Summary

Design og brug af en Low Cost, Automated Morbidostat for Adaptive Evolution Bacteria Under antibiotikum Drug Selection

Published: September 27, 2016
doi:

Summary

We describe a low cost, configurable morbidostat that enables the characterization of antibiotic drug resistance by dynamically adjusting the drug concentration. The device can be integrated with a multiplexed microfluidic platform. The approach can be scaled up for laboratory antibiotic drug resistance studies.

Abstract

Vi beskriver en lav pris, kan konfigureres morbidostat til karakterisering den evolutionære vej for antibiotikaresistens. Den morbidostat er en bakteriekultur enhed, der kontinuerligt overvåger bakterievækst og dynamisk justerer lægemiddelkoncentrationen til konstant at udfordre bakterier, som de udvikler sig til at erhverve resistens. Enheden er udstyret med en arbejdsvolumen på ~ 10 ml og er fuldt automatiseret og udstyret med måling optisk tæthed og mikro-pumper til medium og drug delivery. For at validere platformen, vi målte den trinvise overtagelse af trimethoprim modstand i Escherichia coli MG 1655, og integreret enhed med en multiplex mikrofluid platform til at undersøge celle morfologi og antibiotisk modtagelighed. Tilgangen kan være op-skaleret til laboratorieundersøgelser af antibiotikaresistens narkotika, og er udskydelige for adaptive evolution til strain forbedringer i metabolic engineering og andre bakterielle kultur eksperimenter.

Introduction

Siden indførelsen af den første antibiotikum lægemiddel penicillin, har mikrobiel antibiotikaresistens udviklet sig til en globalt sundhedsproblem 1. Selv om overtagelsen af antibiotikaresistens kan efterfølgende undersøges in vivo, er betingelserne for disse eksperimenter ofte ikke kontrolleres gennem hele evolution 2. Alternativt kan adaptiv laboratorium evolution afslører molekylær evolution af en given mikroorganisme under miljømæssige belastninger eller selektionspres fra et antibiotikum stof 3. For nylig har mange velkontrollerede evolutionære eksperimenter af antibiotikaresistens stof belyst fremkomsten af ​​antibiotikaresistens stof. For eksempel, Austin gruppe demonstrerede hurtige fremkomst i en ordentligt manipuleret mikrofluid compartmented miljø 4. Den nyligt udviklede morbidostat inducerer systematiske mutationer under narkotika selektionspres 5,6. Den morbidostat, et mikrobielt selection enhed, der kontinuerligt justerer antibiotikum koncentration for at opretholde en næsten konstant befolkning, er et stort fremskridt fra udsving test, der anvendes i mikrobiologi 7,8. I udsving test, er et antibiotikum lægemiddel injiceret i høj koncentration, og de overlevende mutanter screenes og talt. I stedet mikrober i en morbidostat konstant udfordret og erhverve flere mutationer.

Den morbidostat fungerer på samme måde som kemostat, en kultur anordning opfundet af Novick og Szliard i 1950, der holder en konstant befolkning ved kontinuerligt at levere næringsstoffer, samtidig fortynde den mikrobielle population 9. Siden introduktionen har kemostat været fremført og forbedret. Aktuelle mikrofluide kemostater har nået nanoliter og encellede kapacitet. Imidlertid er disse indretninger er uegnede til adaptive evolution eksperimenter, som kræver en stor cellepopulation med mange mutationsbegivenheder 10,11. For nylig, mini-kemostater med arbejder mængder ~ 10 ml er også blevet udviklet til at udfylde hullet mellem liter skala bioreaktorer og mikrofluid chemostaten 12,13.

Her præsenterer vi udformning og anvendelse af en billig, automatiseret morbidostat for et antibiotikum resistens undersøgelse. Den foreslåede modul kan anvendes i en rysteinkubator i en mikrobiologiske laboratorium med minimalt behov hardware. Open source firmware er også let skræddersys til specifikke anvendelser af adaptiv evolution, såsom metabolic engineering 3. Endelig er det morbidostat integreret i en multiplex mikrofluid platform for antibiotika resistensbestemmelse 14.

Protocol

1. Montering og foretage forudgående prøvning af Morbidostat Device Samling af Morbidostat Punch 3 huller på hætten af ​​hætteglasset kultur med en 18 G kanyle. Skær tre stykker polyethylenrør ~ 7 cm i længden. Sæt disse tre stykker polyethylen slange på hætten. Brug tape til at vikle kanten af ​​hætten til at tjene som støbt til polydimethylsiloxan (PDMS) blanding. Bland 5 g af en komponent og 0,5 g B-komponenten af ​​PDMS i en 150 ml plastbeholder ved omrøring ma…

Representative Results

Den ovenfor beskrevne morbidostat er skematiseret i figur 1. De fælles morbidostat drift, herunder eksperimentel evolution, antibiotisk følsomhed test og cellemorfologi kontrol, blev valideret i et E. coli MG1655 kultur udsat for trimethoprim (TMP), et udbredt antibiotisk lægemiddel 5,6. TMP inducerer meget karakteristiske trinvise stigninger i lægemiddelresistens, og mutationerne er grupperet omkring dihydrofolatreduktase (DHFR) -gen. Derfor TMP …

Discussion

En lav-fodaftryk morbidostat enhed lavpris komponenter demonstreres. Stigningerne i resistens niveau registreres af enheden er i overensstemmelse med de tidligere rapporter 5. Designet til evolutionære studier af resistens, enheden er potentielt anvendelig til mange andre eksperimenter. Først kan etableres en omfattende database af lægemiddelinducerede mutationer for et stort sæt af klinisk relevante antibiotika. For eksempel kan den evolutionære vej af multipel lægemiddelresistens studeres ved simpelth…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors would like to thank Prof. Sze-Bi Hsu and Ms. Zhenzhen for useful discussions and help in the theoretical analysis and numerical simulation. Y. T. Y. would like to acknowledge funding support from the Ministry of Science and Technology under grant numbers MOST 103-2220-E-007-026 and MOST 104-2220-E-007-011, and from the National Tsing Hua University under grant numbers 103N2042E1, 104N2042E1, and 105N518CE1.

Materials

Environmental Shaker Incubator BioSan ES-20
Arduino Leonardo board Arduino Leonardo
680 Ohm Carbon Resistor Digikey Bias resistor for LED
100k Ohm Carbon resistor Digikey Bias resistor for phototransistor
940 nm light emitting diode Bright LED Electronic BIR-BM13E4G-2 Optical density measurement
940 nm phototransistor Kodenshi  ST-2L2B Optical density measurement
Darlington pair IC Toshiba Mouser ULN2803APG  this IC drives micropumps and magnetic stirring unit
5V DC brushless fan  ADDA AD0405LX-G70 spec: 5V supply voltage and 80mA available www.jameco.com
Piezoelectric micropump CurieJet PS15I-FT-5L Pressure >3kPa  Flow rate >5 ml/min
Tygon 3350 Tuning Saint Gobain ABW00001 ID: 1/32" OD: 3/32" L:50' 
Magnetic Stir bar COWIE tapered shape dim: 10 mm x 4mm
Glass scintillation 20ml vial DGS Pyrex glass 28mm(dia.)x 61 mm(h)
Culture vial holder Custom made from Polyformaldehyde 
Silicone  Dow Corning Sylgald 184 used to seal the glass vial
Medium bottle VWR 66022-065
Difco M9 minimal salt 5x BD Medium
Cadamino Acid BD Medium
glucose Sigma
Agar Bateriological Oxoid for agar plate
Luria Bertani medium
Inverted microscope Leica Microsystems Leica DMI-LED used for microfluidic measurement Use X40 objective NA=0.55
Microscope Incubator Live Cell Instrument CU-109 used for microfluidic measurement
Solenoidal valves Pneumadyne S10MM-31-12-3 Normally open 1.3 Watt 12 Vdc
USB interface card Hobby Engineering USBIO24-R Digital I/O Module  for microfluidics measurement
Air compressor Rocker Scientific ROCKER 440 Pressure source for microfluidcs Max. Pressure 80 Psi
Male luer-lock fittings to 1/8" barb ValuePlastics.com MTLL230-1 used for microfluidic control
1/8" barb to 10-32 threaded port ValuePlastics.com B-1 used for microfluidic control
Female luer-lock fittings to 10-32 threaded port ValuePlastics.com KFTL-1 used for microfluidic control
NPN darlington transistor 500mA, 40V (2N6427) DigiKey.com 2N6427GOS-ND used for microfluidic control
10kOhm, carbon film resistor, 0.25W DigiKey.com P10KBACT-ND used for microfluidic control
Tantalum capacitor, 10uF, 25V, 10% DigiKey.com 478-1841-ND used for microfluidic control
Andor CCD camera Andor Zyla 4.2 Plus SCMOS used for microfluidic on chip imaging
ELISA plate reader
two component Silicone  Momentive RTV 615 used for microfluidic chip fabrication
SU-8 photoresist Micrchem SU8 2015 used for microfluidic chip fabrication
AZ4620 photoresist Clariant AZ 4620 used for microfluidic chip fabrication
Plasma cleaner Harrick Plasma PDC 32G used for microfluidic chip fabrication
20 Gauge Syringe Needle BD used for microfluidic chip fabrication
Labcycler Sensoquest Labcycler PCR 
DNA polymerase Toyobo KDO Plus PCR amplification
Trimethoprim Sigma
Plate reader Biotek Synergy H1 hybrid  antibiotic resistane measurement

References

  1. Levy, S. B., Marshall, B. Antibiotic resistance worldwide: causes, challenges, and responses. Nat. Med. 10, s122-s129 (2004).
  2. Wang, M. M., et al. Tracking the in vivo evolution of multidrug resistance in Staphylococus aureus by whole genome sequencing. Pro. Natl. Acad. Sci. 104, 9451 (2007).
  3. Dragosits, M., Mattanovich, D. Adaptive laboratory evolution – principles and applications for biotechnology. Microbial Cell Factory. 12, 64 (2013).
  4. Zhang, Q., et al. Acceleration of emergence of bacterial antibiotic resistance in connected microenvironment. Science. 333, 1764-1767 (2011).
  5. Toprak, E., Veres, A., Michel, J. B., Chait, R., Hartl, D. L., Kishony, R. Evolutionary paths to antibiotic resistance under dynamically sustained drug selection. Nature Genetics. 44, 101-106 (2012).
  6. Toprak, E., et al. Building a morbidostast: an automated continuous culture device for studying bacterial drug resistance under dynamically sustained drug inhibition. Nature Protocol. 8, 555-567 (2013).
  7. Rosenthal, A. Z., Elowitz, M. B. Following evolution of bacterial antibiotic resistance in real time. Nature Genetics. 44, 11-13 (2012).
  8. Young, K. In vitro antibacterial resistance selection and quantitation. Curr Protoc Pharmacol. , (2006).
  9. Novick, A., Szilard, L. Experiments with the Chemostat on spontaneous mutations of bacteria. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 36, 708-719 (1950).
  10. Balagadde, F. K., You, L., Hansen, C. L., Arnold, F. H., Quake, S. R. Long-term monitoring of bacteria undergoing programmed population control in a microchemostat. Science. 309, 137-140 (2005).
  11. Groisman, A., et al. A microfluidic chemostat for experiments with bacterial and yeast cells. Nat. Methods. 2, 685-689 (2005).
  12. Miller, A. W., Befort, C., Kerr, E. O., Dunham, M. J. Design and Use of Multiplexed Chemostat Arrays. J. Vis. Exp. (72), e50262 (2013).
  13. Takahashi, C. N., Miller, A. W., Ekness, F., Dunham, M. J., Klavins, E. A low cost, customizable turbidostat for use in synthetic circuit characterization. ACS Synthetic Biology. , (2015).
  14. Mohan, R., et al. A multiplexed microfluidic platform for rapid antibiotic susceptibility testing. Biosens Bioelectrons. 49, 118-125 (2013).
  15. Unger, M. A., Chou, H. P., Thorsen, T., Scherer, A., Quake, S. R. Monolithic microfabricated valves and pumps by multilayer soft lithography. Science. 288, 113-116 (2000).
  16. Kellogg, R. A., Gomez-Sjoberg, R., Leyrat, A. A., Tay, S. . Nat. Protocols. 9, 1713 (2014).
  17. Gu, G. Y., Lee, Y. W., Chiang, C. C., Yang, Y. T. A nanoliter microfluidic serial dilution bioreactor. Biomicrofluidics. 9, 044126 (2015).
  18. Gonzalez, R. C., Woods, R. E., Eddins, S. L. . Digital image using Matlab processing. , (2004).
  19. Heikkila, E., Sundstrom, L., Huovinen, P. Trimethoprim resistance in Escherichia coli isolates from a geriatric unit. Antimicrob. Agents Chemother. 34, 2013-2015 (1990).
  20. Flensburg, J., Skold, O. Massive overproduction of dihydrofolate reductase in bacteria as a response to the use of trimethoprim. Eur. J. Biochem. 162, 473-476 (1987).
  21. Ohmae, E., Sasaki, Y., Gekko, K. Effects of five-tryptophan mutations on structure, stability and function of Escherichia coli dihydrofolate reductase. J. Biochem. 130, 439-447 (2001).
  22. Smith, D. R., Calvo, J. M. Nucleotide sequence of dihydrofolate reductase genes from trimethoprim-resistant mutants of Escherichia coli. Evidence that dihydrofolate reductase interacts with another essential gene product. Mol. Gen. Genet. 187, 72-78 (1982).
  23. Okumus, B., Yildiz, S., Toprak, E. Fluidic and microfluidic tools for quantitative systems biology. Curr Opin Biotech. 25, 30-38 (2014).
  24. Cho, J., et al. A rapid antimicrobial susceptibility test based on single-cell morphological analysis. Sci. Transl. Med. 17, 267 (2014).
  25. Hsu, S. B., Waltman, P. E. Analysis of a model of two competitors in a chemostat with an external inhibitor. SIAM J. Applied Math. , 528-540 (1992).
  26. Fu, W., et al. Maximizing biomass productivity and cell density of Chlorella vulgaris by using light-emitting diode-based photobioreactor. J. Biotech. 161, 242-249 (2012).
  27. Peabody, V. G. L., Winkler, J., Kao, K. C. Tools for developing tolerance to toxic chemicals in microbial systems and perspectives on moving the field forward and into the industrial setting. Curr Opin in Chem Eng. 6, 9-17 (2014).
check_url/kr/54426?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Liu, P. C., Lee, Y. T., Wang, C. Y., Yang, Y. Design and Use of a Low Cost, Automated Morbidostat for Adaptive Evolution of Bacteria Under Antibiotic Drug Selection. J. Vis. Exp. (115), e54426, doi:10.3791/54426 (2016).

View Video