Summary

Эхокардиографические подходы и протоколы для Всеобъемлющего Фенотипическая характеристика клапанной болезни сердца у мышей

Published: February 14, 2017
doi:

Summary

This protocol provides a detailed description of the echocardiographic approach for comprehensive phenotyping of heart and heart valve function in mice.

Abstract

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in rodents, with detailed descriptions of the appropriate methods for anesthesia, the echocardiographic windows used, the imaging planes and probe orientations for image acquisition, the methods for data analysis, and the limitations of emerging technologies for the evaluation of cardiac and valvular function. Importantly, we also highlight several future areas of research in cardiac and heart valve imaging that may be leveraged to gain insights into the pathogenesis of valve disease in preclinical animal models. We propose that using a systematic approach to evaluating cardiac and heart valve function in mice can result in more robust and reproducible data, as well as facilitate the discovery of previously underappreciated phenotypes in genetically-altered and/or physiologically-stressed mice.

Introduction

Старение связано с прогрессивное увеличение сердечно – сосудистой кальцификации 1. Гемодинамически значимый стеноз аортального клапана влияет на 3% населения в возрасте старше 65 лет 2, а у пациентов с умеренной даже аортальный стеноз клапана (пиковой скорости 3-4 м / с) имеют 5 – летнюю выживаемость менее 40% в бессобытийная 3. В настоящее время не существует эффективных методов лечения , чтобы замедлить прогрессирование кальцификации клапана аорты, и хирургическая замена аортального клапана является единственным доступным средством для лечения стеноза аортального клапана расширенный 4.

Исследования , направленные на получение более глубокое понимание механизмов , которые способствуют возникновению и прогрессированию кальцификации клапана аорты являются ключевым первым шагом на пути к фармакологическим и нехирургических методов для управления аортальный стеноз клапана 5, 6. генетическийLY-измененные мыши , сыграли важную роль в развитии нашего понимания механизмов , которые способствуют различным заболеваниям , и в настоящее время выходят на передний план механистических исследований , направленных на понимание биологии аортального клапана стеноз 6, 7, 8. В отличие от других сердечно – сосудистых заболеваний , таких как атеросклероз и сердечная недостаточность, где стандартные протоколы для оценки сосудистой и желудочковой функции являются по большей части хорошо налаженной-то особые проблемы , связанные с фенотипа в естественных условиях функции клапанов сердца у мышей. В то время как недавние обзоры обеспечили тщательные обсуждения относительно преимуществ и недостатков многочисленных изображений и инвазивных методов , используемых для оценки функции клапана у грызунов 9, 10, 11, на сегодняшний день мы не знаем о публикации , которая обеспечивает Compreнюю, шаг за шагом протокол для функции фенотипирования клапанов сердца у мышей.

Цель этой рукописи, чтобы описать методы и протоколы для фенотип функции клапана сердца у мышей. Все методы и процедуры были утверждены Институциональный уходу и использованию животных комитета по Мейо. Основные компоненты этого протокола включают глубину анестезии, оценку функции сердца и оценку функции клапанов сердца. Мы надеемся, что этот отчет будет служить не только для руководства исследователей, заинтересованных в проведении исследований в области заболевания клапанов сердца, но и начать национального и международного диалога в области стандартизации протокола для обеспечения воспроизводимости данных и обоснованность в этой быстро развивающейся области. Важно отметить, что успешное визуализация с использованием ультразвуковых систем высокого разрешения требует практических знаний о принципах сонография (и терминологии, обычно используемых в сонография), понимание фундаментального Принципале сердечной физиологии, а также значительный опыт работы с сонография, чтобы обеспечить точную и эффективный по времени оценки сердечной функции у грызунов.

Protocol

1. Подготовка материалов и оборудования (таблица 1 и рисунок 1) Включите ультразвуковой машины. Введите идентификатор животного, дату и время (для серийных экспериментов с изображениями) и другую соответствующую информацию. С помощью ультразвукового преобразователя высокоч?…

Representative Results

Примеры изображений, которые обычно полученные из сердца ультразвуковых изображений животных включены в рукописи. Иллюстрация размещения датчика на груди животного предоставляется, чтобы дать читателю ясное понимание того, где расположен датчик для получения изоб?…

Discussion

Индукция анестезии

Правильная индукция и поддержание анестезии имеет решающее значение для точной оценки изменений сердечного клапана и функции сердца у мышей. Учитывая быстрое индукции анестезии, вызванное изофлуран и относительно длительного вымывания вре?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by NIH grants HL111121 (JDM) and TR000954 (JDM).

Materials

High resolution ultrasound machine VisualSonics, Fujifilm Vevo 2100 
Isoflurane diffuser (capable of delivering 1 % to 1.5 % isoflurane mixed with 1 L/min 100% O2 VisualSonics, Fujifilm N/A
Transducers for small mice (550D) or larger mice (400) MicroScan, VisualSonics, Fujifilm MS 550D, MS 400
Animal platform VisualSonics, Fujifilm 11503
Advanced physiological monitoring unit VisualSonics, Fujifilm N/A
Isoflurane Terrell NDC 66794-019-10
Nose cone and tubing connected to isoflurane diffuser and 100% O2 Custom Engineered in-house
Hair razor Andis Super AGR+ vet pack clipper AD65340
Ultrasound gel Parker Laboratories REF 01-08
Electrode gel  Parker Laboratories REF 15-25
Adhesive tapes Fisher Laboratories 1590120B
Paper towels

References

  1. Ngo, D. T., et al. Determinants of occurrence of aortic sclerosis in an aging population. JACC Cardiovasc Imaging. 2, 919-927 (2009).
  2. Nkomo, V. T. Epidemiology and prevention of valvular heart diseases and infective endocarditis in Africa. Heart. 93, 1510-1519 (2007).
  3. Amato, M. C., Moffa, P. J., Werner, K. E., Ramires, J. A. Treatment decision in asymptomatic aortic valve stenosis: role of exercise testing. Heart. 86, 381-386 (2001).
  4. Bonow, R. O., et al. Focused update incorporated into the ACC/AHA 2006 guidelines for the management of patients with valvular heart disease: a report of the American College of Cardiology/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines (Writing Committee to Revise the 1998 Guidelines for the Management of Patients With Valvular Heart Disease): endorsed by the Society of Cardiovascular Anesthesiologists, Society for Cardiovascular Angiography and Interventions, and Society of Thoracic Surgeons. Circulation. 118, e523-e661 (2008).
  5. Yutzey, K. E., et al. Calcific aortic valve disease: a consensus summary from the Alliance of Investigators on Calcific Aortic Valve Disease. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34, 2387-2393 (2014).
  6. Rajamannan, N. M. Calcific aortic valve disease: cellular origins of valve calcification. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31, 2777-2778 (2011).
  7. Weiss, R. M., Miller, J. D., Heistad, D. D. Fibrocalcific aortic valve disease: opportunity to understand disease mechanisms using mouse models. Circ Res. 113, 209-222 (2013).
  8. Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. Animal models of calcific aortic valve disease. Int J Inflam. 2011, 364310 (2011).
  9. Miller, J. D., Weiss, R. M., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis: methods, models, and mechanisms. Circ Res. 108, 1392-1412 (2011).
  10. Ram, R., Mickelsen, D. M., Theodoropoulos, C., Blaxall, B. C. New approaches in small animal echocardiography: imaging the sounds of silence. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301, H1765-H1780 (2011).
  11. Moran, A. M., Keane, J. F., Colan, S. D. Influence of pressure and volume load on growth of aortic annulus and left ventricle in patients with critical aortic stenosis. J Am Coll Cardiol. 37, 471a (2001).
  12. Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).
  13. Baumgartner, H., et al. Echocardiographic assessment of valve stenosis: EAE/ASE recommendations for clinical practice. J Am Soc Echocardiogr. 22, 1-23 (2009).
  14. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 16, 233-270 (2015).
  15. Devereux, R. B., Reichek, N. Echocardiographic determination of left ventricular mass in man. Anatomic validation of the method. Circulation. 55, 613-618 (1977).
  16. Ommen, S. R., et al. Clinical utility of Doppler echocardiography and tissue Doppler imaging in the estimation of left ventricular filling pressures: A comparative simultaneous Doppler-catheterization study. Circulation. 102, 1788-1794 (2000).
  17. Tei, C., et al. New index of combined systolic and diastolic myocardial performance: a simple and reproducible measure of cardiac function–a study in normals and dilated cardiomyopathy. J Cardiol. 26, 357-366 (1995).
  18. Koshizuka, R., et al. Longitudinal strain impairment as a marker of the progression of heart failure with preserved ejection fraction in a rat model. J Am Soc Echocardiogr. 26, 316-323 (2013).
  19. Ishizu, T., et al. Left ventricular strain and transmural distribution of structural remodeling in hypertensive heart disease. Hypertension. 63, 500-506 (2014).
  20. Yamada, S., et al. Induced pluripotent stem cell intervention rescues ventricular wall motion disparity, achieving biological cardiac resynchronization post-infarction. J Physiol. 591, 4335-4349 (2013).
  21. Andrews, T. G., Lindsey, M. L., Lange, R. A., Aune, G. J. Cardiac Assessment in Pediatric Mice: Strain Analysis as a Diagnostic Measurement. Echocardiography. 31, 375-384 (2014).
  22. Ferferieva, V., et al. Assessment of strain and strain rate by two-dimensional speckle tracking in mice: comparison with tissue Doppler echocardiography and conductance catheter measurements. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 14, 765-773 (2013).
  23. Fine, N. M., et al. Left and right ventricular strain and strain rate measurement in normal adults using velocity vector imaging: an assessment of reference values and intersystem agreement. Int J Cardiovasc Imaging. 29, 571-580 (2013).
  24. Pernot, M., Fujikura, K., Fung-Kee-Fung, S. D., Konofagou, E. E. ECG-gated, mechanical and electromechanical wave imaging of cardiovascular tissues in vivo. Ultrasound Med Biol. 33, 1075-1085 (2007).
  25. Liu, J. H., Jeng, G. S., Wu, T. K., Li, P. C. ECG triggering and gating for ultrasonic small animal imaging. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 53, 1590-1596 (2006).
  26. Monin, J. L., et al. Low-gradient aortic stenosis: operative risk stratification and predictors for long-term outcome: a multicenter study using dobutamine stress hemodynamics. Circulation. , 319-324 (2003).
check_url/54110?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Casaclang-Verzosa, G., Enriquez-Sarano, M., Villaraga, H. R., Miller, J. D. Echocardiographic Approaches and Protocols for Comprehensive Phenotypic Characterization of Valvular Heart Disease in Mice. J. Vis. Exp. (120), e54110, doi:10.3791/54110 (2017).

View Video