Creazione di addominali aderenze nei topi

Summary

Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Abstract

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or intraabdominal infection. The precise mechanisms underlying adhesion formation are poorly understood. Many compounds and physical barriers have been tested for their ability to prevent adhesions after surgery with varying levels of success. The mouse and rat are important models for the study of abdominal adhesions. Several different techniques for the creation of adhesions in the mouse and rat exist in the literature. Here we describe a protocol utilizing abrasion of the cecum with sandpaper and sutures placed in the right abdominal sidewall. The mouse is anesthetized and the abdomen is prepped. A midline laparotomy is created and the cecum is identified. Sandpaper is used to gently abrade the surface of the cecum. Next, several figure-of-eight sutures are placed into the peritoneum of the right abdominal sidewall. The abdominal cavity is irrigated, a small amount of starch is applied, and the incision is closed. We have found that this technique produces the most consistent adhesions with the lowest mortality rate.

Introduction

aderenze addominali sono una forma di tessuto cicatriziale che si formano nell'addome in risposta all'infiammazione, di solito dopo un intervento chirurgico o infezioni intra-addominale. Le adesioni sono una delle principali cause di dolore addominale cronico ed infertilità, e sono la causa più comune di piccola occlusione intestinale ^1. La presenza di aderenze fa eseguire una seconda operazione addominale più difficile e aumenta la probabilità di complicazioni ^2.

Nonostante anni di ricerca, i meccanismi alla base della formazione di aderenze sono ancora poco chiare. E 'noto che una lesione iniziale alla superficie peritoneale provoca un essudazione di liquido ricco di fibrina, che quindi forma un coagulo che lega le superfici di intestino e la parete addominale insieme ^3. Successivamente, fibroblasti e altre cellule migrano nello spazio adesivo e secernono tessuto connettivo ^4. Nel corso di mesi o anni l'adesione matura attraverso lo sviluppo di vasi sanguigni e nervi <sup> 5.

Diversi prodotti commerciali esistono che sono progettati per ridurre la formazione di aderenze dopo l'intervento chirurgico addominale (ad esempio, Seprafilm). Tutti questi prodotti agiscono come barriere meccaniche e interrompere la formazione di aderenze impedendo il contatto fisico tra anse intestinali e ^6,7 parete addominale. Nonostante le prove da uno studio controllato che una barriera adesione chirurgica riduce la formazione di aderenze ^8, molti chirurghi anecdotally sono stati delusi con l'efficacia dei prodotti barriera meccanica.

Attualmente non ci sono terapie anti-adesione a base di droga, che riflette il fatto che i processi precisi coinvolti nella formazione di aderenze sono poco conosciuti. Lo sviluppo di una terapia che si rivolge specificamente agenti cellulari o molecolari coinvolti nella formazione di aderenze richiederà una migliore comprensione degli eventi che sono coinvolti nella formazione di adesione. Diversi gruppos hanno identificato percorsi molecolari che possono essere importanti per la formazione di aderenze ^9-11. Modelli animali forniscono un ambiente eccellente per studiare la formazione di aderenze. Molti studi sono stati pubblicati che descrive la creazione chirurgica di adesione in molti animali, soprattutto il ratto e nel topo ^6,12-14. Data la nostra esperienza con lo studio della fibrosi nel topo e l'ampia disponibilità di topi transgenici e gli anticorpi di topo-based, abbiamo scelto il topo come modello per lo studio di adesioni. Qui, si segnala la tecnica che abbiamo sviluppato per creare riproducibile e affidabile aderenze addominali nel topo.

Protocol

Il seguente protocollo è stato approvato dal Comitato Istituzionale Stanford University cura degli animali e Usa (IACUC) e soddisfa tutte le linee guida etiche istituzionali per quanto riguarda l'uso di animali di ricerca. 1. Creazione di addominali aderenze Avviare il mouse sulla dieta chow antibiotico una settimana prima della procedura. Autoclave gli strumenti chirurgici e pre-caldo la soluzione di irrigazione salina. Anestetizzare il mouse utilizzando …

Representative Results

A sette giorni dopo l'intervento, il cieco e, eventualmente, colon ascendente, il fegato, e loop di piccolo intestino dovrebbe essere aderente alla parete addominale lato destro. (Figura 8) tessuto asportato può essere integrato e sezionato e produrrà ottimi vetrini istologici. (Figura 11, 12) Quando la procedura viene eseguita correttamente, il 100% dei topi dovrebbe avere adesion…

Discussion

I passaggi critici di questa procedura sono: accuratamente abrasione cieco senza provocare la perforazione, suture nella parete laterale addominale, e applicando la giusta quantità di amido. applica carta vetrata Solo al cieco, o per una piccola porzione specifica dell'intestino. Ampio uso di carta vetrata su grandi quantità di piccolo intestino tende a causare una significativa ileo. Fare attenzione a raschiare il cieco con forza sufficiente che la superficie diventa ruvida, ma non così tanto che le lacrime a mu…

Materials

Fisherbrand Absorbent Underpads, 20" x 24"	Fisher Scientific	14-206-62
Polylined Sterile Field, 18" x 24"	Busse Hospital Disposables	696	Cut a rectangular hole of the appropriate size
Isothesia isoflurane	Henry Schein	050033
Fisherbrand Sterile cotton gauze pad, 4" x 4"	Fisher Scientific	22-415-469
Puralube petrolatum ophthalmic ointment, 1/8 oz. tube	Dechra Veterinary Products	NDC 17033-211-38
Nair depilatory cream	Church & Dwight Co.	22339-05
Buprenex buprenorphine  0.3 mg/mL	Reckitt Benckiser Pharmaceuticals Inc.	NDC 12496-0757-5
1 cc insulin syringe, 27G	Becton  Dickinson	329412
Povidone Iodine Prep Solution	Medline	MDS093944H
Webcol alcohol prep swabs	Covidien	6818
General-Purpose Labarotory Labeling tape	VWR	89097-912
BioGel PI surgical gloves	Mölnlycke Health Care	ALA42675Z
Micro Forceps with teeth	Roboz	RS-5150
Fine scissors- sharp	Fine Science Tools	14060-09
Straight serrated forceps	Fine Science Tools	11050-10
Castro-Viejo needle driver	Fine Science Tools	12565-14
100 grit 1/4 sheet sandpaper	ACE Hardware	1010446	Cut into strips
4-0 silk suture, 30", SH needle	Ethicon	K831
7-0 PDS II absorbable monofilament suture, 30", BV-1 needle	Ethicon	Z135	Usually comes double-armed. Cut the suture at the midway point to generate two usable sutures.
Rice starch	MP Biomedicals	102955
0.9% Sodium Chloride Irrigation	Baxter	BHL2F7121	Warm to 37° C prior to use
10 mL syringe	Becton Dickinson	309604
6-0 Vicryl absorbable braided suture, 18", RB-1 taper needle	Ethicon	J212H
6-0 Ethilon nylon monofilament  suture, 18", P-3 needle,	Ethicon	1698G
Tegaderm Transparent Film Dressing Frame Style, 6 cm x 7 cm	3M	1624W	Cut in half lengthwise