitol, nådde den maximala L-xylulos utbyte 96%, vilket gör detta system mycket mer effektiv än de som rapporteras i litteraturen.

Strategin med helcells-immobilisering användes nästa för att ytterligare förbättra återanvändbarheten för den kopplade biocatalytIC-systemet. Vanligen använda metoder för helcells-immobilisering inkluderar adsorption / kovalent länkning till fasta matriser, tvärbindning / infångning och inkapsling i polymera nätverk 32. Bland dessa metoder är den lämpligaste metoden för cell immobilisering inkapsling i kalcium alginatpärlor. Deras milda gelningsegenskaper, inert vattenmatris och hög porositet hjälpa till att bevara de fysiologiska egenskaper och funktioner hos de inkapslade biologiska 33. Därför den kopplade biokatalysatorn system innehållande både E. coli-celler som hyser HjLAD eller SpNox immobiliserades i kalciumalginat pärlor för att möjliggöra flera cykler av L-xylulos (figur 2) .Den immobiliserade biokatalysator-system visade god driftstabilitet, bibehålla 65% av omvandlingsutbytet av den första cykeln efter 7 cykler av successiv återanvändning, medan den fria cellsystemet nästan helt förlorat sin katalytiska aktivitet.

Protocol

1. Hela-cell Biokatalysatorer Förberedelse OBS: Den rekombinanta E. coli-celler som hyser pET28a- SpNox 31 eller pET28a- HjLAD 28 är följande kallad E. coli SpNox och E. coli HjLAD, respektive. Ympa en enda koloni av E. coli HjLAD i 3 ml Luria-Bertani (LB) medium med tillsats av kanamycin (50 | ig / ml) och inkubera i en inkubator-skakapparat O / N vid 37 ° C, 250 rpm. <…

Representative Results

Att möjliggöra kofaktor regenerering, var L-xylulos syntes utförs i en kopplad helcells-biokatalytisk system innehållande E. coli HjLAD och E. coli SpNox celler. Efter optimering av olika parametrar, var återanvändbarhet av detta system förbättras genom att immobilisera det på kalcium alginatpärlor (Figur 2). L-xylulos Produktion med C…

Discussion

Nya tekniska framsteg har gjort det möjligt ett uppsving i kommersialiseringen av rekombinanta proteinläkemedel, vilket resulterar i en gradvis ökning av marknadsvärdet inom bioteknikindustrin. En sådan utveckling är uppkomsten av metabolisk teknik i rekombinanta mikroorganismer, som har visat en mycket lovande i upprättandet skalindustrisystem 38. Som med de flesta processer är framgångsrik kommersialisering av rekombinanta biomolekyler som produceras av genetiskt modifierade mikrober starkt beroend…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denna forskning stöds av Basic Science Research Program genom National Research Foundation of Korea (NRF) som finansieras av ministeriet för utbildning, vetenskap och teknik (NRF-2013R1A1A2012159 och NRF-2013R1A1A2007561), Konkuk universitet och Institutionen för kemiteknik och MCubed program vid University of Michigan.

Materials

LB broth  Sigma Aldrich L3022-6X1KG
Kanamycin Fisher BP906-5
Isopropyl β-D-thiogalactopyranoside (IPTG) Sigma Aldrich I6758-10G
Tris base Fisher BP1521
B-Nicotinamide adenine dinucleotide hydrate Sigma Aldrich N7004-1G
L-Arabinitol Sigma Aldrich A3506-10G
L-Cysteine Sigma Aldrich 168149
Sulfuric acid Sigma Aldrich 320501-500ML
Carbazole Sigma Aldrich C5132
Ethanol  Fisher BP2818-4
Sodium alginate Sigma Aldrich W201502
Calcium chloride dihydrate Sigma Aldrich 223506-500G
Excella E24 shaker incubator New Brunswick Scientific
Cary 60 UV-Vis Spectrophotometer Agilent Technologies
Centrifuge 5810R Eppendrof
Beakers Fisher
Syringe Fisher
Needle Fisher
Pioneer Analytical and Precision Weighing Balance Ohaus

References

  1. Carballeira, J. D., et al. Microbial cells as catalysts for stereoselective red-ox reactions. Biotech Adv. 27 (6), 686-714 (2009).
  2. Sun, B., Kantzow, C., Bresch, S., Castiglione, K., Weuster-Botz, D. Multi-enzymatic one-pot reduction of dehydrocholic acid to 12-keto-ursodeoxycholic acid with whole-cell biocatalysts. Biotechnol. Bioeng. 110 (1), 68-77 (2013).
  3. Smith, M. R., Khera, E., Wen, F. Engineering novel and improved biocatalysts by cell surface display. Ind. Eng. Chem. Res. 54 (16), 4021-4032 (2015).
  4. Wen, F., Sun, J., Zhao, H. Yeast surface display of trifunctional minicellulosomes for simultaneous saccharification and fermentation of cellulose to ethanol. Appl. Environ. Microbiol. 76 (4), 1251-1260 (2009).
  5. Siedler, S., Bringer, S., Bott, M. Increased NADPH availability in Escherichia coli: improvement of the product per glucose ratio in reductive whole-cell biotransformation. Appl. Microbiol. Biotechnol. 92 (5), 929-937 (2011).
  6. Kim, C. S., Seo, J. H., Kang, D. G., Cha, H. J. Engineered whole-cell biocatalyst-based detoxification and detection of neurotoxic organophosphate compounds. Biotech Adv. 32 (3), 652-662 (2014).
  7. Tufvesson, P., Lima-ramos, J., Nordblad, M., Woodley, J. M. Guidelines and cost analysis for catalyst production in biocatalytic processes. Org. Process Res. Dev. 15 (1), 266-274 (2011).
  8. Mouri, T., Michizoe, J., Ichinose, H., Kamiya, N., Goto, M. A recombinant Escherichia coli whole cell biocatalyst harboring a cytochrome P450cam monooxygenase system coupled with enzymatic cofactor regeneration. Appl Microbiol Bioechnol. 72 (3), 514-520 (2006).
  9. Xiao, Z., et al. A novel whole-cell biocatalyst with NAD+ regeneration for production of chiral chemicals. PloS one. 5 (1), e8860 (2010).
  10. Zhao, H., van der Donk, W. A. Regeneration of cofactors for use in biocatalysis. Curr. Opin. Biotechnol. 14 (6), 583-589 (2003).
  11. Thomas, S. M., Dicosimo, R., Nagarajan, V. Biocatalysis: applications and potentials for the chemical industry. Trends Biotechnol. 20 (6), 238-242 (2002).
  12. Wang, Y., Li, L., Ma, C., Gao, C., Tao, F., Xu, P. Engineering of cofactor regeneration enhances (2S,3S)-2,3-butanediol production from diacetyl. Sci Rep. 3, 2643 (2013).
  13. Uppada, V., Bhaduri, S., Noronha, S. B. Cofactor regeneration – an important aspect of biocatalysis. Curr. Sci. India. 106 (7), 946-957 (2014).
  14. Fu, N., Peiris, P., Markham, J., Bavor, J. A novel co-culture process with Zymomonas mobilis and Pichia stipitis for efficient ethanol production on glucose/xylose mixtures. Enzyme Microb. Technol. 45 (3), 210-217 (2009).
  15. Chen, H. -. Y., Guan, Y. -. X., Yao, S. -. J. A novel two-species whole-cell immobilization system composed of marine-derived fungi and its application in wastewater treatment. J. Chem. Technol. Biotechnol. 89 (11), 1733-1740 (2014).
  16. Gao, H., et al. Repeated production of L-xylulose by an immobilized whole-cell biocatalyst harboring L-arabinitol dehydrogenase coupled with an NAD+ regeneration system. Biochem. Eng. J. 96, 23-28 (2015).
  17. Beerens, K., Desmet, T., Soetaert, W. Enzymes for the biocatalytic production of rare sugars. J Ind Microbiol Biotechnol. 39 (6), 823-834 (2012).
  18. Poonperm, W., Takata, G., Izumori, K. Polyol conversion specificity of Bacillus pallidus. Biosci., Biotechnol., Biochem. 72 (1), 231-235 (2008).
  19. Leviiz, G., Zehner, L., Saunders, J., Beedle, J. Sugar substitutes: their energy values, bulk characteristics and potential health benefits. Am. J. Clin. Nutr. 62 (5), 1161S-1168S (1995).
  20. Zhang, Y. -. W., Tiwari, M. K., Jeya, M., Lee, J. -. K. Covalent immobilization of recombinant Rhizobium etli CFN42 xylitol dehydrogenase onto modified silica nanoparticles. Appl Microbiol Bioechnol. 90 (2), 499-507 (2011).
  21. Aarnikunnas, J. S., Pihlajaniemi, A., Palva, A., Leisola, M., Nyyssölä, A. Cloning and expression of a Xylitol-4-Dehydrogenase gene from Pantoea ananatis. Appl. Environ. Microbiol. 72 (1), 368-377 (2006).
  22. Doten, R. C., Mortlock, R. P. Production of D- and L-Xylulose by mutants of Klebsiella pneumoniae and Erwinia uredovora. Appl. Environ. Microbiol. 49 (1), 158-162 (1985).
  23. Khan, A. R., Tokunaga, H., Yoshida, K., Izumori, K. Conversion of Xylitol to L-Xylulose by Alcaligenes sp. 701B-cells. J. Ferment. Bioeng. 72 (6), 488-490 (1991).
  24. Poonperm, W., Takata, G., Morimoto, K., Granström, T. B., Izumori, K. Production of L-xylulose from xylitol by a newly isolated strain of Bacillus pallidus Y25 and characterization of its relevant enzyme xylitol dehydrogenase. Enzyme Microb. Technol. 40 (5), 1206-1212 (2007).
  25. Takata, G., Poonperm, W., Morimoto, K., Izumori, K. Cloning and overexpression of the xylitol dehydrogenase gene from Bacillus pallidus and its application to L-xylulose production. Biosci., Biotechnol., Biochem. 74 (9), 1807-1813 (2010).
  26. Usvalampi, A., Kiviharju, K., Leisola, M., Nyyssölä, A. Factors affecting the production of L-xylulose by resting cells of recombinant Escherichia coli. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 36 (10), 1323-1330 (2009).
  27. Rizzi, M., Harwart, K., Bui-Thananh, N. -. A., Dellweg, H. A kinetic study of the NAD+-Xylitol-Dehydrogenase from the yeast Pichia stipitis. J. Ferment. Bioeng. 67 (1), 25-30 (1989).
  28. Pail, M., et al. The metabolic role and evolution of L-arabinitol 4-dehydrogenase of Hypocrea jecorina. Eur. J. Biochem. 271 (10), 1864-1872 (2004).
  29. Tiwari, M. K., et al. pH-rate profiles of L-arabinitol 4-dehydrogenase from Hypocrea jecorina and its application in L-xylulose production. Bioorg. Med. Chem. Lett. 24 (1), 173-176 (2014).
  30. Gao, H., et al. Role of surface residue 184 in the catalytic activity of NADH oxidase from Streptococcus pyogenes. Appl. Microbiol. Biotechnol. 98 (16), 7081-7088 (2014).
  31. Gao, H., Tiwari, M. K., Kang, Y. C., Lee, J. -. K. Characterization of H2O-forming NADH oxidase from Streptococcus pyogenes and its application in L-rare sugar production. Bioorg. Med. Chem. Lett. 22 (5), 1931-1935 (2012).
  32. Roy, I., Gupta, M. N. Hydrolysis of starch by a mixture of glucoamylase and pullulanase entrapped individually in calcium alginate beads. Enzyme Microb. Technol. 34 (1), 26-32 (2004).
  33. Gombotz, W. R., Wee, S. F. Protein release from alginate matrices. Adv Drug Deliv Rev. 31 (3), 267-285 (1998).
  34. Smrdel, P., Bogataj, M., Mrhar, A. The influence of selected parameters on the size and shape of alginate beads prepared by ionotropic Gelation. Sci Pharm. 76 (1), 77-89 (2008).
  35. Idris, A., Wahidin, S. Effect of sodium alginate concentration, bead diameter, initial pH and temperature on lactic acid production from pineapple waste using immobilized Lactobacillus delbrueckii. Process Biochem. 41 (5), 1117-1123 (2006).
  36. Lee, K. Y., Mooney, D. J. Alginate: properties and biomedical applications. Prog. Polym. Sci. 37 (1), 106-126 (2012).
  37. Chen, X. -. H., Wang, X. -. T., et al. Immobilization of Acetobacter sp. CCTCC M209061 for efficient asymmetric reduction of ketones and biocatalyst recycling. Microb. Cell Fact. 11 (1), 119-131 (2012).
  38. Yadav, V. G., et al. The future of metabolic engineering and synthetic biology: Towards a systematic practice. Metab. Eng. 14 (3), 233-241 (2012).
  39. Demain, A. L. From natural products discovery to commercialization: a success story. J Ind Microbiol Biotechnol. 33 (7), 486-495 (2006).
  40. Baneyx, F., Mujacic, M. Recombinant protein folding and misfolding in Escherichia coli. Nature Biotechnol. 22 (11), 1399-1408 (2004).
  41. De Marco, A., Deuerling, E., Mogk, A., Tomoyasu, T., Bukau, B. Chaperone-based procedure to increase yields of soluble recombinant proteins produced in E. coli. BMC Biotechnol. 7, 32-40 (2007).
  42. Terpe, K. Overview of bacterial expression systems for heterologous protein production: from molecular and biochemical fundamentals to commercial systems. Appl. Microbiol. Biotechnol. 72 (2), 211-222 (2006).
  43. Alper, H., Fischer, C., Neviogt, E., Stephanopoulos, G. Tuning genetic control through promoter engineering. PNAS. 103 (8), 12678-12683 (2006).
  44. Salis, H. M., Mirsky, E. A., Voigt, C. A. Automated design of synthetic ribosome binding sites to control protein expression. Nat. Biotechnol. 27 (10), 946-950 (2009).
  45. Riaz, Q. U., Masud, T. Recent trends and applications of encapsulating materials for probiotic stability. Crit Rev Food Sci Nutr. 53 (3), 231-244 (2013).
  46. Hossain, G. S., Li, J., et al. One-step biosynthesis of α-keto-γ-methylthiobutyric acid from L-methionine by an Escherichia coli whole-cell biocatalyst expressing an engineered L-amino acid deaminase from Proteus vulgaris. PloS one. 9 (12), e114291 (2014).
  47. Bhushan, B., Pal, A., Jain, V. Improved enzyme catalytic characteristics upon glutaraldehyde cross-linking of alginate entrapped xylanase Isolated from Aspergillus flavus MTCC 9390. Enzyme Res. (218704), (2015).
  48. Chen, R. Bacterial expression systems for recombinant protein production: E. coli and beyond. Biotech Adv. 30 (5), 1102-1107 (2012).
  49. Truppo, M. D., Hughes, G. Development of an improved immobilized CAL-B for the enzymatic resolution of a key intermediate to odanacatib. Org. Process Res. Dev. 15 (5), 1033-1035 (2011).
  50. Twala, B. V., Sewell, B. T., Jordaan, J. Immobilisation and characterisation of biocatalytic co-factor recycling enzymes, glucose dehydrogenase and NADH oxidase, on aldehyde functional ReSyn polymer microspheres. Enzyme Microb. Technol. 50 (6-7), 331-336 (2012).
  51. Wang, X. -. T., et al. Biocatalytic anti-Prelog stereoselective reduction of ethyl acetoacetate catalyzed by whole cells of Acetobacter sp. CCTCC M209061. J. Biotechnol. 163 (3), 292-300 (2013).
  52. Rios-Solis, L., et al. Modelling and optimisation of the one-pot, multi-enzymatic synthesis of chiral amino-alcohols based on microscale kinetic parameter determination. Chem. Eng. Sci. 122, 360-372 (2015).
  53. Wang, B., Barahona, M., Buck, M. A modular cell-based biosensor using engineered genetic logic circuits to detect and integrate multiple environmental signals. Biosens Bioelectron. 40 (1), 368-376 (2013).
  54. Saratale, R. G., Saratale, G. D., Kalyani, D. C., Chang, J. S., Govindwar, S. P. Enhanced decolorization and biodegradation of textile azo dye Scarlet R by using developed microbial consortium-GR. Bioresour. Technol. 100 (9), 2493-2500 (2009).
  55. Malik, A. Metal bioremediation through growing cells. Environ. Int. 30 (2), 261-278 (2004).
  56. Bazot, S., Lebeau, T. Effect of immobilization of a bacterial consortium on diuron dissipation and community dynamics. Bioresour. Technol. 100 (18), 4257-4261 (2009).
  57. Brethauer, S., Studer, M. H. Consolidated bioprocessing of lignocellulose by a microbial consortium. Energy Environ Sci. 7 (4), 1446 (2014).
  58. Malusá, E., Sas-Paszt, L., Ciesielska, J. Technologies for beneficial microorganisms inocula used as biofertilizers. Sci World J. 2012 (491206), (2012).
  59. Brune, K. D., Bayer, T. S. Engineering microbial consortia to enhance biomining and bioremediation. Front Microbiol. 3 (203), (2012).
check_url/kr/53944?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Gao, H., Khera, E., Lee, J., Wen, F. Immobilization of Multi-biocatalysts in Alginate Beads for Cofactor Regeneration and Improved Reusability. J. Vis. Exp. (110), e53944, doi:10.3791/53944 (2016).

View Video