Summary

Sviluppo di un modello di fegato Fibrotic etanolo-indotta in zebrafish per studiare progenitrici cellulo-mediata epatociti Rigenerazione

Published: May 13, 2016
doi:

Summary

Sustained fibrosis with deposition of excessive extracellular matrix proteins leads to cirrhosis. Alcohol abuse is one of the main causes of severe liver disease. We established an ethanol-induced zebrafish fibrotic liver model to study the mechanisms and strategies of promoting hepatocyte regeneration upon alcohol-induced injury.

Abstract

Sustained liver fibrosis with continuation of extracellular matrix (ECM) protein build-up results in the loss of cellular competency of the liver, leading to cirrhosis with hepatocellular dysfunction. Among multiple hepatic insults, alcohol abuse can lead to significant health problems including liver failure and hepatocellular carcinoma. Nonetheless, the identity of endogenous cellular sources that regenerate hepatocytes in response to alcohol has not been properly investigated. Moreover, few studies have effectively modeled hepatocyte regeneration upon alcohol-induced injury. We recently reported on establishing an ethanol (EtOH)-induced fibrotic liver model in zebrafish in which hepatic progenitor cells (HPCs) gave rise to hepatocytes upon near-complete hepatocyte loss in the presence of fibrogenic stimulus. Furthermore, through chemical screens using this model, we identified multiple small molecules that enhance hepatocyte regeneration. Here we describe in detail the procedures to develop an EtOH-induced fibrotic liver model and to perform chemical screens using this model in zebrafish. This protocol will be a critical tool to delineate the molecular and cellular mechanisms of how hepatocyte regenerates in the fibrotic liver. Furthermore, these methods will facilitate potential discovery of novel therapeutic strategies for chronic liver disease in vivo.

Introduction

Nonostante la notevole capacità di rigenerazione degli epatociti 1, che sono il principale tipo di cellule parenchimali del fegato, insufficienza epatica cronica altera questa capacità, portando a cellule progenitrici epatiche (HPC) -dipendente rigenerazione 2.

Danni al fegato cronica è derivato principalmente da abuso di alcool, cronica da virus dell'epatite C (HCV) 3 e steatosi epatica non alcolica (NAFLD) 4. Si porta a fibrosi epatica sostenuta, che è associato con l'accumulo di matrice extracellulare (ECM) proteine. Accumulo ECM Persistendo distorce architettura epatica intatta formando un tessuto cicatriziale fibroso 5, successivamente, con conseguente cirrosi con alta morbilità e mortalità. Molti tentativi sono stati fatti per mitigare la risposta fibrotica soprattutto concentrandosi su inibendo citochine profibrogenic e miofibroblasti attivati ​​6. Quest'ultimo deriva principalmente dalle cellule stellate epatiche (HSC), le cellule non parenchimali epatiche principali responsabili della formazione della cicatrice fegato 4. Tuttavia, terapie rigenerative che stimolano fonti endogene cellulari tra cui HPC per rigenerare epatociti in presenza di insulti fibrogeniche sostenuti attendono ulteriori indagini.

Molti modelli sperimentali di fibrosi epatica sono stati descritti nei mammiferi. Iniezione ripetitiva di tetracloruro di carbonio (CCL 4) è stato ampiamente utilizzato per indurre la fibrosi epatica in murine e ratto modelli 7. In combinazione con una dieta ad alto contenuto di grassi (HF), l'alcol ha portato ad una sostanziale upregulation dell'espressione genica profibrogenic e fibrosi epatica 8. Mentre steatosi (accumulo di lipidi) risulta dall'esposizione alcol acuta, rende il fegato suscettibile di più grave danno epatico 9.

Il zebrafish, Danio rerio, è emerso come un prezioso sistema modello per lo studio dei vertebrati la rigenerazione. Anche sealtri vertebrati inferiori, come tritoni e Axolotl hanno una notevole capacità di rigenerazione, il pesce zebra ha vantaggi rispetto ad altri sistemi modello per quanto riguarda la manipolazione genetica e la visualizzazione strategie necessarie per manipolare i fattori di potenziale rigenerativo 10. Il pesce zebra rappresenta anche un modello vertebrato interessante per lo studio della malattia epatica alcolica (ALD) con la semplice aggiunta di etanolo (EtOH) per la loro acqua. L'esposizione acuta EtOH di zebrafish larvale e adulto causato steatosi epatica 11-13. Quando zebrafish adulto ha ricevuto l'esposizione prolungata EtOH, deposizione di collagene è stata osservata con up-regulation dei geni fibrosi correlati 14. Tuttavia, esiste la necessità di sviluppare modelli per studiare rigenerazione epatica in risposta ad EtOH come stimolo fibrogenico.

Recentemente, abbiamo sviluppato un modello di fegato fibrotico EtOH indotta in zebrafish 15. Abbiamo combinato un sistema di ablazione genetica specifica-epatociti con il trattamento EtOH in larvale e Adult zebrafish. Abbiamo generato due linee transgeniche, Tg (fabp10a: CFP-NTR) GT1 e Tg (fabp10a: mCherry-NTR) GT2, in cui E.coli nitroreduttasi (NTR) si fondono al ciano e proteina fluorescente mCherry, rispettivamente sotto il controllo dell'acido grasso specifico epatociti legame 10a proteine, fegato base (fabp10a) promotore. In questo sistema, NTR converte un metronidazolo profarmaco non tossico (MTZ) in un DNA inter-strand reticolante 16, inducendo la morte esplicita di epatociti. Utilizzando questo modello, abbiamo dimostrato che una popolazione di cellule epatiche, che sono sensibili alle segnalazione Notch, convertito in epatociti nella quasi totale assenza di epatociti e l'eccesso di ECM. Designiamo queste cellule come HPC. Inoltre, attraverso schermi chimici, abbiamo identificato piccoli attivatori molecola di segnalazione Wnt e inibitori di Notch che aumentano la rigenerazione degli epatociti nel fegato fibrotico. therefori, il nostro modello di fegato fibrotico in zebrafish rappresenta un eccellente sistema di screening chimico rispetto alla cultura- cellulare o sistema di screening dei mammiferi-based. Si tratta di un sistema in vivo con in termini di costi e benefici significativi di risparmio di tempo. Qui si descrivono le procedure dettagliate per la creazione di un modello di fegato fibrotico EtOH-indotta e per l'esecuzione di schermi chimici che utilizzano questo modello in zebrafish. Inoltre, le analisi tempo-corso sono stati effettuati per studiare come epatociti rigenerazione avviene nel fegato fibrotico. Questo protocollo fornirà uno strumento prezioso per studiare i meccanismi e le strategie per potenziare la rigenerazione degli epatociti nel fegato fibrotico.

Protocol

Zebrafish sono state sollevate e cresciuto utilizzando un protocollo standard che soddisfa i criteri del National Institutes of Health e approvati dal Georgia Institute of Technology Istituzionale cura degli animali e del Comitato uso. 1. preparazione di soluzioni Preparare acqua uovo 20 L (intercambiabile usato con 'media embrione') per mantenere embrionale zebrafish / larvale. Sciogliere 1,5 g CaSO 4 e 6 g oceano istante sale marino in 250 ml di acqua distillata. Versare in una da…

Representative Results

La figura 1 mostra lo sviluppo di un modello di fegato fibrotico EtOH indotta in zebrafish larvale. Per ottimizzare un protocollo per esporre le larve zebrafish di EtOH, in primo luogo abbiamo valutato la tossicità EtOH. 2,5 giorni post-fecondazione (DPF) larve sono stati esposti a concentrazioni EtOH 1%, 1,5%, o del 2% per 24 ore seguita da una 24 ore EtOH trattamento concomitante / MTZ. L'esposizione al 2% EtOH causato alto tasso di mortalità, mentre quasi tutte …

Discussion

Abbiamo osservato rigenerazione degli epatociti HPC-mediata nel fegato recupero EtOH / MTZ-trattati, suggerendo che anche in presenza di notevoli quantità di proteine ​​ECM compresi tipo fibrillare collagene, i HPCs conservano la loro competenza per rigenerare come epatociti. L'unico MTZ-trattamento non ha aumentato la deposizione di proteine ​​ECM in modo significativo, mentre il EtOH unico trattamento non ha indotto attivazione HPC 15. Utilizzando il trattamento EtOH / MTZ combinato, siamo stat…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto in parte da sovvenzioni dal GTEC (2.731.336 e 1.411.318), il NIH (K01DK081351), e la NSF (1.354.837) per CHS Ringraziamo Alem Giorgis per la lettura critica del manoscritto.

Materials

Calcium sulfate hemihydrate (CaSO4) Acros AC385355000
Magnesium sulfate (MgSO4) EMD MX0075
1,4-Piperazinediethanesulfonic acid (PIPES) Sigma-Aldrich P6757
Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N′,N′-tetraacetic acid (EGTA) Sigma-Aldrich E3889
Ethanol Sigma-Aldrich E7023 200 proof
Formaldehyde Fisher Scientific F79-500
Metronidazole (MTZ) Sigma-Aldrich M3761
1-phenyl-2-thiourea (PTU) Sigma-Aldrich P7629
3-amino benzoic acid ethyl ester (Tricaine) Sigma-Aldrich A5040
Phosphate-buffered saline (PBS) tablet Amresco E404 Dissolve one tablet with 100 ml distilled water
Dimethyl sulfoxide (DMSO) Sigma-Aldrich D2438
Bovine serum albumin Fisher Scientific BP1600
Triton X-100 Fisher Scientific BP151
Low-melting agarose  Amresco BP165
Stem Cell Signaling Compound Library Selleck Chemicals L2100 10mM stock in DMSO
ActiProbe-1K Library Timtec ActiProbe-1K 10mM stock in DMSO
SB 415286 Selleck Chemicals S2729 Dissolve with DMSO to 10mM
CHIR-99021 Selleck Chemicals S2924 Dissolve with DMSO to 10mM
Anti-Collagen I antibody Abcam ab23730 Use at 1:100 for immunostaining, reacts with fish
AlexaFluor 647 Donkey anti-rabbit IgG (H+L) Molecular Probes A31573 Use at 1:200 for immunostaining
Mounting media (Vectorshield) Vector Laboratories H-1400
100 mm petri dish VWR 25384-088
24-well plate VWR 10062-896
Forceps Fine Science Tools 11255-20 Dumont #55
Glass slide VWR 48312-003 75×25 mm
Cover glass VWR 48366-045 18 mm
Plastic wrap Fisher Scientific 22305654
Aluminum foil Fisher Scientific 1213100
Kimwipes Kimberly-Clark 34155
Vibrotome Leica VT1000 S
Stereo microscope Leica M80
Epifluoresent microscope Leica M205 FA
Confocol microscope Zeiss LSM700

References

  1. Michalopoulos, G. K. Liver regeneration. J Cell Physiol. 213 (2), 286-300 (2007).
  2. Duncan, A. W., Dorrell, C., Grompe, M. Stem cells and liver regeneration. Gastroenterology. 137 (2), 466-481 (2009).
  3. Shepard, C. W., Finelli, L., Alter, M. J. Global epidemiology of hepatitis C virus infection. Lancet Infect Dis. 5 (9), 558-567 (2005).
  4. Hernandez-Gea, V., Friedman, S. L. Pathogenesis of liver fibrosis. Annu Rev Pathol. 6, 425-456 (2011).
  5. Bataller, R., Brenner, D. A. Liver fibrosis. J Clin Invest. 115 (2), 209-218 (2005).
  6. Kisseleva, T., Brenner, D. A. Anti-fibrogenic strategies and the regression of fibrosis. Best Pract Res Clin Gastroenterol. 25 (2), 305-317 (2011).
  7. Constandinou, C., Henderson, N., Iredale, J. P. Modeling liver fibrosis in rodents. Methods Mol Med. 117, 237-250 (2005).
  8. Gabele, E., et al. A new model of interactive effects of alcohol and high-fat diet on hepatic fibrosis. Alcohol Clin Exp Res. 35 (7), 1361-1367 (2011).
  9. Lieber, C. S. Alcoholic fatty liver: its pathogenesis and mechanism of progression to inflammation and fibrosis. Alcohol. 34 (1), 9-19 (2004).
  10. Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nat Rev Genet. 11 (10), 710-722 (2010).
  11. Jang, Z. H., et al. Metabolic profiling of an alcoholic fatty liver in zebrafish (Danio rerio). Mol Biosyst. 8 (7), 2001-2009 (2012).
  12. Passeri, M. J., Cinaroglu, A., Gao, C., Sadler, K. C. Hepatic steatosis in response to acute alcohol exposure in zebrafish requires sterol regulatory element binding protein activation. Hepatology. 49 (2), 443-452 (2009).
  13. Yin, C., Evason, K. J., Maher, J. J., Stainier, D. Y. The basic helix-loop-helix transcription factor, heart and neural crest derivatives expressed transcript 2, marks hepatic stellate cells in zebrafish: analysis of stellate cell entry into the developing liver. Hepatology. 56 (5), 1958-1970 (2012).
  14. Lin, J. N., et al. Development of an animal model for alcoholic liver disease in zebrafish. Zebrafish. 12 (4), 271-280 (2015).
  15. Huang, M., et al. Antagonistic interaction between Wnt and Notch activity modulates the regenerative capacity of a zebrafish fibrotic liver model. Hepatology. 60 (5), 1753-1766 (2014).
  16. Curado, S., Stainier, D. Y., Anderson, R. M. Nitroreductase-mediated cell/tissue ablation in zebrafish: a spatially and temporally controlled ablation method with applications in developmental and regeneration studies. Nat Protoc. 3 (6), 948-954 (2008).
  17. Parsons, M. J., et al. Notch-responsive cells initiate the secondary transition in larval zebrafish pancreas. Mech Dev. 126 (10), 898-912 (2009).
  18. Baker, K., Warren, K. S., Yellen, G., Fishman, M. C. Defective ‘pacemaker’ current (Ih) in a zebrafish mutant with a slow heart rate. Proc Natl Acad Sci U S A. 94 (9), 4554-4559 (1997).
  19. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: an introduction. J Vis Exp. (69), e4196 (2012).
  20. Gupta, T., Mullins, M. C. Dissection of organs from the adult zebrafish. J Vis Exp. (37), (2010).
  21. Paku, S., Schnur, J., Nagy, P., Thorgeirsson, S. S. Origin and structural evolution of the early proliferating oval cells in rat liver. Am J Pathol. 158 (4), 1313-1323 (2001).
  22. Turner, R., et al. Human hepatic stem cell and maturational liver lineage biology. Hepatology. 53 (3), 1035-1045 (2011).
  23. Kodama, Y., Hijikata, M., Kageyama, R., Shimotohno, K., Chiba, T. The role of notch signaling in the development of intrahepatic bile ducts. Gastroenterology. 127 (6), 1775-1786 (2004).
  24. Ryback, R., Percarpio, B., Vitale, J. Equilibration and metabolism of ethanol in the goldfish. Nature. 222 (5198), 1068-1070 (1969).
  25. Mathias, J. R., Saxena, M. T., Mumm, J. S. Advances in zebrafish chemical screening technologies. Future Med Chem. 4 (14), 1811-1822 (2012).
  26. Chen, C. H., Durand, E., Wang, J., Zon, L. I., Poss, K. D. zebraflash transgenic lines for in vivo bioluminescence imaging of stem cells and regeneration in adult zebrafish. Development. 140 (24), 4988-4997 (2013).
  27. Westhoff, J. H., et al. Development of an automated imaging pipeline for the analysis of the zebrafish larval kidney. PLoS One. 8 (12), e82137 (2013).
  28. Perlman, Z. E., et al. Multidimensional drug profiling by automated microscopy. Science. 306 (5699), 1194-1198 (2004).
  29. Chu, J., Sadler, K. C. New school in liver development: lessons from zebrafish. Hepatology. 50 (5), 1656-1663 (2009).
  30. Choi, T. Y., Ninov, N., Stainier, D. Y., Shin, D. Extensive conversion of hepatic biliary epithelial cells to hepatocytes after near total loss of hepatocytes in zebrafish. Gastroenterology. 146 (3), 776-788 (2014).
  31. He, J., Lu, H., Zou, Q., Luo, L. Regeneration of liver after extreme hepatocyte loss occurs mainly via biliary transdifferentiation in zebrafish. Gastroenterology. 146 (3), 789-800 (2014).
  32. Yao, Y., et al. Fine structure, enzyme histochemistry, and immunohistochemistry of liver in zebrafish. Anat Rec (Hoboken). 295 (4), 567-576 (2012).
  33. Yovchev, M. I., Xue, Y., Shafritz, D. A., Locker, J., Oertel, M. Repopulation of the fibrotic/cirrhotic rat liver by transplanted hepatic stem/progenitor cells and mature hepatocytes. Hepatology. 59 (1), 284-295 (2014).
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Cite This Article
Huang, M., Xu, J., Shin, C. H. Development of an Ethanol-induced Fibrotic Liver Model in Zebrafish to Study Progenitor Cell-mediated Hepatocyte Regeneration. J. Vis. Exp. (111), e54002, doi:10.3791/54002 (2016).

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